Articolo metodologico

Modello di retinopatia indotta dall'ossigeno per le malattie retiniche ischemiche nei roditori

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DOI:

10.3791/61482

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16 settembre 2020

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1Faculty of Medicine and Health Technology, Tampere University & Tampere University Hospital, 2Experimentica Ltd, 3Eye Centre, Tampere University Hospital

In questo articolo

Sommario

La retinopatia indotta dall'ossigeno (OIR) può essere utilizzata per modellare malattie retiniche ischemiche come la retinopatia della prematurità e la retinopatia diabetica proliferativa e per servire da modello per studi proof-of-concept nella valutazione dei farmaci antiangiogenetici per le malattie neovascolari. OIR induce una neovascolarizzazione robusta e riproducibile nella retina quantificabile.

Abstract

Uno dei modelli comunemente usati per le retinopatie ischemiche è il modello di retinopatia indotta dall'ossigeno (OIR). Qui descriviamo protocolli dettagliati per l'induzione del modello OIR e le sue letture sia nei topi che nei ratti. La neovascolarizzazione retinica è indotta nell'OIR esponendo i cuccioli di roditori all'iperossia (topi) o alternando livelli di iperossia e ipossia (ratti). Le letture principali di questi modelli sono le dimensioni delle aree neovascolari (NV) e avascolari (AVA) nella retina. Questo modello preclinico in vivo può essere utilizzato per valutare l'efficacia di potenziali farmaci anti-angiogenici o per affrontare il ruolo di specifici geni nell'angiogenesi retinica utilizzando animali geneticamente manipolati. Il modello presenta alcune variazioni specifiche della deformazione e del venditore nell'induzione OIR che dovrebbero essere prese in considerazione durante la progettazione degli esperimenti.

Introduzione

Sono necessari modelli sperimentali affidabili e riproducibili per studiare la patologia alla base delle malattie oculari angiogeniche e per sviluppare nuove terapie a queste malattie devastanti. L'angiogenesi patologica è il segno distintivo per la degenerazione maculare legata all'età umida (AMD) e per molte malattie retiniche ischemiche tra cui retinopatia della prematurità (ROP), retinopatia diabetica proliferativa (PDR) e occlusione della vena retinica (RVO)1,2,3,4. Le retine umane e roditori seguono un modello di sviluppo simile, poiché sia la retina umana che quella dei roditori sono tra gli ultimi tessuti vascolarizzati. Prima che la vascolarizzazione retinica si sia completamente sviluppata, la retina riceve il suo apporto nutritivo dalla vascu caratteristica ialoide, che, a sua volta, regredisce quando la vascolarizzazione retinica inizia asvilupparsi 1,2. Nell'uomo, lo sviluppo vascolare retinale è completato prima della nascita, mentre nei roditori la crescita della vascolarizzazione retinica avviene dopo la nascita. Poiché lo sviluppo vascolare retinale avviene postnatale nei roditori, fornisce un sistema modello ideale per studiare l'angiogenesi2,3. I roditori appena nati hanno una retina avascolare che si sviluppa gradualmente fino a quando lo sviluppo completo della retina vascolare si ottiene entro la fine della terza settimana postnatale4. I vasi sanguigni in crescita del topo neonatale sono di plastica e subiscono regressione durante lo stimolo dell'iperossia5.

Il ROP è la principale causa di cecità infantile nei paesi occidentali, in quanto colpisce quasi il 70% dei neonati prematuri con peso alla nascita inferiore a 1.250 g6,7. La ROP si verifica nei neonati prematuri che nascono prima che i vasi retinali completino la loro crescita normale. La ROP progredisce in due fasi: nella Fase I, la nascita pretermine ritarda la crescita vascolare retinica dove dopo nella fase II, la vascolarizzazione incompiuta della retina in via di sviluppo provoca ipossia, che induce l'espressione di fattori di crescita angiogenici che stimolano la crescita nuova e anomala dei vasisanguigni 8. Il modello OIR è stato un modello ampiamente utilizzato per studiare la fisiopatologia del ROP e di altre retinopatie ischemiche, nonché per testare nuovi candidatiai farmaci 2,3,9. È ampiamente considerato come un modello riproducibile per effettuare studi proof-of-concept per potenziali farmaci antiangiogenetici per malattie oculari e non oculari. I due modelli di roditori, vale a dire l'OIR del topo e del ratto, differiscono nel loro modello di induzione e fenotipo della malattia. Il modello di ratto imita il fenotipo ROP in modo più accurato, ma il modello del mouse fornisce un modello più robusto, veloce e riproducibile per la neovascolarizzazione retinica (NV). Nel modello di topo, NV si sviluppa nella retina centrale. Questa lettura patologica è importante negli studi di efficacia farmacologica per molte retinopatie ischemiche, come PDR, RV e AMD essudativa, nonché per malattie angiogeniche non oculari come il cancro. Inoltre, la disponibilità di topi geneticamente manipolati (transgenici e knockout) rende il modello OIR del topo un'opzione più popolare. Tuttavia, né il modello OIR del topo né quello del ratto creano fibrosi retinica, tipica delle malattie umane.

L'intesa che alti livelli di ossigeno contribuiscono allo sviluppo del ROP negli anni '5010,11 ha portato allo sviluppo di modelli animali. I primi studi sull'effetto dell'ossigeno sulla vascuola retinica sono stati effettuati nel 195012,13,14 e fino agli anni '90 ci sono stati molti perfezionamenti al modello OIR. La ricerca di Smith et al. Un'ampia adozione del metodo per quantificare la vaso-obliterazione e la NV patologica daparte di Connor et al. In questo modello, i topi vengono posti al 75% di ossigeno (O2)per 5 giorni a P7, seguiti da 5 giorni in condizioni normossiche. L'iperossia da P7 a P12 fa regredire la vascolarizzazione retinica nella retina centrale. Al ritorno in condizioni normossiche, la retina avascolare diventa ipossica (Figura 1A). A causa degli stimoli ipossici della retina centrale avascolare, alcuni dei vasi sanguigni retinali germogliano verso il vitreo, formando NV preretinale, chiamati ciuffi preretinali2,3. Questi ciuffi sono immaturi e iperpermeabili. La quantità di NV raggiunge i picchi a P17, dopo di che regredisce. La retina è completamente rivascolarizzata e NV è completamente regredito da P23 - P25 (Figura 2A)2,3.

Il modello OIR del ratto (che utilizza livelli variabili di O2)è stato descritto per la prima volta negli anni '90 dimostrando che vari livelli di O2 all'80% e al 40% causano NV più pronunciato rispetto a meno dell'80% O2 esposizionecostante 17. Più tardi si scoprì che il modello di ipossia intermittente, dove O2 è pedalato dall'iperossia (50%) all'ipossia (10-12 %), causa ancora più NV rispetto all'80/40% O2 modello18. Nel modello 50/10%, i cuccioli di ratto sono esposti al 50% per 24 ore, seguiti da 24 ore nel 10% O2. Questi cicli continuano fino a P14, quando i cuccioli di ratto vengono restituiti a condizioni normossiche (Figura 1B). Come nei pazienti con ROP umano, nel modello del ratto le aree avascolari si sviluppano verso la periferia della retina a causa del plesso vascolare reticolare immaturo (Figura 3).

In entrambi i modelli, i parametri principali che vengono solitamente quantificati sono le dimensioni di AVA e NV. Questi parametri vengono in genere analizzati da supporti piatti retinali in cui le cellule endotelialisono etichettate come 4,16. In precedenza la quantità di NV preretinale era valutata dalle sezioni trasversali retiniche contando i vasi sanguigni o i nuclei cellulari vascolari che si estendevano fino a vitrei al di sopra della membrana limitante interna. La principale limitazione di questo approccio è che non è possibile quantificare gli APA.

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Protocollo

Il protocollo qui descritto è stato approvato dal Comitato Nazionale di Etica Animale della Finlandia (numero di protocollo ESAVI/9520/2020 ed ESAVI/6421/04.10.07/2017).

1. Induzione di animali sperimentali e modello OIR di topo

NOTA: Utilizzare animali accoppiati nel tempo, ad esempio topi C57BL/6J comunemente usati, per far nascere i cuccioli lo stesso giorno. Utilizzare dighe che favoriscono, ad esempio 129 dighe in allattamento (129S1/SvImJ o 129S3/SvIM), per allattare i cuccioli durante e dopo l'induzione dell'iperossia. In alternativa, assicurarsi che siano disponibili dighe in allattamento aggiuntive nel caso in cui le dighe infermieristiche rozzino vengono sostituite a causa dell'esaurimento. Limitare le dimensioni della lettiera a 6-7 cuccioli per ogni diga quando si utilizzano topi / dighe C57BL / 6J (se le cucciolate sono più grandi di quelle i cuccioli tendono ad avere un aumento di peso limitato)16.

  1. Registrare il peso degli animali prima e dopo l'induzione di iperossia e al momento del sacrificio.
  2. Assicurati che ci sia abbastanza cibo sul fondo della gabbia, in modo che le dighe abbiano un facile accesso al cibo.
  3. Aggiungere calce soda con indicatore di colore sul fondo della camera per assorbire l'eccesso di CO2 quando non viene utilizzato un sistema di filtrazione.
  4. Monitorare l'umidità e la temperatura all'interno della camera e mantenere l'umidità tra il 40 e il 65%. Aumentare l'umidità della camera, se necessario, posizionando i piatti con acqua sul fondo della camera (ad esempio, piastre di Petri).
  5. Calibrare il sensore O2 con 100% O2 e aria normale della stanza.
  6. Posizionare i topi P7 in una camera e impostare il livello O2 al 75%. Tenere i topi nella camera per 5 giorni, fino a P12. Evitare di aprire la camera durante l'induzione di iperossia. Controllare la pressione del gas del cilindro O2 e sostituire il cilindro quando necessario. Monitorare gli animali durante l'induzione.
  7. Togliere le gabbie del topo dalla camera e pesare tutti i cuccioli. Raggruppare i cuccioli in base al peso in modo che ogni gruppo sperimentale abbia una distribuzione del peso simile nei cuccioli.

2. Induzione del modello OIR per animali da esperimento e ratto (utilizzando un sistema semichiuso)

NOTA: Usa animali accoppiati nel tempo per far nascere i cuccioli lo stesso giorno. Per l'OIR del ratto, utilizzare una maggiore dimensione della lettiera, circa 18 cuccioli / diga, per ottenere un'induzione NV sufficiente nel modello di ratto. Piscina cuccioli da diverse cucciolate per ottenere abbastanza cuccioli per ogni cucciolata.

  1. Registra il peso degli animali prima e dopo l'induzione e al momento del sacrificio.
  2. Assicurati che ci sia abbastanza cibo sul fondo della gabbia, in modo che le dighe abbiano un facile accesso al cibo.
  3. Aggiungere la calce soda con indicatore di colore sul fondo della camera per assorbire l'eccesso di CO2 quando non viene utilizzato il sistema di filtrazione.
  4. Monitorare l'umidità e la temperatura all'interno della camera. Assorbire l'umidità extra (generata da più ratti) aggiungendo gel di silice sul fondo della camera.
  5. Calibrare il sensore O2 con N2 al 100% e aria normale della stanza.
  6. Posizionare i ratti nella camera a P0 (poche ore dopo la nascita). Impostare il livello O2 al 50% e collegare O2 cilindri alla camera per 24 ore. Successivamente, passare le impostazioni al 10% O2 e collegare il cilindro di azoto (N2)alla camera per 24 ore. Continuare il ciclismo di 24 ore tra il 50% e il 10% O2 per 14 giorni.
  7. Monitorare il consumo di gas e il benessere degli animali durante lo studio. Aprire la camera durante il cambio tra 50/10% O2 e aggiungere più cibo e acqua se necessario. Cambia le gabbie degli animali per pulirne quelle durante l'induzione.
  8. Togliere le gabbie per topi dalla camera e pesare tutti i cuccioli. Raggruppare i cuccioli in base al peso in modo che ogni gruppo sperimentale abbia una distribuzione del peso simile nei cuccioli.

3. Somministrazione di farmaci (facoltativo)

NOTA: La via di somministrazione dei farmaci comunemente usata nell'OIR è per trattamento intravitreale (ivt), a P12-P14 per i topi e a P14 per i ratti. Determinare il giorno del trattamento in base alla configurazione sperimentale. Quando più cucciolate di cuccioli vengono utilizzate negli esperimenti, dividi i gruppi di trattamento per avere animali da tutte le cucciolate. Preferibilmente, iniettare il farmaco a un solo occhio e mantenere l'occhio contralaterale come controllo.

  1. Pesare gli animali e fare segni di identificazione alla coda e/o all'orecchio.
  2. Anestetizzare l'animale con anestesia iniettabile (ad esempio miscela di ketamina e medetomidina, 30 mg/kg e 0,4 mg/kg per i topi) o con anestesia per inalazione (isoflurane al 2-3,5% di isoflurane e 200-350 mL/min flusso d'aria). Controllare la profondità dell'anestesia pizzicando le dita dei piedi. Tenere l'animale su una pastiglia riscaldante durante il trattamento.
  3. Per l'anestesia locale, applicare una goccia di analgesico sulla palpebra. Aprire attentamente la palpebra con pini prima di eseguire l'ivt, mentre topi e ratti aprono gli occhi intorno a P14. Applicare una goccia di analgesico (ad esempio, ossbuprocaina cloridrato) sulla cornea.
  4. Applicare una goccia di iodio prima di eseguire l'iniezione ivt.
  5. Per l'iniezione ivt utilizzare una siringa di vetro con un ago da 33-34 G attaccato. Premere le palpebre verso il basso e grappare il bulbo oculare con pinza. Rendere l'iniezione posteriore al limbo, approssimativamente in ago angolato di 45° rivolto verso il nervo ottico.
  6. Evitare di iniettare più di 1,0 μL nello spazio intravitreale. Mantenere l'ago in posizione per 30 s dopo aver iniettato il farmaco per evitare il reflusso della soluzione iniettata.
  7. Esaminare l'occhio (ad esempio, con un oftalmoscopio) per eventuali complicazioni, come emorragie o danni alla retina, dopo aver rimosso l'ago. Applicare unguento antibiotico sopra la cornea dopo l'iniezione.
    NOTA: Il volume di iniezione ivt per i topi deve essere di 0,5 - 1,0 μL.
  8. Invertire l'anestesia (ad esempio con un antagonista α2 per la medetomidina (2,5 mg/kg) e riportare il cucciolo nella gabbia. Ospitare la lettiera normalmente fino alla fine dello studio.

4. Imaging ed elettroretinografia in vivo (opzionale)

  1. Se lo si desidera, condurre immagini in vivo su animali vivi durante il periodo di follow-up per registrare i cambiamenti che si sviluppano nella retina durante le risposte angiogeniche. Ad esempio, eseguire l'angiografia a fluoresceina (FA) o la microscopia confocale lasera scansione 19 per visualizzare la vascucolatura (Figura 4). Utilizzare la tomografia a coerenza ottica del dominio spettrale (SD-OCT) per visualizzare gli strati retinali in vivo (Figura 4).
  2. Se lo si desidera, esaminare i cambiamenti funzionali nelle diverse popolazioni di cellule retiniche dopo l'induzione dell'OIR utilizzando l'elettroretinografia (ERG) (Figura 5).

5. Raccolta e preparazione dei tessuti dei supporti piatti retinali

NOTA: Raccogliere i tessuti secondo l'ipotesi di ricerca desiderata. Per i topi, raccogliere i campioni ad esempio in P12 (per studiare la vaso-obliterazione dopo la fase iperossica) o nel periodo ipossico (P13-P17). Raccogliere i campioni OIR del mouse in P17, che è il punto di tempo più comune per il campionamento, per rilevare il picco nella quantità di NV. Nell'OIR del ratto, raccogliere i campioni a P18-P21 per osservare la quantità più elevata di NV (Figura 3).

  1. Pesare gli animali prima del campionamento.
  2. Per etichettare la vascolarizzazione retinica, gli animali profondamente anestetizzati possono essere perfusi trascardialmente con FITC-dextran. (In alternativa, macchiare i supporti piatti della retina con Isolectin più tardi).
  3. Sacrificare gli animali usando un sovradosaggio di farmaci per l'anestesia (ad esempio miscela di chetamina e medetomidina, 300 mg/kg e 4 mg/kg per i topi) oinalazione di CO 2.
  4. Raccogli gli occhi degli animali afferrando dietro il bulbo oculare con pinza curva, taglia il tessuto intorno agli occhi e solleva l'occhio dall'orbita.
  5. Incubare i bulbi oculari in paraformaldeide appena fatta e filtrata al 4% (in salina tamponata da fosfati, PBS) per 1-4 ore. Rimuovere il fissatore e lavare i bulbi oculari 3 x 10 min con PBS. Sezionare immediatamente le retine o conservarle in PBS a +4 °C.
    ATTENZIONE: La paraformaldeide è tossica per inalazione, a contatto con la pelle e se ingerita. Si prega di leggere la scheda di dati di sicurezza prima di lavorarci.
    NOTA: Non applicare pressione sul bulbo oculare durante il campionamento o qualsiasi fase della lavorazione tissutale al fine di evitare il distacco della retina, se vengono fatte sezioni trasversali da interi bulbi oculari.
  6. Preparare supporti piatti retinali per quantificare la quantità di NV e le dimensioni degli AVA. In alternativa, elaborare i bulbi oculari/retine per l'istologia, o l'analisi dell'RNA o delle proteine. Sezionare la retina al microscopio stereo utilizzando micro forbici e forcep.
    1. Posizionare il bulbo oculare in PBS per mantenerlo umido e forare il bulbo oculare al limbo con un ago (23G) e tagliare intorno al limbo con micro forbici curve per rimuovere l'iride e la cornea.
    2. Posizionare con cura la punta delle forbici tra sclera e retina e tagliare sclera verso il nervo ottico. Fare lo stesso all'altro lato del bulbo oculare e tagliare / strappare con cura la sclera fino a quando la tazza retinica non è esposta. Estrarre l'obiettivo dalla tazza retinica e aggiungere PBS alla tazza.
    3. Rimuovere tutti i vasi ialoidi, vitrei e detriti senza danneggiare la retina. Lavare la retina aggiungendo PBS alla tazza retinica. Eseguire quattro incisioni (a ore 12, 3, 6 e 9) sulla retina con micro forbici dritte per creare una struttura simile a un fiore. Opzionalmente, effettuare i tagli con lama chirurgica prima di montare i campioni. Sollevare la retina utilizzando un pennello morbido su una piastra per la colorazione.
  7. Etichettare la vascolarizzazione retinica utilizzando Isolectin B4 che macchia la superficie delle cellule endoteliali (se gli animali non sono stati perfusi con FITC-dextran). Incubare le retine nel tampone di blocco (10% NGS + 0,5% Tritone in TBS) per 1 h e lavare con 1% NGS + 0,1% Tritone in TBS per 10 min. Incubare le retine con colorante fluorescente coniugato Isolectin B4 (5-10μg/ml) in 1% NGS + 0,1% Tritone in TBS durante la notte a +4 °C pur essendo protetto dalla luce.
    NOTA: Se lo si desidera, etichettare altre cellule come cellule infiammatorie e periciti utilizzando anticorpi specifici.
  8. Lavare le retine 3x per 10 min con 1% NGS + 0.1% Triton in TBS e sollevare le retine su uno scivolo microscopico, retina interna rivolta verso l'alto. Stendere con cura la retina utilizzando pennello morbido e rimuovere eventuali vasi ialoidi o detriti rimanenti. Aggiungere il supporto di montaggio a uno slittamento di copertura e posizionarlo sopra la retina. Conservare le retine a +4 °C e proteggere dalla luce.

6. Analisi dei supporti piatti

  1. Scatta immagini dei supporti piatti retinali utilizzando un microscopio a fluorescenza con obiettivo 10x. Mettere a fuoco il plesso vascolare superficiale e la neovascolarizzazione preretinica. Creare un'immagine di scansione dei riquadri per acquisire l'intera retina e unire le scansioni dei riquadri
  2. Quantificare le immagini misurando gli AVER, l'area di NV e l'area retinica totale utilizzando un programma di elaborazione delle immagini (vedere Table of Materials).
    1. Disegnate gli AVA e l'area retinica totale utilizzando uno strumento di disegno a mano libera e selezionate le aree neovascolari utilizzando uno strumento di selezione. Il software misura le regioni di interesse per i pixel e le aree AVA e NV (espresse in pixel) possono essere utilizzate per calcolare la loro percentuale in relazione all'area retinica totale. Inoltre, sono disponibili alcuni strumenti software per quantificare NV.
      NOTA: Recentemente è stato introdotto un programma open source completamente automatizzato per la quantificazione dei valori chiave delle immagini OIR utilizzando reti neurali di deep learning e fornire uno strumento affidabile per la quantificazione riproducibile di AVA retinica e NV (ad esempio, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21.
  3. Se si utilizzano anticorpi per il rilevamento immunoistochimico delle singole popolazioni cellulari, quantificare il numero di cellule macchiate (come la microglia, figura 2B)dai supporti piatti retinali a mano o dai sistemi automatizzati di analisi delle immagini, se lo si desidera.

7. Statistiche

  1. Analizza i dati normalmente distribuiti dal test t di Student o dall'ANOVA uni-way seguito dal test di confronto multiplo di Dunnett o Tukey, a caso. Utilizzare test non parametrici come il test Mann-Whitney U o il test Kruskal Wallis per i dati non normalmente distribuiti. Considerare le differenze statisticamente significative a livello P < 0,05.

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Risultati

Il risultato principale del modello è il fenotipo vascolare: la dimensione degli AVA e la quantità di NV. Nel modello OIR del topo, la vaso-obliterazione avviene nella retina centrale (Figura 2A), mentre nel modello di ratto si sviluppa in periferia, cioè simile al ROP22 umano ( Figura3A). Questo perché il plesso vascolare superficiale si è già sviluppato quando i topi sono esposti all'iperossia, mentre nel modello del ratto la retina è a...

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Discussione

La gravità del fenotipo della malattia dipende sia dal ceppo che dal fornitore sia nei modelli OIR del topo che del ratto23. Ciò suggerisce che c'è un'ampia variabilità genotipico nello sviluppo della patologia. In generale, i roditori pigmentati sviluppano fenotipo più grave di quelli albini. Ad esempio, la vascolarizzazione retinica dell'albino BALB/c si rivascolarizza rapidamente dopo l'iperossia e non sviluppa affatto NV24. Allo stesso modo, nei ratti, i ratti castani d...

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Dichiarazioni

Gli autori Maria Vähätupa, PhD, Niina Jääskeläinen, Marc Cerrada-Gimenez, PhD e Rubina Thapa sono dipendenti di Experimentica Ltd.

L'autore Giedrius Kalesnykas, PhD, è un dipendente (Presidente e Amministratore Delegato) e azionista di Experimentica Ltd. che offre servizi di ricerca a contratto che utilizzano modelli OIR preclinici utilizzati in questo articolo.

Tero Järvinen, M.D., PhD, e Hannele Uusitalo-Järvinen, M.D., PhD, non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo Marianne Karlsberg, Anne Mari Haapaniemi, Päivi Partanen e Anne Kankkunen per l'eccellente supporto tecnico. Questo lavoro è stato finanziato dall'Accademia di Finlandia, dalla Fondazione Päivikki e Sakari Sohlberg, dalla Fondazione per la tubercolosi di Tampere, dalla Fondazione medica finlandese, dalla Fondazione per la ricerca distrettuale ospedaliera di Pirkanmaa e dal Fondo di ricerca ospedaliera dell'Università di Tampere.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
33 gauge, ago RN a mozzo piccoloHamilton Company7803-05, 10 mm, 25 gradi, PS4per iniezione intravitreale
Adobe PhotoshopAdobe Inc.Per l'analisi delle immagini
Pompa dell'aria air100Eheim GmbH & Co. KG.143207Per anestesia inalatoria
Unità di anestesia 410 APUniventor Ltd.2360309Per anestesia per inalazione
AnalaR NORMAPUR Soda limeVWR International Ltd22666.362Per il controllo delle emissioni di CO2 durante l'induzione del modello
Attane Vet 1000 mg/gVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 17 05 79Per anestesia per inalazione
SpazzolaPer la preparazione di supporti piatti Gas
di anidride carbonicaPer il sacrificio
Sistema ERG Celeris D430Diagnosys LLC121Per in vivo ERG
Piastre per colture cellulariGreiner Bio-One International GmbH664 160Per la preparazione di montature piatte
Cepetor Vet 1 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 08 78 96Per anestesia
Vetrini coprioggettiThermo Fisher Scientific15165452Per la preparazione di montature piatte
Armadio InVivo controllato da O2, sistema di filtrazione anale e deumidificatoreProdotti da laboratorioSistema chiuso per l'induzione di modelli di malattia, opzionale per sistema semichiuso
Sensore O2 E702BioSphenix, Ltd.E207, 1801901Per la misurazione del livello di ossigeno
Tomografo a coerenza ottica a dominio spettrale Envisu R2200 (SD-OCT)Bioptigen, Inc.BPN000668Per l'imaging in vivo
Eye spearsBeaver-Visitec International, Inc.0008685Per l'iniezione intravitreale e l'imaging in vivo
Flexilux 600LL Sorgente di luce freddaMikron11140Per iniezione intravitreale o raccolta di tessuti
Sale sodico di fluoresceinaMerck KGaAF6377-100GPer imaging in vivo
Unità di scarico dei gas (+Doppia valvola a 3 vie, maschere facciali per topi e ratti, filtro UNOsorb)UNO Roestvaststaal BVGEX 17015249Per anestesia per inalazione
Siringa in vetro, modello 65 RNHamilton Company7633-01Per iniezione intravitreale
HRA2 Angiografo della retina (FA)Heidelberg Engineering GmbHSpec-KT-05488Per imaging in vivo
Isolectin GS-IB4, Alexa Fluor 488 ConiugatoThermo Fisher ScientificI21411Per l'etichettatura della vascolarizzazione retinica su monta piatta
Ketaminol Vet 50 mg/mLIntervet International B.V.vnr 51 14 85Per anestesia
OssigenoGas Per l'induzione di modelli di malattia
Topi C57BL/6JRjJanvier LabsAnche altri ceppi possibili
Vetrini per microscopioThermo Fisher ScientificJ1800AMNZPer la preparazione di montature piatte
Minimi Iodio povidone 5% (unità)Bausch & Lomb U.K Limitedvnr 24 11 304Per iniezione intravitreale
Azoto gassosoPer induzione di modelli di malattia (ratto)
Oftan Chlora 10 mg/gSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 01 11Per iniezione intravitreale
Oftan Metaoksedrin 100 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 43Per in vivo ERG
Oftan Obucain 4 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 50Per iniezione intravitreale
Oftan Tropicamid 5 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 04 12 36Per imaging in vivo
ProOx Model 110 O2 controller e camera per animaliBioSphenix, Ltd.803Per l'induzione del modello di malattia, sistema semichiuso, opzionale per il
sistema chiuso ProOx Modello P360 O2 controller e camera per animaliBioSphenix, Ltd.538Per l'induzione del modello di malattia, sistema semichiuso, opzionale per il sistema chiuso
Ratti CD(SD)Charles River LaboratoriesAnche altri ceppi possibili
Revertor 5 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 13 04 97Per l'inversione dell'anestesia
GelPer il controllo dell'umidità durante l'induzione del modello
Systane Ultra 10mlAlconTamro 2050250Per l'idratazione dell'occhio
Unità Systane Ultra 0,7 mlAlconTamro 2064871Per l'idratazione dell'occhio
Pipetta di trasferimentoThermo Fisher Scientific1343-9108Per la preparazione di montature piatte
VENTI-Line VL 180 PRIME Forno di essiccazioneVWRVL180S 170301Per l'essiccazione del gel di silice
VisiScope SZT350 StereomicroscopioVWR481067Per iniezione intravitreale o raccolta di tessuti
Coy medicinale di silice

Riferimenti

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