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Articolo metodologico

Trapianto ortotopico di tumori al seno come modelli preclinici per il cancro al seno

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⸱

DOI:

10.3791/61173

⸱

18 maggio 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular and Cellular Biology, Baylor College of Medicine, 2Lester and Sue Smith Breast Center, Baylor College of Medicine, 3Dan L. Duncan Cancer Center, Baylor College of Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

I modelli di xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) e i modelli murini trapiantabili geneticamente modificati ricapitolano fedelmente la malattia umana e sono modelli preferiti per la ricerca di base e traslazionale sul cancro al seno. Qui, viene descritto un metodo per trapiantare ortotopicamente frammenti di tumore al seno nel cuscinetto di grasso mammario per studiare la biologia del tumore e valutare la risposta al farmaco.

Abstract

I modelli preclinici che ricapitolano fedelmente l'eterogeneità del tumore e la risposta terapeutica sono fondamentali per la ricerca traslazionale sul cancro al seno. Le linee cellulari immortalizzate sono facili da coltivare e modificare geneticamente per studiare i meccanismi molecolari, ma la pressione selettiva della coltura cellulare spesso porta ad alterazioni genetiche ed epigenetiche nel tempo. I modelli di xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) ricapitolano fedelmente l'eterogeneità e la risposta al farmaco dei tumori al seno umani. I modelli PDX mostrano una latenza relativamente breve dopo il trapianto ortotopico che facilita lo studio della biologia del tumore al seno e della risposta ai farmaci. I modelli murini geneticamente modificati trapiantabili consentono lo studio dell'immunità del tumore al seno. L'attuale protocollo descrive il metodo per trapiantare ortotopicamente frammenti di tumore al seno nel cuscinetto di grasso mammario seguito da trattamenti farmacologici. Questi modelli preclinici forniscono approcci preziosi per studiare la biologia del tumore al seno, la risposta ai farmaci, la scoperta di biomarcatori e i meccanismi di resistenza ai farmaci.

Introduzione

La maggior parte dei decessi per cancro al seno può essere attribuita a malattie ricorrenti resistenti alle terapie convenzionali1,2. L'eterogeneità inter- e intra-tumorale dei tumori al seno contribuisce alla resistenza alla terapia. Inoltre, l'eterogeneità del tumore può compromettere una prognosi accurata e sfidare la gestione della malattia3,4. L'identificazione di biomarcatori predittivi di risposta migliorerà significativamente gli esiti clinici delle pazienti con cancro al seno. Anche se la maggior parte dei tipi di cancro al seno sono tumori immunologicamente "freddi" che probabilmente non rispondono all'immunoterapia, gli inibitori del checkpoint immunitario hanno mostrato risultati promettenti negli studi clinici2,5. Ad esempio, uno studio di fase III ha mostrato un miglioramento della sopravvivenza libera da malattia (DFS) e prove preliminari che atezolizumab (anticorpo monoclonale contro PD-L1) combinato con nab-paclitaxel può fornire un beneficio di sopravvivenza globale rispetto a nab-paclitaxel da solo nei tumori con colorazione PD-L1 ≥1%6. Lo sviluppo di terapie che sensibilizzano i tumori al seno all'immunoterapia rivoluzionerà i regimi di trattamento.

I modelli preclinici che ricapitolano fedelmente l'eterogeneità del cancro al seno umano e la risposta ai farmaci sono fondamentali per studiare la biologia del tumore e identificare potenziali biomarcatori per la terapia mirata. Le linee cellulari immortalizzate sono ampiamente utilizzate per la ricerca sul cancro al seno poiché queste linee cellulari sono facili da coltivare e modificano geneticamente per studiare i meccanismi molecolari. Tuttavia, a causa della pressione selettiva della coltura cellulare a lungo termine in vitro, la deriva genetica può verificarsi nel tempo e le linee cellulari del cancro al seno possono portare alterazioni genomiche specifiche della linea cellulare che sono distinte dalle aberrazioni nei tumori mammari primari7,8,9.

I blocchi tumorali derivati dallo xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) sono in grado di ricapitolare l'eterogeneità della malattia umana e sono istologicamente e immunoistochimicamente simili al tumore di origine10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. È importante sottolineare che i modelli PDX sono fenotipicamente stabili in più trapianti, come evidenziato dall'istologia, dal trascrittoma, dal proteoma e dall'analisi genomica10,11, 12,13, 14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. I modelli PDX mostrano risposte al trattamento paragonabili a quelle osservate clinicamente10,11, 12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29. Sono stati stabiliti modelli PDXper il recettore degli estrogeni positivo (ER +), il recettore del progesterone positivo (PR+),il fattore di crescita epidermico2positivo (ERBB2 +, HER2+)e il carcinoma mammario triplo negativo (TNBC) I modelli PDX e forniscono un'eccellente piattaforma per testare terapie endocrine, chemio e mirate. Tuttavia, un avvertimento principale dei modelli PDX al momento è la mancanza di un sistema immunitario funzionale nel topo.

I modelli murini geneticamente modificati (GEMM), come i modelli di sovraespressione Omozigoti Trp53 null, cMyc, Wnt1, PyMT o Her2, consentono lo studio dell'inizio spontaneo del tumore, della progressione e delle metastasi nel contesto di un sistema immunitario intatto. Tuttavia, la latenza tumorale è lunga, il che rende difficile condurre studi preclinici con più bracci30,31. Tuttavia, GEMM può essere trapiantato in ospiti singenici per generare un numero sufficiente di tumori che ricapitolano strettamente i tumori umani32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45, 46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Ad esempio, l'epitelio mammario di un topo BALB/c p53-null è stato trapiantato nei cuscinetti adiposi eliminati di topi riceventi wild-type singenici per formare tumori primari, che possono essere ulteriormente trapiantati in ospiti singenici56,57. I tumori p53-null ricapitolati diversi sottotipi di tumori umani.

La combinazione di modelli PDX e GEMM trapiantabile fornisce preziosi strumenti preclinici per studiare la biologia del tumore al seno, la risposta ai farmaci e l'immunità antitumorale. Nel protocollo attuale, viene descritto un metodo di trapianto ortotopico di frammenti tumorali PDX e GEMM nel cuscinetto di grasso mammario del topo. Questi modelli sono suscettibili di passaggi seriali e di solito mantengono un fenotipo stabile. Per mitigare il rischio di deriva genetica o perdita di eterogeneità tra i passaggi nel tempo, più frammenti di tessuto vengono crioconservati ad ogni passaggio per il successivo trapianto nel caso in cui si osservino cambiamenti biologici o morfologici nel tempo29,58.

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Protocollo

Tutti i protocolli che utilizzano animali sono stati rivisti e approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). I frammenti tumorali, di circa 1-2 mm3, provengono da stock validamente congelati ottenuti dallo xenotrapianto derivato dal paziente e dal nucleo dei modelli avanzati in vivo presso il Baylor College of Medicine.

1. Preparazione di frammenti di tumore mammario crioconservati per il trapianto

  1. Trasferire la crioviale con frammenti tumorali dall'azoto liquido a un bagno d'acqua a 37 °C.
  2. Agitare il crioviale con un occasionale tocco delicato durante lo scongelamento.
  3. Dopo che il tessuto è stato scongelato, togliere il crioviale dal bagno d'acqua e mescolare con una delicata inversione.
  4. Asciugare l'esterno della crioviale e spruzzare con etanolo al 70%. Trasferiscilo su una cappa di biosicurezza.
  5. Trasferire i tessuti tumorali scongelati in un tubo conico da 15 ml riempito con 10 ml di mezzo Eagle modificato (DMEM) di Dulbecco freddo. Mescolare bene invertendo il tubo. Lasciare che i frammenti di tessuto si depositino sul fondo del tubo.
  6. Aspirare il surnatante e ricandidare in 10 ml di DMEM freddo. Mescolare bene invertendo il tubo. Lasciare che i frammenti di tessuto si depositino sul fondo del tubo.
  7. Aspirare il surnatante e ricandidare in 10 ml di DMEM freddo. Posizionare il tubo sul ghiaccio.
    NOTA: Il tessuto è pronto per il trapianto.

2. Raccolta e preparazione del tumore mammario fresco per il trapianto

  1. Eutanasia del topo portatore di tumore al seno.
    NOTA: l'ospite PDX può essere scid / beige, NSG o NRG topi femmina mentre nello studio attuale vengono utilizzati topi Balb / c di età compresa tra 3 e 5 settimane.
  2. Spruzzare la regione tumorale del topo eutanasizzato con il 70% di etanolo.
    NOTA: Cercare di evitare i capelli con il campione tumorale che potrebbe causare la contaminazione di frammenti tumorali per crioconservazione o trapianto.
  3. Con una pinza seghettata per pizzicare e sollevare la pelle che circonda il tumore, utilizzare le forbici per fare una breve incisione.
  4. Separare il tumore dalla pelle con le forbici per sezionare l'intero tumore dal topo ospite. Tagliare qualsiasi tessuto di grasso di topo rimanente dalla superficie esterna del tumore. Posizionare il tumore in un tubo conico da 15 ml riempito con 5 ml di DMEM freddo.
    NOTA: Utilizzare tumori ad una dimensione massima di 1 cm di diametro poiché è probabile che i tumori più grandi contengano nuclei necrotici.
  5. In una cappa di biosicurezza, trasferire il tumore sezionato in una capsula di Petri sterile di 10 cm contenente abbastanza DMEM per prevenire l'essiccazione.
  6. Tagliare il tumore in 1 mm3 frammenti con bisturi o lama in condizioni asettiche.
    NOTA: Il bisturi o la lama devono essere esposti sotto i raggi UV nella cappa di biosicurezza per almeno 20 minuti prima dell'uso.
  7. Trasferire i frammenti tumorali in un tubo conico da 15 ml riempito con DMEM freddo. Posizionare il tubo sul ghiaccio.
    NOTA: Il tessuto è pronto per il trapianto. I frammenti tumorali sezionati dallo step 2.4 possono essere, 1) congelati in azoto liquido per l'estrazione di proteine e RNA/DNA, 2) fissati con analisi paraformaldeide (PFA) al 4% o formalina tamponata neutra al 10% (NBF) per ematossilina ed eosina (H&E) e immunoistochimica (IHC), oppure 3) crioconservati in mezzo di congelamento da 1,25 mL (10% dimetilsolfossido [DMSO], 40% DMEM e 50% siero bovino fetale [FBS]) mediante congelamento lento in un congelatore a -80 °C durante la notte e quindi trasferimento in azoto liquido per la conservazione a lungo termine.

3. Preparare l'animale per la chirurgia

  1. Per la gestione del dolore animale, iniettare per via sottocutanea buprenorfina a rilascio prolungato 60 minuti prima dell'intervento chirurgico alla dose di 1 mg / kg o seguire la guida dell'istituzione per 72 ore di copertura analgesica.
  2. Impostare la suite chirurgica secondo le linee guida istituzionali per gli interventi chirurgici asettici.
  3. Anestetizzare una femmina di 4 settimane in una camera di induzione della macchina per anestesia isoflurano alla velocità di ~ 11,25 ml / h. Trasferire il mouse nell'area della procedura, sulla scheda chirurgica sterile (gomma siliconica), dove riceverà l'anestesia attraverso una piccola maschera facciale. Metti il mouse sulla schiena e attacca le gambe nelle loro posizioni naturali.
    NOTA: SCID / Beige, NSG o NRG sono utilizzati per PDX e Balb / c viene utilizzato per i modelli di trapianto GEMM.
  4. Applicare unguento oftalmico agli occhi per prevenire la secchezza.
  5. Confermare il livello appropriato di sedazione con il pizzico della dita dei dita.
    NOTA: Nessuna risposta/movimento dell'animale indica che l'animale è sufficientemente anestetizzato e pronto per l'intervento chirurgico.
  6. Rasare il topo sull'addome inferiore, in particolare la regione intorno al quarto capezzolo dove avrà luogo l'intervento chirurgico.
  7. Utilizzando un movimento circolare e iniziando al centro del sito chirurgico, lavorare verso i bordi esterni con scrub chirurgico povidone-iodio, seguito dalla rimozione di povidone-iodio con un tampone di etanolo isopropilico al 70%. Ripeti altre due volte.

4. Trapianto di frammenti tumorali nel quarto cuscinetto di grasso mammario (inguinale)

  1. Utilizzare un drappo chirurgico sterile per coprire il corpo dell'animale tranne il sito di incisione.
    NOTA: Confermare il livello appropriato di sedazione con il pizzico della dita prima di effettuare l'incisione.
  2. Usando una pinza seghettata pizzicare e sollevare la pelle al capezzolo #4.
  3. Con il lato smussato verso il basso, usa le forbici per fare un'incisione parasagittale corta (circa 1 cm), dal capezzolo #4 verso la testa.
  4. Utilizzando un applicatore con punta di cotone, separare la pelle dal peritoneo sul lato mediale dell'incisione.
  5. Mentre si tiene premuto il lato laterale dell'incisione, sbucciare delicatamente il cuscinetto di grasso mammario #4 dalla pelle usando lo stesso tampone.
  6. Una volta separato il cuscinetto di grasso, fissare la pelle con un ago da 27 G vicino al corpo dell'animale.
  7. Se è sperimentalmente necessario eliminare il cuscinetto adiposo dell'epitelio mammario endogeno del topo, eseguire i seguenti passaggi.
    1. Usando la pinna seghettata, estendere delicatamente il cuscinetto di grasso lontano dal corpo e localizzare il linfonodo inguinale, che si trova sotto i punti di intersezione dei vasi principali nella ghiandola (vicino a dove la pinna terrà la ghiandola).
    2. Cauterizzare con cura i vasi mediali al linfonodo e il grasso che unisce il quarto e il quinto cuscinetto di grasso che forma un'area triangolare.
      NOTA: spegnere temporaneamente la sorgente di ossigeno per questo passaggio.
    3. Usando le forbici da microssazione, tagliare ogni vaso cauterizzato uno alla volta (per garantire che non ci sia sanguinamento dopo ogni taglio) fino a quando la sezione del cuscinetto di grasso che contiene il linfonodo non viene rimossa.
    4. Scartare il tessuto del cuscinetto adiposo "cancellato".
  8. Tenere il quarto cuscinetto di grasso mammario usando una pinffa di separazione smussata. Con l'altra mano, inserire la punta chiusa della pinna fine angolata nel mezzo del cuscinetto di grasso sopra il vaso rimanente e vicino alla parete del peritoneo. Apri lentamente la pinp per creare una piccola tasca. Rimuovere la pinffa fine angolata dal cuscinetto grasso.
  9. Usando la pinciglia fine angolata, prendi un pezzo di frammento di tumore e inseriscilo nella tasca.
  10. Aprire lentamente le punte della pince per rilasciare il frammento tumorale nella tasca del cuscinetto di grasso.
  11. Prelevare con attenzione la pinciglia fine angolata.
    NOTA: Guarda la tasca per confermare che il frammento tumorale rimane nella tasca del cuscinetto di grasso mammario quando ritiri la pinci. I tumori possono essere impiantati in entrambi i cuscinetti di grasso controlaterale quando è necessario un eccesso di tessuto tumorale per esperimenti o banche. Gli animali con trapianti a doppia faccia non sono raccomandati per gli studi di trattamento a causa di interazioni note tra tumori controlaterali. In alternativa, un dispositivo trocar potrebbe essere utilizzato per il processo di impianto.
  12. Partendo dalla base dell'incisione, raccogliere la pelle su ciascun lato utilizzando l'artiglio e la pinze seghettate. Unire i due lati e sollevare leggermente per preparare la pelle per l'applicazione della clip per ferite. Srotolare i bordi dell'incisione con la pinza ad artiglio e pizzicare i bordi insieme per formare una superficie continua nella parte superiore.
  13. Tenendo i due lati insieme con una pinica seghettata, utilizzare l'applicatore di clip per ferite per posizionare una clip per ferita al centro dell'incisione. Se necessario, applicare l'adesivo tissutale alle estremità dell'incisione per tenerle chiuse e fissate.
  14. Metti l'animale in una gabbia pulita che si trova su una superficie riscaldante. Monitorare il sanguinamento, i segni di deiscenza e il dolore durante il periodo post-chirurgico. L'animale dovrebbe alzarsi e muoversi in pochi minuti dopo l'intervento chirurgico.
  15. Prestare molta attenzione al sito di incisione e alla salute generale degli animali per almeno 3 giorni dopo l'intervento chirurgico. Seguire le linee guida istituzionali per la gestione del dolore.
  16. Pulire gli strumenti chirurgici per 10 s in uno sterilizzatore di perle di vetro prima di continuare con il successivo trapianto. Attendere che gli strumenti si raffreddino prima dell'uso.
  17. Ripetere i passaggi 4.1-4.15 fino a quando tutti i topi sono trapiantati.
    NOTA: L'integrazione di estrogeni è necessaria per i tumori ER+, che possono essere forniti attraverso acqua o pellet a rilascio lento59.

5. Monitoraggio della crescita tumorale in risposta al trattamento farmacologico

NOTA: i tumori palpabili dei PDX trapiantabili stabiliti e dei tumori p53-null richiedono tra 2 settimane e 8 settimane per svilupparsi dopo l'intervento chirurgico, a seconda dei tassi di crescita intrinseca del tumore.

  1. Misurare i tumori in due dimensioni usando le pinze due volte a settimana. Calcola il volume usando la formula:
    Volume del tumore (mm3) = L2 x L/2
    dove W è la larghezza e L è la lunghezza del tumore.
  2. Iniziare il trattamento farmacologico quando il volume del tumore raggiunge 150-300 mm3.
    NOTA: A seconda delle proprietà dei farmaci, il gavage orale o l'iniezione intraperitoneale possono essere utilizzati per portare i farmaci.
  3. Raccogliere campioni di tumore ed eseguire la colorazione IHC60,l'isolamento di proteine e RNA / DNA e la fenotipizzazione immunitaria61 per vari scopi. Raccogliere il sangue ed eseguire la fenotipizzazione immunitaria o utilizzarlo per studi farmacocinetici/farmacodinamici.

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Risultati

La Figura 1 mostra l'attrezzatura (Figura 1A) e le procedure chiave ( Figura1B) del trapianto ortotopico. La Figura 2 mostra la caratterizzazione di un tumore PDX trapiantato (MC1). Frammenti tumorali (1 mm3)del modello MC1 sono stati trapiantati nel cuscinetto di grasso n. 4 dei topi SCID / Beige. Un mese dopo, la dimensione ...

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Discussione

Per ridurre le variazioni nella crescita del tumore tra gli animali, è fondamentale tagliare il tessuto tumorale in 1 mm3 frammenti per il trapianto. I modelli che crescono i tessuti molli sono più difficili da lavorare e i frammenti tumorali devono essere tagliati leggermente più grandi (1-2 mm3). Quando si posiziona il tessuto nella tasca del cuscinetto di grasso mammario, fare attenzione a non dividere il tessuto in più pezzi in quanto ciò si tradurrà in più piccoli tumori o tumori di forma stran...

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Dichiarazioni

MTL è il fondatore di un socio accomandato in StemMed, Ltd. e fondatore e manager in StemMed Holdings, il suo socio accomandatario. MTL è fondatore e azionista di Tvardi Therapeutics, Inc. LED è un dipendente retribuito di StemMed, Ltd.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health (R37CA228304 e R01HL146642 a Xi Chen, CA148761 a Jeffrey M. Rosen), dal Dipartimento della Difesa degli Stati Uniti (W81XWH-19-1-0524 a Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 a Xiangdong Lv), dall'American Cancer Society (RSG-18-181-01-TBE a Xi Chen) e dal Cancer Prevention and Research Institute of Texas (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award a Xi Chen), il Patient-Derived Xenograft e Advanced In Vivo Models Core presso il Baylor College of Medicine (finanziamento da RP170691 CPRIT Core Facility Award e NCI-CA125123 P30 Cancer Center Support Grant).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1 mg/mL Buprenorfina-SRZooPharm (tramite veterinari BCM)Siringa sterile
da 26 GBD148232EScrub
sterile Betadine Fisher19-027132
Cotton SwabsVWR International Laboratory89031-272Sterile
DMEMFisherMT 10-013-CMSterile
Elettrico rasoioOster78005-050
Sterilizzatore di perle di vetro (Germinatore)Roboz Surgical StoreDS-401
Lubrificante unguento oftalmicoAkorn Animal Health17478-062-35
Micro Pinze da dissezione; Seghettato, angolare (pinza regolare)Roboz Surgical StoreRS-5139Sterile
Dissecting Spring Scissors (taglierina per cuscinetti adiposi)Roboz Surgical StoreRS-5658BT
Micro pinze sterili (pinze per il posizionamento dei tessuti)Roboz Surgical StoreRS-5069
Sterile Petri Dish Fisher08-757- 100D
Sterile Telo sterileSai Tecnologia di infusionePSS-SD1Forbici
per chirurgiaRoboz Surgical StoreRS-5960Pinze
per tessuti sterili (pinze ad artiglio)Roboz Surgical StoreRS-5158Applicatore di clip per
feriteBD Autoclip Wound System01-804Dispositivo di rimozione sterile
feriteBD Autoclip 01-804-15Sterile
Clip per feriteBD Autoclip Wound System01-804-5Sterile
Micro sterile sterili per clip per

Riferimenti

  1. Waks, A. G., Winer, E. P. Breast Cancer Treatment: A Review. JAMA. 321 (3), 288-300 (2019).
  2. Harbeck, N., et al. Breast cancer. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 66(2019).
  3. Harbeck, N., Salem, M., Nitz, U., Gluz, O., Liedtke, C. Personalized treatment of early-stage breast cancer: present concepts and future directions. Cancer Treatment Reviews. 36 (8), 584-594 (2010).
  4. Zardavas, D., Irrthum, A., Swanton, C., Piccart, M. Clinical management of breast cancer heterogeneity. Nature Reviews Clinical Oncology. 12 (7), 381(2015).
  5. Esteva, F. J., Hubbard-Lucey, V. M., Tang, J., Pusztai, L. Immunotherapy and targeted therapy combinations in metastatic breast cancer. The Lancet Oncology. 20 (3), e175-e186 (2019).
  6. Schmid, P., et al. Atezolizumab and nab-paclitaxel in advanced triple-negative breast cancer. New England Journal of Medicine. 379 (22), 2108-2121 (2018).
  7. Tsuji, K., et al. Breast cancer cell lines carry cell line-specific genomic alterations that are distinct from aberrations in breast cancer tissues: comparison of the CGH profiles between cancer cell lines and primary cancer tissues. BMC Cancer. 10 (1), 15(2010).
  8. Neve, R. M., et al. A collection of breast cancer cell lines for the study of functionally distinct cancer subtypes. Cancer Cell. 10 (6), 515-527 (2006).
  9. Clarke, R. Human breast cancer cell line xenografts as models of breast cancer-the immunobiologies of recipient mice and the characteristics of several tumorigenic cell lines. Breast Cancer Research and Treatment. 39 (1), 69-86 (1996).
  10. DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514(2011).
  11. Kuperwasser, C., et al. Reconstruction of functionally normal and malignant human breast tissues in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America of the United States of America. 101 (14), 4966-4971 (2004).
  12. Vaillant, F., et al. Targeting BCL-2 with the BH3 mimetic ABT-199 in estrogen receptor-positive breast cancer. Cancer Cell. 24 (1), 120-129 (2013).
  13. Li, S., et al. Endocrine-therapy-resistant ESR1 variants revealed by genomic characterization of breast-cancer-derived xenografts. Cell Reports. 4 (6), 1116-1130 (2013).
  14. DeRose, Y. S., et al. Patient-derived models of human breast cancer: protocols for in vitro and in vivo applications in tumor biology and translational medicine. Current Protocols in Pharmacology. 60 (1), 14.23.11-14.23.43 (2013).
  15. Al-Hajj, M., Wicha, M. S., Benito-Hernandez, A., Morrison, S. J., Clarke, M. F. Prospective identification of tumorigenic breast cancer cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (7), 3983-3988 (2003).
  16. Marangoni, E., et al. A new model of patient tumor-derived breast cancer xenografts for preclinical assays. Clinical Cancer Research. 13 (13), 3989-3998 (2007).
  17. Zhang, H., et al. Patient-derived xenografts of triple-negative breast cancer reproduce molecular features of patient tumors and respond to mTOR inhibition. Breast Cancer Research. 16 (2), R36(2014).
  18. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7 (2), 118(2007).
  19. Sheffield, L. G., Welsch, C. W. Transplantation of human breast epithelia to mammary-gland-free fat-pads of athymic nude mice: Influence of mammotrophic hormones on growth of breast epithelia. International Journal of Cancer. 41 (5), 713-719 (1988).
  20. Sebesteny, A., et al. Primary human breast carcinomas transplantable in the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 63 (6), 1331-1337 (1979).
  21. Sakakibara, T., et al. Growth and metastasis of surgical specimens of human breast carcinomas in SCID mice. The Cancer Journal from Scientific American. 2 (5), 291-300 (1996).
  22. Rae-Venter, B., Reid, L. M. Growth of human breast carcinomas in nude mice and subsequent establishment in tissue culture. Cancer Research. 40 (1), 95-100 (1980).
  23. Outzen, H., Custer, R. Brief communication: Growth of human normal and neoplastic mammary tissues in the cleared mammary fat pad of the nude mouse. Journal of the National Cancer Institute. 55 (6), 1461-1466 (1975).
  24. Noël, A., et al. Heterotransplantation of primary and established human tumour cells in nude mice. Anticancer Research. 15 (1), 1-7 (1995).
  25. Naundorf, H., Fichtner, I., Büttner, B., Frege, J. Establishment and characterization of a new human oestradiol-and progesterone-receptor-positive mammary carcinoma serially transplantable in nude mice. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 119 (1), 35-40 (1992).
  26. Murthy, M. S., Scanlon, E. F., Jelachich, M. L., Klipstein, S., Goldschmidt, R. A. Growth and metastasis of human breast cancers in athymic nude mice. Clinical and Experimental Metastasis. 13 (1), 3-15 (1995).
  27. Fichtner, I., Becker, M., Zeisig, R., Sommer, A. In vivo models for endocrine-dependent breast carcinomas: special considerations of clinical relevance. European Journal of Cancer. 40 (6), 845-851 (2004).
  28. Ding, L., et al. Genome remodelling in a basal-like breast cancer metastasis and xenograft. Nature. 464 (7291), 999(2010).
  29. Zhang, X., et al. A renewable tissue resource of phenotypically stable, biologically and ethnically diverse, patient-derived human breast cancer xenograft models. Cancer Research. 73 (15), 4885-4897 (2013).
  30. Borowsky, A. D. Choosing a mouse model: experimental biology in context-the utility and limitations of mouse models of breast cancer. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (9), a009670(2011).
  31. Caligiuri, I., Rizzolio, F., Boffo, S., Giordano, A., Toffoli, G. Critical choices for modeling breast cancer in transgenic mouse models. Journal of Cellular Physiology. 227 (8), 2988-2991 (2012).
  32. Backlund, M. G., et al. Impact of ionizing radiation and genetic background on mammary tumorigenesis in p53-deficient mice. Cancer Research. 61 (17), 6577-6582 (2001).
  33. Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052-1058 (2000).
  34. Hüsler, M. R., et al. Lactation-induced WAP-SV40 Tag transgene expression in C57BL/6J mice leads to mammary carcinoma. Transgenic Research. 7 (4), 253-263 (1998).
  35. Simin, K., et al. pRb inactivation in mammary cells reveals common mechanisms for tumor initiation and progression in divergent epithelia. PLoS Biology. 2 (2), e22(2004).
  36. Sandgren, E. P., et al. Inhibition of mammary gland involution is associated with transforming growth factor α but not c-myc-induced tumorigenesis in transgenic mice. Cancer Research. 55 (17), 3915-3927 (1995).
  37. Gallahan, D., et al. Expression of a truncated Int3 gene in developing secretory mammary epithelium specifically retards lobular differentiation resulting in tumorigenesis. Cancer Research. 56 (8), 1775-1785 (1996).
  38. Tsukamoto, A. S., Grosschedl, R., Guzman, R. C., Parslow, T., Varmus, H. E. Expression of the int-1 gene in transgenic mice is associated with mammary gland hyperplasia and adenocarcinomas in male and female mice. Cell. 55 (4), 619-625 (1988).
  39. Guy, C. T., Cardiff, R., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).
  40. Guy, C. T., et al. Expression of the neu protooncogene in the mammary epithelium of transgenic mice induces metastatic disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (22), 10578-10582 (1992).
  41. Xu, X., et al. Conditional mutation of Brca1 in mammary epithelial cells results in blunted ductal morphogenesis and tumour formation. Nature Genetics. 22 (1), 37(1999).
  42. Maroulakou, I. G., Anver, M., Garrett, L., Green, J. E. Prostate and mammary adenocarcinoma in transgenic mice carrying a rat C3 (1) simian virus 40 large tumor antigen fusion gene. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (23), 11236-11240 (1994).
  43. Yin, Y., et al. Characterization of medroxyprogesterone and DMBA-induced multilineage mammary tumors by gene expression profiling. Molecular Carcinogenesis. 44 (1), 42-50 (2005).
  44. Cressman, V. L., et al. Mammary tumor formation in p53-and BRCA1-deficient mice. Cell Growth and Differentiation-Publication American Association for Cancer Research. 10 (1), 1-10 (1999).
  45. Li, Z., et al. ETV6-NTRK3 fusion oncogene initiates breast cancer from committed mammary progenitors via activation of AP1 complex. Cancer Cell. 12 (6), 542-558 (2007).
  46. Pond, A. C., et al. Fibroblast growth factor receptor signaling dramatically accelerates tumorigenesis and enhances oncoprotein translation in the mouse mammary tumor virus-Wnt-1 mouse model of breast cancer. Cancer Research. 70 (12), 4868-4879 (2010).
  47. Sinn, E., et al. Coexpression of MMTV/v-Ha-ras and MMTV/c-myc genes in transgenic mice: synergistic action of oncogenes in vivo. Cell. 49 (4), 465-475 (1987).
  48. Muller, W. J., et al. The int-2 gene product acts as an epithelial growth factor in transgenic mice. The EMBO Journal. 9 (3), 907-913 (1990).
  49. Liu, S., et al. Expression of autotaxin and lysophosphatidic acid receptors increases mammary tumorigenesis, invasion, and metastases. Cancer Cell. 15 (6), 539-550 (2009).
  50. Torres-Arzayus, M. I., et al. High tumor incidence and activation of the PI3K/AKT pathway in transgenic mice define AIB1 as an oncogene. Cancer Cell. 6 (3), 263-274 (2004).
  51. Chan, S. R., et al. STAT1-deficient mice spontaneously develop estrogen receptor α-positive luminal mammary carcinomas. Breast Cancer Research. 14 (1), R16(2012).
  52. Jiang, Z., et al. Rb deletion in mouse mammary progenitors induces luminal-B or basal-like/EMT tumor subtypes depending on p53 status. The Journal of Clinical Investigation. 120 (9), 3296-3309 (2010).
  53. Adams, J. R., et al. Cooperation between Pik3ca and p53 mutations in mouse mammary tumor formation. Cancer Research. 71 (7), 2706-2717 (2011).
  54. Pei, X. H., et al. CDK inhibitor p18INK4c is a downstream target of GATA3 and restrains mammary luminal progenitor cell proliferation and tumorigenesis. Cancer Cell. 15 (5), 389-401 (2009).
  55. Bultman, S., et al. Characterization of mammary tumors from Brg1 heterozygous mice. Oncogene. 27 (4), 460(2008).
  56. Jerry, D., et al. A mammary-specific model demonstrates the role of the p53 tumor suppressor gene in tumor development. Oncogene. 19 (8), 1052(2000).
  57. Zhang, M., et al. Identification of tumor-initiating cells in a p53-null mouse model of breast cancer. Cancer Research. 68 (12), 4674-4682 (2008).
  58. Landis, M. D., Lehmann, B. D., Pietenpol, J. A., Chang, J. C. Patient-derived breast tumor xenografts facilitating personalized cancer therapy. Breast Cancer Research. 15 (1), 201(2013).
  59. Zhang, X., Lewis, M. T. Establishment of Patient-Derived Xenograft (PDX) Models of Human Breast Cancer. Current Protocols in Mouse Biology. 3 (1), 21-29 (2013).
  60. Chi, V., Chandy, K. G. Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs. Journal of Visualized Experiments. (8), e308(2007).
  61. Zhao, N., et al. Pharmacological targeting of MYC-regulated IRE1/XBP1 pathway suppresses MYC-driven breast cancer. Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1283-1299 (2018).
  62. DeOme, K., Faulkin, L., Bern, H. A., Blair, P. B. Development of mammary tumors from hyperplastic alveolar nodules transplanted into gland-free mammary fat pads of female C3H mice. Cancer Research. 19 (5), 515(1959).

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