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Articolo metodologico

Lesioni neuronali mirate per la disconnessione non invasiva dei circuiti cerebrali

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DOI:

10.3791/61271

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27 settembre 2020

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1Department of Neuroscience, University of Virginia, 2Department of Radiology, Stanford University, 3Department of Neurology, University of Virginia, 4Global Internship Program, Focused Ultrasound Foundation, 5Department of Medicine, University of Virginia, 6Image Guided Therapy, 7Department of Neurosurgery, University of Virginia, 8Center for Brain, Immunology, and Glia, University of Virginia

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

L'obiettivo del protocollo è quello di fornire un metodo per produrre lesioni neuronali non invasive nel cervello. Il metodo utilizza l'ecografia focalizzata a risonanza magnetica (MRgFUS) per aprire la barriera del cervello del sangue in modo transitorio e focale, al fine di fornire una neurotossina circolante al parenchyma cerebrale.

Abstract

L'intervento chirurgico può essere molto efficace per il trattamento di alcuni tipi di malattie neurologiche medicalmente intrattabili. Questo approccio è particolarmente utile per i disturbi in cui i circuiti neuronali identificabili svolgono un ruolo chiave, come l'epilessia e i disturbi del movimento. Attualmente disponibili modalità chirurgiche, mentre efficace, generalmente comportano una procedura chirurgica invasiva, che può provocare lesioni chirurgiche ai tessuti non bersaglio. Di conseguenza, sarebbe utile ampliare la gamma di approcci chirurgici per includere una tecnica non invasiva e neurotossica.

Qui, viene presentato un metodo per la produzione focale, lesioni neuronali nel cervello in modo non invasivo. Questo approccio utilizza ultrasuoni focalizzati a bassa intensità insieme a microbolle endovenose per aprire transitoriamente e focalmente la barriera del cervello del sangue (BBB). Il periodo di apertura transitoria di BBB viene quindi sfruttato per fornire in modo focale una neurotossina somministrata sistemicamente in un'area cerebrale mirata. L'acido quinolinico neurotossina (QA) è normalmente impermeabile alla BBB ed è ben tollerato quando somministrato per via endovenosa o per via endovenosa. Tuttavia, Quando QA ottiene l'accesso diretto al tessuto cerebrale, è tossico per i neuroni. Questo metodo è stato utilizzato in ratti e topi per indirizzare specifiche regioni del cervello. Immediatamente dopo MRgFUS, l'apertura del BBB viene confermata utilizzando l'imaging ponderato T1 migliorato a contrasto. Dopo la procedura, L'imaging T2 mostra lesioni limitate all'area mirata del cervello e la perdita di neuroni nell'area mirata può essere confermata dopo la morte utilizzando tecniche sittologiche. In particolare, gli animali iniettati con salina piuttosto che QA dimostrano l'apertura del BBB, ma il punto non presenta lesioni o perdita neuronale. Questo metodo, chiamato preciso intracerebrale Chirurgia guidata non invasiva (PING) potrebbe fornire un approccio non invasivo per il trattamento di disturbi neurologici associati a disturbi nei circuiti neurali.

Introduzione

Lo scopo di questo metodo è quello di fornire un mezzo per produrre lesioni neuronali non invasive in una regione mirata del cervello. La logica per sviluppare un tale approccio è quello di scollegare i circuiti neuronali contribuendo a disturbi neurologici. Per esempio, la chirurgia può essere molto efficace nel trattamento di alcuni disturbi neurologici medicalmente intrattabili, come l'epilessia farmacor resistente ai farmaci (DRE)1. Tuttavia, ognuna delle modalità chirurgiche disponibili possiedono limitazioni in termini di produzione di danni collaterali indesiderati al cervello. La chirurgia resectiva tradizionale può essere altamente invasiva con il rischio di sanguinamento, infezione, coaguli di sangue, ictus, convulsioni, gonfiore del cervello e danni ai nervi2. Le alternative alla chirurgia resectiva minimamente invasiva o non invasiva includono la terapia termica interstiziale laser e la radiochirurgia, che si sono dimostrate efficaci anche nella soppressione delle crisi epilettiche nel DRE. Più recentemente, le lesioni termiche prodotte da ultrasuoni focalizzati ad alta intensità (HIFU) hanno dimostrato di essere promettenti nel ridurre le convulsioni. HIFU non è invasivo; tuttavia, la sua finestra di trattamento è attualmente limitata alle aree più centrali del cervello a causa del rischio di lesioni termiche al tessuto non bersaglio situato nelle vicinanze del cranio. Nonostante tali limitazioni, i benefici della chirurgia spesso superano i potenziali rischi. Per esempio, anche se la chirurgia per DRE può produrre danni cerebrali collaterali, i suoi effetti benefici nella soppressione delle crisi epilettiche e migliorare la qualità della vita in genere prevalgono sui rischi chirurgici.

Il metodo descritto nel suo seguito, Precise Intracerebral Non-invasive Guided surgery (PING), è stato sviluppato allo scopo di scollegare i circuiti neurali, limitando al contempo i danni collaterali al cervello. Il metodo utilizza ultrasuoni focalizzati a bassa intensità combinati con iniezione endovenosa di microbolle per aprire il BBB, al fine di fornire una neurotossina. Questo approccio non produce lesioni termiche al cervello3,4,5,6,7e il periodo di apertura BBB può essere sfruttato per fornire composti BBB-impermeable al parenchyma cervello. L'apertura del BBB è transitoria e può essere prodotta in modo mirato utilizzando la guida per la risonanza magnetica. Nei nostri studi, il periodo di apertura BBB è stato utilizzato per fornire una neurotossina circolante ad una zona mirata del parenchyma cerebrale in ratti e topi8,9. L'acido quinolinico è una neurotossina che è ben tollerata quando somministrata per viaendovenosa 10, intraarterially10, o intraperitoneally8,9,11. La mancanza di tossicità del QA è dovuta alla sua scarsa permeabilità BBB, che è stata segnalata come trascurabile10. Al contrario, l'iniezione diretta di QA nel parenchyma cerebrale produce lesioni neuronali che risparmiano gli assonivicini 12,13. Così, quando il QA circola ottiene l'accesso al parenchyma cerebrale nell'area mirata di apertura BBB, la morte neuronale èprodotta 8,9. L'attuale metodo produce quindi una perdita neuronale focale in modo mirato e non invasivo.

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Protocollo

Tutti i metodi qui descritti sono stati approvati dal Comitato per la cura e l'uso degli animali dell'Università della Virginia.

1. Preparazione dei reagenti

  1. Il giorno dell'intervento, preparare 6,0 mL di acido quinolinico iniettabile (QA). Sciogliere 450 mg di QA in 4,0 mL di 1,0 N NaOH. Aggiungere 0,6 mL di 10x PBS, pH a 7,4 e portare a un volume finale di 6,0 mL con dH2O. Filtrare attraverso il filtro di siringa da 0,22 m. La soluzione è stabile per 2 settimane a 4 gradi centigradi.
  2. Preparare una dispersione aquea di microbolle in normale salina mediante sonicazione sonda dal gas decafluorobutano e stabilizzarsi con guscio monostrato12Stabilizzazione DSPC/PEG.
  3. Dimensioni microbolle per galleggiamento a gravità normale. Determinare la concentrazione e le dimensioni della microbolle mediante il rilevamento dell'elettrozona utilizzando il contatore Multisizer III. La concentrazione di microbolle e la distribuzione delle dimensioni devono essere rispettivamente 6 x10 8/mL e 2 m (diametro medio delle particelle). Le bolle più grandi vengono rimosse dall'esclusione/separazione di galleggiamento.
  4. In alternativa, acquistare microbolle disponibili in vendita.

2. Preparazione degli animali

  1. Acclimatare l'animale (ratto o topo) per 3 giorni dopo il parto. Gli esperimenti qui descritti hanno usato ratti Sprague-Dawley (5-6 settimane di età) o ratti eterotopia strutturale (tish) interni telencephalici (colonia locale).
  2. Ospitare gli animali sotto una luce di 12 ore: ciclo buio di 12 ore.
  3. Registrare i pesi degli animali. Queste informazioni sono importanti durante tutta la procedura.
  4. Ottenere immagini MR ponderate T2 il giorno prima della procedura FUS al fine di stabilire immagini di base preoperative. Utilizzare i seguenti parametri per l'imaging T2: tempo di ripetizione/tempo eco [TR/TE] 3.000/138 millisecondi, 3 medie, campo di visualizzazione- 29 x 45 mm2, dimensione della matrice : 125 x 192, spessore della sezione : 0,23 mm.
  5. Anestesizzare l'animale con isoflurane (4% di induzione, 2% di manutenzione). Confermare un'adeguata profondità di anestesia utilizzando un pizzico di dita dei piedi. Applicare un unguento oftalmico agli occhi.
  6. Radere il cuoio capelluto dell'animale e rimuovere i capelli rimanenti con crema depilatoria.
  7. Utilizzare un catetere della vena della coda per l'infusione di microbolle, agente di contrasto e QA. I cateteri sono costituiti da una lunghezza di tubi PE10 dotati di un ago da 30 G x 1/2 pollici. Lasciare una siringa da 1 mL con salina epalinata in linea, da rimuovere e riattaccare quando la linea viene utilizzata per le infusioni.

3. Procedure di risonanza magnetica e PING

  1. Eseguire la risonanza magnetica su un'unità 7 T MR con una forza di gradiente di 600 mT/m/ms (Figura 1 e Figura 2). Eseguire acquisizioni di RMI utilizzando una bobina di superficie incorporata nel sistema FUS.
    NOTA: il sistema FUS utilizzato per gli esperimenti comprende tre parti: (i) il sistema di sonicazione è un array anulare a 8 elementi compatibile con MR, trasduttore 1,5 MHz (raggio sferico - 20 mm , diametro attivo - 25 mm (numero f - 0,8), con 80% di efficienza elettro-acustica, che è collegato a un generatore di array a fasi e ad un amplificatore di potenza RF; ii) una fase di posizionamento motorizzato compatibile con MR per spostare il trasduttore nella direzione anteriore-posteriore e nella direzione medio-laterale; (iii) una workstation Thermoguide per controllare la fornitura di sonicazione, compresa la messa a fuoco elettronica attraverso la modulazione di fase per regolare la profondità focale (Figura 2).
  2. Posizionare l'animale anetinato sull'assieme della slitta a bobina (Figura 1) del sistema FUS compatibile con MR nella posizione prona. Immobilizzare l'animale utilizzando la barra incisiva e le barre dell'orecchio incorporate nella culla della slitta.
  3. Applicare gel acustico sul cuoio capelluto bagnato dall'acqua; assicurandosi che non esistano bolle, posizionare la barriera membrana della porzione del circolatore d'acqua dell'assieme del trasduttore sopra il cranio dell'animale e abbassare il gruppo del trasduttore per quanto possibile in un orientamento planare parallelo rispetto alla piastra del cranio. Posizionare saldamente il diaframma del trasduttore contro il cuoio capelluto rasato dell'animale direttamente sopra la piastra del cranio.
  4. Collegare un sensore pneumatico al corpo con nastro adesivo chirurgico, per monitorare la respirazione. Posizionare il sensore pneumatico sulla gabbia toracica inferiore sinistra.
  5. Spostare l'assieme del braccio FUS con bobina, slitta e animale nell'unità 7T MRI(Figura 1).
  6. Eseguire una sequenza T2-scout per determinare la posizione fisica generale dell'assieme del trasduttore rispetto alla testa dell'animale ed effettuare le regolazioni meccaniche necessarie (Figura 2). I parametri per l'imaging T2 sono: tempo di ripetizione/tempo eco [TR/TE] - 3.000/138 millisecondi, 3 medie, campo di visualizzazione : 29 x 45 mm2, dimensione della matrice : 125 x 192, spessore della sezione : 0,23 mm. La termometria in genere non viene utilizzata in questo protocollo.
  7. Ottenere immagini T2 per perfezionare il posizionamento del trasduttore. Definire con precisione la posizione del trasduttore e specificare i punti focali della sonicazione utilizzando la funzione di targeting del software. I parametri per l'imaging T2 sono: tempo di ripetizione/tempo eco [TR/TE] - 3.000/138 millisecondi, 3 medie, campo di visualizzazione : 29 x 45 mm2, dimensione della matrice : 125 x 192, spessore della sezione : 0,23 mm.
  8. Appena prima della sonicazione, iniettare 300 L/kg di microbolle14 attraverso la vena della coda.
  9. Utilizzare un trasduttore da 1,5 MHz per produrre sonicazioni (pacchetto onda 30 ms, ciclo di servizio del 3%, frequenza di ripetizione burst da 1 Hz, durata/sonicazione di 240 s.
  10. Immediatamente dopo la sonicazione, iniettare l'agente di contrasto gadodiamide tramite la vena della coda, quindi eseguire scansioni t1-weighted più contrasto per confermare l'apertura del BBB e la precisione del targeting. I parametri per l'imaging ponderato T1: TR/TE - 900/12 millisecondi, 2 medie, campo di visualizzazione : 24 x 30 mm2, dimensione della matrice : 208 x 256, spessore della sezione - 0,7 mm. In genere, viene eseguita una singola scansione T1.
  11. Togliere il braccio FUS e la slitta dalla risonanza magnetica, e posizionare l'animale su un pad di riscaldamento impostato a 40 gradi centigradi, pur mantenendo il 2% di anestesia isoflurana.
  12. A partire da 30 min dopo la sonicazione, utilizzare una pompa di siringa per infondere QA (soluzione di stock 75 mg/mL) tramite la vena della coda per 1 h ad un tasso di 16,8 L/min per ottenere un dosaggio finale di 225 mg/kg (q.s. a 1,0 mL saline).
  13. Quando l'infusione è completa, interrompere l'anestesia, mantenendo l'animale su un tampone di riscaldamento fino all'allarme. Mettere l'animale in una gabbia e fare controlli di routine per la sua attività ogni 15 minuti, per diverse ore dopo la procedura.
  14. Riportare l'animale al vivaio e controllare ogni 6 h per il primo giorno per l'angoscia o l'attività irregolare.
  15. Un giorno dopo la sro sonora, esegui l'imaging MR ponderato T2 per valutare eventuali danni nell'area della sonicazione. I parametri per l'imaging T2: tempo di ripetizione/tempo eco [TR/TE] - 3.000/138 millisecondi, 3 medie, campo di visualizzazione : 29 x 45 mm2, dimensione della matrice : 125 x 192, spessore della sezione : 0,23 mm. Le immagini vengono valutate per le aree di iperintensità per identificare possibili danni/edema tissunti.

4. Analisi post-mortem della perdita neuronale

  1. Consentire un periodo di sopravvivenza post-sonicazione di 4-5 giorni per valutare la perdita neuronale con istochimica Fluoro-Jade.
  2. Anestetizzare profondamente l'animale con isoflurane ed eutanasia tramite perfusione intracarcardica con tampone di fosfato di 0,1 M (pH 7,4) seguito dal 4% di paraformaldeide nel tampone di fosfato.
  3. Rimuovere il cervello dal cranio e post-fissa per 2 giorni in 4% paraformaldeide.
  4. Immergere il cervello in saccarosio 30% per la crioprotezione, e tagliare le sezioni ad uno spessore di 20-30 m con un criostato.
  5. Montare sezioni criostati su scivoli gelatinizzati e asciugare l'aria durante la notte.
  6. Reidratare gli scivoli in acqua distillata, e poi disidratare in etanolo di grado ascendente. Dopo la disidratazione, reidratare i vetrini in etanoli di grado decrescente.
  7. Trasferire i vetrini in una soluzione di 0,06% di permanganato di potassio per 15 min su uno shaker orbitale.
  8. Sciacquare gli scivoli per 1 min in acqua distillata e trasferire in una soluzione dello 0,001% di Fluoro-Jade B in acido acetico dello 0,1%. Incubare in leggera agitazione per 30 min a temperatura ambiente. Sciacquare tre diapositive per 1 min in acqua distillata.
  9. Asciugare i vetrini su un riscaldatore di scorrimento, equilibrare in xylenes per 3 min, e coverslip utilizzando supporti di montaggio DPX.

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Risultati

Questa sezione descrive l'effetto del PING sui neuroni situati in una displasia neocorticale. Le displasia dei tessuti sono una caratteristica comune nel cervello dei pazienti con epilessia farmacoresa, e la rimozione chirurgica di displasia convulsioni-geniche può fornire un eccellente controllo delle crisiepilettiche 15. Definire l'effetto del PING sul tessuto cerebrale displastico è quindi una priorità importante. Un modello di displasia corticale genetica, il ratto tish, è stato selezionato pe...

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Discussione

Il metodo PING è progettato per produrre lesioni neuronali non invasive e mirate. Il metodo deriva da una solida e crescente base di ricerca nel campo degli ultrasuonimirati 3,4,5,6,7. La capacità di fornire un accesso focale a specifiche aree del parenchyma cerebrale tramite l'apertura transitoria del BBB ha creato una via per fornire una vasta gamma di agent...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori riconoscono Rene Jack Roy per il suo eccellente supporto tecnico nel settore della risonanza magnetica. Questo lavoro è stato sostenuto dai National Institutes of Health (R01 NS102194 a KSL e R01 CA217953-01 a MW), dal Chester Fund (KSL) e dalla Focused Ultrasound Foundation (KSL e JW).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
7T-ClinScan MRI SystemBruker Biospin, Ettinglen, GermaniaAcquisizione di immagini MR
AcousticGel Litho CLEAR11-601Gel di trasmissione acustica ad alta viscosità
DPX Mezzo di montaggio Microscopiaelettronica Scienze13512Copertura a base di resina Montaggio in vetro
Fluoro-Jade BEDM MilliporeAG310Colorazione ad alta affinità per Neuroni degenerativi
Assorbitore anestetico fluovacApparecchio di Harvard34-0388Scavenger per anestesia organica
Sistema FUSTerapia guidata da immagini, Pessac, Franciaecografico focalizzato su piccoli animali compatibilecon LabFUS
GadodiamideGE Healthcare AS, Oslo, NorvegiaOmniscanMR
EparinaSAGENT NDC2502140010Anticoagulante
Ago ipodermico 30G x 1/2Becton-Dickinson26027Cateterismo della vena caudale
Siringa da insulina 28G1/2 (1ml)EXEL26027Somministrazione di iniettabili al catetere della vena della coda
Atomizzatore di isofluoranoSurgiVetVCT302Somministrazione di anestesia
IsofluranoHenry ScheinNDC1169567762Anestesia
KMnO4Sigma223468Reagente utilizzato nelle microbolle di colorazione Fluoro-Jade B
Prodotto internamente: A. Klibanov305106dell'agente di disgregazione della barriera ematoencefalica
(fonte commerciale)Lantheus Medical Imaging, North Billerica, MAMonitoraggiodell'agente di disgregazione della barriera ematoencefalica
Definitive Sistema di gatingStrumenti per piccoli animaliModello 1030Monitoraggio della respirazione
Multisizer 3 Contatore di coltriBeckman-Coulter, Hialeah, FLMultisizer 3Utilizzato per determinare la dimensione media delle microbolle
Optixcare EYE LUBECLC MEDICA, Ontario, Canada11611Protettore corneale-Eye Lube
PE10 tuboBecton-Dickinson427401Catetere per vene caudali Componente
Acido Quinolinico SantaCruz Biotechnology, Dallas, TXCAS 89-00-9Neurotossina
Sprague-Dawley RattiTaconic BiosciencesSD-MModello di ratto
Pompa a siringaCarnegie MedicinCMA 100Erogazione controllata del software Termoguida dell'acido chinolinico
Terapia guidata da immagini, Pessac, FranciaThermoguideDrives Lab FUS System
Tish Ratti Coloniainterna RatModel
Veet crema depilatoriaReckitt BenckiserRimozione dei peli del cuoio capelluto
Sistema MR Agente di contrasto Microbolle e monitoraggio

Riferimenti

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