È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Un sistema in vitro per valutare l'efficacia trombolitica dell'istotripsia e di un farmaco lititico

2.4K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/62133

⸱

4 giugno 2021

 ,  , 
1Department of Radiology, University of Chicago, 2Graduate Program in Medical Physics, University of Chicago

In questo articolo

Sommario

La consegna litica assistita da istotripsia o lisitripsia è in fase di sviluppo per il trattamento della trombosi venosa profonda. Una procedura in vitro è presentata qui per valutare l'efficacia di questa terapia di combinazione. Vengono discussi i protocolli chiave per il modello di coagulo, la guida all'immagine e la valutazione dell'efficacia del trattamento.

Abstract

La trombosi venosa profonda (TVP) è un problema di salute globale. L'approccio principale per ottenere la ricanalizzazione dei vasi per le ostruzioni critiche è la trombolitica diretta dal catetere (CDT). Per mitigare gli effetti collaterali caustici e il lungo tempo di trattamento associato alla CDT, sono in fase di sviluppo approcci adiuvanti e alternativi. Uno di questi approcci è l'istotripsia, una terapia ad ultrasuoni focalizzata per ablare il tessuto tramite nucleazione a bolle. Studi pre-clinici hanno dimostrato una forte sinergia tra istotripsia e trombolitici per la degradazione del coagulo. Questo rapporto delinea un metodo da banco per valutare l'efficacia della terapia trombolitica assistita da istotripsia o litossitripsia.

I coaguli prodotti da sangue venoso umano fresco sono stati introdotti in un canale di flusso le cui dimensioni e proprietà acusto-meccaniche imitano una vena iliofemorale. Il canale è stato perfuso con plasma e l'attivatore del plasminogeno di tipo tisviale ricombinante lalitico. Le nuvole di bolle sono state generate nel coagulo con una sorgente di ultrasuoni focalizzata progettata per il trattamento dei coaguli venosi femorali. I posizionatori motorizzati sono stati utilizzati per tradurre la messa a fuoco della sorgente lungo la lunghezza del coagulo. In ogni luogo di insonazione, le emissioni acustiche della nube di bolle sono state registrate passivamente e formate in fascio per generare immagini di cavitazione passiva. Le metriche per valutare l'efficacia del trattamento includevano la perdita di massa del coagulo (efficacia complessiva del trattamento) e le concentrazioni di D-dimero (fibrinolisi) ed emoglobina (emolisi) nel perfusato. Ci sono limitazioni a questo disegno in vitro, compresa la mancanza di mezzi per valutare gli effetti collaterali in vivo o i cambiamenti dinamici nella portata come la lisi del coagulo. Nel complesso, la configurazione fornisce un metodo efficace per valutare l'efficacia delle strategie basate sull'istotripsia per il trattamento della TVP.

Introduzione

La trombosi è la condizione di formazione di coaguli in un vaso sanguigno altrimenti sano che ostruisce la circolazione1,2. Il tromboembolismo venoso ha un costo sanitario annuo di $ 7-10 miliardi, con 375.000-425.000 casi negli Stati Uniti3. L'embolia polmonare è l'ostruzione dell'arteria polmonare ed è la conseguenza più grave del tromboembolismo venoso. La fonte primaria di ostruzione polmonare sono i trombi venosi profondi, principalmente dai segmenti venosi ileofemorali4,5,6. La trombosi venosa profonda (TVP) ha sequele intrinseche oltre alle ostruzioni polmonari, con complicanze a lungo termine che provocano dolore, gonfiore, ulcerazioni alle gambe e amputazioni degli arti7,8,9. Per le ostruzioni critiche, i trombolitici diretti dal catetere (CDT) sono l'approccio di prima linea per la ricanalizzazione della nave10. L'esito della CDT dipende da una serie di fattori, tra cui l'età del trombo, la posizione, le dimensioni, la composizione, l'eziologia e la categoria di rischio delpaziente 11. Inoltre, la CDT è associata a danni vascolari, infezioni, complicanze emorragiche e lungo tempo di trattamento10. I dispositivi di nuova generazione mirano a combinare la trombectomia meccanica con i trombolitici(cioèla trombectomia farmacocineccanica) 12,13. L'uso di questi dispositivi abbassa il dosaggio litico portando a una riduzione delle complicanze emorragiche e riduce il tempo di trattamento12,13,14 rispetto al CDT. Questi dispositivi conservano ancora problemi di effetti collaterali emorragici e rimozione incompleta di trombi cronici15. È quindi necessaria una strategia adiuvante in grado di rimuovere completamente il trombo con minori complicanze emorragici.

Un potenziale approccio è il trattamento trombolitico assistito da istotripsia, indicato come lysotripsy. L'istotripsia è una modalità di trattamento non invasiva che utilizza ultrasuoni focalizzati per nucleane nuvole di bolle nei tessuti16. L'attività della bolla è generata non tramite nuclei esogeni, ma dall'applicazione di impulsi ultrasonici con tensione sufficiente ad attivare nuclei intrinseci ai tessuti, tra cui il coagulo17,18. L'oscillazione meccanica della nube di bolle conferisce tensione al coagulo, disintegrando la struttura in detriti acellulari19. L'attività della bolla istotripsia fornisce un'efficace degradazione dei coaguli di sangue retratti e non rintracciati sia in vivo che in vitro20,21,22. Studi precedenti hannodimostrato 23,24 che la combinazione di istotripsia e attivatore del plasminogeno di tipo tissutale ricombinante lititico (rt-PA) aumenta significativamente l'efficacia del trattamento rispetto alla sola lititica o all'istotripsia da sola. Si ipotizza che due meccanismi primari associati all'attività della bolla istotripsia siano responsabili della migliore efficacia del trattamento: 1) aumento della fibrinolisi a causa di una maggiore consegna litica e 2) emolisi dei globuli rossi all'interno del coagulo. La maggior parte della massa del coagulo è composta da globuli rossi24e, pertanto, il monitoraggio della degradazione degli eritrociti è un buon surrogato per l'ablazione del campione. Altri elementi coaguli formati sono anche probabilmente disintegrati sotto l'attività della bolla istotripsia, ma non sono considerati in questo protocollo.

Qui, viene delineato un approccio da banco per trattare la TVP in vitro con lisitripsia. Il protocollo descrive i parametri operativi critici della fonte di istotripsia, la valutazione dell'efficacia del trattamento e la guida all'immagine. Il protocollo include la progettazione di un canale di flusso per imitare un segmento venoso iliofemorale e la produzione di coaguli di sangue intero umano. La procedura sperimentale delinea il posizionamento della sorgente di istotripsia e dell'array di imaging per ottenere l'esposizione istotripsia lungo il coagulo posto nel canale di flusso. Vengono definiti i parametri di insonazione rilevanti per ottenere l'interruzione del coagulo e ridurre al minimo l'attività della bolla fuori bersaglio. L'uso dell'imaging a ultrasuoni per la guida e la valutazione dell'attività delle bolle è illustrato24. Le metriche per quantificare l'efficacia del trattamento come la perdita di massa del coagulo, il D-dimero (fibrinolisi) e l'emoglobina (emolisi) sono delineate23,24,25,26,27. Nel complesso, lo studio fornisce un mezzo efficace per eseguire e valutare l'efficacia della lysotripsy per il trattamento della TVP.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Per i risultati qui presentati, il sangue umano venoso è stato prelevato per formare coaguli dopo l'approvazione da parte del comitato di revisione interno locale (IRB #19-1300) e il consenso informato scritto fornito da donatori volontari24. Questa sezione delinea un protocollo di progettazione per valutare l'efficacia della lisitripsia. Il protocollo si basa su un precedente lavoro di Bollen et al.24.

1. Modellazione del coagulo

NOTA: Preparare i coaguli entro 2 settimane ma più di 3 giorni prima del giorno dell'esperimento per garantire la stabilità del coagulo e massimizzare la retrazione28. Preparare il coagulo dopo l'approvazione da parte del comitato di revisione istituzionale locale.

  1. Preparare la pipetta Pasteur al borosilicato per la conservazione del sangue (vedere Tabella dei materiali per le specifiche della pipetta). I tubi borosilicati sono utilizzati a causa della natura idrofila del materiale che promuove l'attivazione piastrinica e la retrazione del coagulo29. Sigillare la punta della pipetta riscaldando un bruciatore Bunsen.
  2. Prelevare sangue venoso umano fresco. Aliquotare il sangue totale prelevato con incrementi di 2 ml per coagulo desiderato. Trasferire ogni aliquota da 2 ml in una pipetta Pasteur.
    NOTA: Eseguire il passaggio 1.2 entro circa 3 minuti dal prelievo di sangue in modo che il sangue non si coaguli prima del trasferimento alle pipette. Inoltre, assicurarsi che il donatore volontario non stia utilizzando farmaci che possano alterare la cascata di coagulazione (ad esempio fluidificanti del sangue o inibitori piastrinici).
  3. Incubare le aliquote di sangue all'interno delle pipette (pari al numero di coaguli necessari) a bagnomaria per 3 ore a 37 °C.
  4. Conservare le pipette per un minimo di 3 giorni a 4 °C per consentire la retrazione dei coaguli28. Mentre i coaguli si ritraggono, si osserverà che il siero si accumula nella parte superiore del coagulo all'interno della pipetta. La risposta rt-PA dei coaguli rimane stabile per 2 settimane dopo la retrazione28.

2. Preparazione del serbatoio dell'acqua

  1. Riempire il serbatoio dell'acqua con acqua ad osmosi inversa. Rivestire la superficie inferiore del serbatoio con un materiale acustico assorbente per ridurre la riflessione della terapia o l'imaging degli impulsi a ultrasuoni. Utilizzare un sistema di gestione dell'acqua per degassare e filtrare l'acqua per ridurre al minimo i nuclei di bolle.
    NOTA: un modo per filtrare l'acqua è utilizzare un filtro in linea. Le specifiche del sacchetto utilizzato per generare i risultati rappresentativi sono riportate nella Tabella dei materiali.
  2. Posizionare due elementi riscaldanti sulla superficie inferiore del serbatoio. Riscaldare l'acqua a 37,3 °C per ottenere la massima attività enzimatica30.
  3. Impostare un canale di flusso come illustrato nella Figura 1A. Il canale di flusso è costituito da tubi, un recipiente modello con materiale e proprietà geometriche rappresentative di una vena iliofemorale, un serbatoio per il plasma e una siringa sull'estremità distale più del serbatoio (Tabella dei materiali). La siringa è collegata a una pompa per regolare un flusso attraverso il canale durante l'esperimento.
  4. Immergere manualmente il canale di flusso nel serbatoio dell'acqua per portare il canale alla temperatura fisiologica durante la fase di degasaggio/filtraggio/riscaldamento (passaggi 2.1 e 2.2).

3. Preparazione della miscela di plasma e rt-PA

  1. Prima del giorno dell'esperimento
    NOTA: Se conservato a -80 °C, il plasma è stabile per almeno 2,5 anni31 e rt-PA è stabile per almeno 7 anni32. Pertanto, eseguire il passaggio 3.1 in qualsiasi momento entro questi periodi per garantire la stabilità dei due componenti.
    1. Diluire l'rt-PA ottenuto da un produttore in polvere a 1 mg/mL in acqua sterile.
    2. Aliquota 100 μL di rt-PA diluito in tubi centrifughi da 0,5 mL e conservarli a -80 °C.
    3. Aliquota 35 mL di plasma umano di tipo O congelato fresco in tubi da centrifuga da 50 mL. Conservare i tubi a -80 °C.
  2. Il giorno dell'esperimento
    1. Recuperare le aliquote di plasma dal congelatore. Recupera tante aliquote quante sono le quantità di coaguli da testare quel giorno. Immergere le aliquote congelate a bagnomaria a 37 °C per scongelare (~10 min).
    2. Una volta che il plasma si è scongelato, versarlo in un becher che viene risciacquato triplicamente con acqua ultrapura. Coprire leggermente la bocca del becher con un foglio di alluminio per evitare la contaminazione e posizionare il becher a bagnomaria. Lasciare che la lamina sia abbastanza sciolta da consentire all'aria di contattare il plasma.
    3. Lasciare che il plasma si equilibra a 37 °C alla pressione atmosferica per almeno 2 ore.
    4. Esere le fiale di rt-PA congelate e metterle sul ghiaccio fino a quando non è necessario, con una fiala per ogni esperimento.
    5. Produrre acarosio a bassa gelificazione (2%) in un matraccio da 50 ml, sciogliendo l'agarose in acqua ultrapura. Scegliere la quantità totale di soluzione di agarose in modo tale che siano disponibili circa 2 ml per ciascun campione da analizzare. Riscaldare la soluzione in un matraccio in un microonde fino a quando non è frizzante. Fissare il pallone con un coperchio a vite impermeabile su di esso. Immergere il pallone a bagnomaria accanto al plasma.
      NOTA: questo passaggio garantisce che l'agarose sia disponibile per proteggere i segmenti di coagulo esposti per l'analisi istologica dopo l'insonazione dell'istotripsia.

4. Impostazione della sorgente di istotripsia e dell'array di imaging

  1. Assicurarsi che i posizionatori motorizzati possano essere controllati dall'ambiente di runtime di una piattaforma di programmazione, utilizzando le indicazioni e i comandi forniti dal produttore. Verificare che i motori del sistema siano collegati alla porta appropriata del computer con l'ambiente di runtime.
  2. Montare la sorgente di istotripsia sul sistema di posizionamento motorizzato come mostrato nella Figura 1B.
  3. Collegare la sorgente di istotripsia alla sua elettronica di guida (ad esempio, amplificatore di potenza e generatore di funzioni) tramite i connettori appropriati (ad esempio, cavi BNC) come specificato dal produttore.
    NOTA: assicurarsi che l'elettronica di guida della sorgente di istotripsia possa essere controllata tramite l'ambiente di runtime utilizzato nel passaggio 4.1.
  4. Coprire l'array di imaging con un coperchio della sonda e apporre l'array coassialmente nell'apertura della sorgente di istotripsia come mostrato nella Figura 2. Assicurarsi di comprendere l'orientamento del piano di imaging rispetto all'orientamento della sorgente di istotripsia.
  5. Collegare l'array di imaging a un sistema di scansione ad ultrasuoni. Assicurarsi che questo sistema sia in grado di controllare il funzionamento e l'attivazione dell'array di imaging e raccogliere dati di imaging, secondo i comandi forniti dal produttore dello scanner.
  6. Immergere la sorgente di istotripsia/array di imaging nel serbatoio durante il degassamento come mostrato nella Figura 1A. Rimuovere delicatamente eventuali bolle d'aria utilizzando una siringa dalla superficie della sorgente di istotripsia o dell'array di imaging.
    NOTA: immergere completamente la sorgente di istotripsia e l'array di imaging in acqua prima dell'operazione. Evitare di toccare la superficie della sorgente di istotripsia.
  7. Acquisisci immagini in modalità B a una velocità di 20 fotogrammi al secondo utilizzando l'array di immagini e i comandi incorporati dello scanner. Regolare la finestra di imaging per garantire la visualizzazione della messa a fuoco della sorgente di istotripsia in queste immagini in tempo reale.
    NOTA: Si presume che le dimensioni della regione focale della fonte terapeutica siano note.
  8. Impostare i parametri operativi della sorgente istotripsia, tra cui la frequenza fondamentale (ad esempio, 1,5 MHz), la frequenza di ripetizione dell'impulso (ad esempio, 20-100 Hz), la durata dell'impulso (ad esempio, 1-20 cicli per impulso) e il numero totale di impulsi per posizione (ad esempio, 100-2.000)18,23,24,33. Modificare questi parametri se non si ottiene una sufficiente lisi del coagulo o se l'attività della bolla si estende oltre il lume del recipiente modello. Per impostare questi parametri, utilizzare il protocollo fornito dal produttore dell'origine o utilizzare una piattaforma di programmazione in grado di comunicare con l'origine (passaggio 4.3).
  9. Utilizzando il protocollo del produttore o la piattaforma di programmazione utilizzata nel passaggio 4.8, eseguire la sorgente di istotripsia ai parametri impostati solo in acqua degassata, senza alcuna ostruzione nell'ambiente circostante. Aumentare la tensione applicata alla sorgente di istotripsia fino a formare una nuvola di bolle.
  10. Utilizzando l'imaging in tempo reale del passaggio 4.7, regolare la posizione dell'array di immagini all'interno dell'apertura del trasduttore confocale fino a quando la nuvola di bolle non si trova approssimativamente al centro della finestra dell'immagine. La nube a bolle è la regione dei pixel iperecoici nel piano di imaging (Figura 3). Stringere le viti per tenere saldamente l'array di immagini nell'apertura del trasduttore.
    NOTA: se l'array è allineato correttamente, la posizione azimutale della nube a bolle deve essere approssimativamente a 0 mm nel piano di imaging. L'array di imaging può proiettare leggermente dalla superficie interna della sorgente di terapia, e quindi la posizione dell'intervallo della nube di bolle può differire dalla lunghezza focale della sorgente.
  11. Identificare la posizione della nuvola di bolle nel piano di imaging. Assegnare il focus della sorgente di istotripsia come centro della nube a bolle (Figura 3).
  12. Registrare la posizione focale rilevata (passaggio 4.11) nella finestra di imaging (Figura 3). Un modo possibile per contrassegnare la posizione focale è posizionare un cursore per annotare la posizione nella finestra di imaging, se disponibile con la piattaforma di imaging.
  13. Interrompere l'insonazione e impostare la tensione applicata alla sorgente di istotripsia su 0 V.

5. Preparazione del coagulo

  1. Rimuovere il coagulo dalla pipetta tagliando l'estremità sigillata con una pinza. Lasciare che il coagulo scivoli in una capsula di Petri insieme al siero. Se il coagulo non si sposta, applicare delicatamente una pressione dall'altra estremità della pipetta tramite filo salino per rimuovere il coagulo.
  2. Tagliare il coagulo a 1 cm di lunghezza usando un bisturi, mirando a un pezzo uniforme dal centro (cioè lontano da sezioni del coagulo formate nella parte superiore o inferiore della pipetta).
  3. Utilizzare una salvietta detergente per asciugare delicatamente la sezione tagliata del coagulo per rimuovere il liquido in eccesso.
  4. Utilizzando una pinzetta, posizionare delicatamente la sezione del coagulo su una bilancia e registrare il peso.
  5. Sollevare manualmente il canale di flusso fuori dal serbatoio dell'acqua e rimuovere il recipiente modello dal canale di flusso.
  6. Posizionare il coagulo nel recipiente modello usando una pinzetta e collegare nuovamente il recipiente modello al canale di flusso.
    NOTA: un'asta di nylon può essere posizionata all'interno del recipiente modello per evitare che il coagulo si muova a valle a causa del flusso.
  7. Abbassare il canale di flusso nel serbatoio in modo tale che l'estremità prossimale dello stadio rispetto al serbatoio sia bassa rispetto al lato distale. L'inclinazione dello stadio in questo modo impedisce l'intrappolamento di bolle nel recipiente modello quando il plasma viene aspirato attraverso il canale di flusso nel passaggio 6.1.
  8. Aggiungere 30 ml di plasma al serbatoio utilizzando una pipetta e monitorare la temperatura fino a raggiungere almeno 36 °C.
  9. Utilizzare una pipetta per erogare l'rt-PA (80,4 μg in 30 ml di plasma, 2,68 μg/mL) nel serbatoio di plasma. Mescolare il plasma con la pipetta per garantire una distribuzione uniforme di rt-PA all'interno del serbatoio.

6. Adescamento del canale di flusso

  1. Aspirare il plasma nel canale di flusso dal serbatoio tramite la pompa della siringa fino a quando il plasma non riempie il recipiente modello.
    NOTA: se il coagulo non è a filo con l'asta di nylon, utilizzare brevi tiranti della pompa a 60 ml/min per cercare di forzare il plasma a valle del coagulo o aspirare manualmente attraverso la siringa. Limitare la quantità di plasma aspirato in questo processo o riempire il serbatoio utilizzando plasma/rt-PA aggiuntivo per garantire 30 ml di soluzione nel canale di flusso.
  2. Utilizzando i posizionatori motorizzati, allineare l'array di imaging parallelamente alla lunghezza del coagulo utilizzando lo script di imaging (passaggio 4.7). L'allineamento parallelo consente all'utente di garantire visivamente il corretto posizionamento del coagulo e l'assenza di bolle all'interno del recipiente modello.
  3. Livellare il recipiente modello manualmente e visivamente per assicurarsi che non siano presenti bolle d'aria utilizzando la finestra di imaging (passaggio 4.7).

7. Procedura dell'esperimento

  1. Pre-trattamento
    NOTA: questo passaggio consiste nel pianificare un percorso per la sorgente di istotripsia/array di imaging per un'esposizione uniforme all'istotripsia lungo la lunghezza del coagulo.
    1. Allineare l'array di imaging utilizzando i posizionatori motorizzati in modo tale che il piano di imaging sia parallelo alla sezione trasversale del coagulo (cioè perpendicolare all'orientamento descritto nel passaggio 6.2).
    2. Sotto guida tramite la finestra di imaging (passaggio 4.7), spostare la sorgente di istotripsia all'estremità prossimale del coagulo rispetto al serbatoio utilizzando i posizionatori motorizzati. A questo punto, regolare la posizione della sorgente di istotripsia in modo tale che il punto focale contrassegnato nel passaggio 4.12 si allinei con il centro del coagulo.
    3. Determinare il percorso di insonazione lungo la lunghezza del coagulo. Per definire questo percorso, impostare tre waypoint lungo la lunghezza del coagulo (cioè le posizioni dei motori in cui l'attività della bolla istotripsia è contenuta all'interno del coagulo) con incrementi di 5 mm. Allineare i waypoint in modo tale che il moto complessivo della sorgente istotripsia lungo il percorso sia anantegrado con il flusso nel sistema (cioè, il primo waypoint è all'estremità più prossimale del coagulo rispetto al serbatoio, e il terzo waypoint è in posizione distale rispetto al serbatoio).
    4. Prima di finalizzare ogni waypoint, il test del fuoco pulsa dalla sorgente istotripsia con gli stessi parametri di insonazione del passaggio 4.8, ma riduce l'esposizione complessiva a 10 impulsi totali. Regolare la posizione della sorgente di istotripsia utilizzando i posizionatori motorizzati, se necessario, per contenere l'attività della bolla all'interno del coagulo.
    5. In ogni waypoint, salvare le posizioni del motore utilizzando i comandi forniti dal produttore, in modo simile al passaggio 4.1.
  2. Trattamento
    NOTA: Questa fase definisce la procedura per trattare il coagulo lungo la sua lunghezza in base al percorso definito nella fase di pre-trattamento.
    1. Aegua la pompa della siringa a 0,65 ml/min e attendi che il menisco del plasma si muova. Questa portata imita un'occlusione quasi totale della vascolarizzazione iliofemorale24,34.
    2. Interpolare il percorso creato nel passaggio 7.1.3 con passaggi intermedi tra i waypoint stabiliti con una dimensione del passo fissa (ad esempio, 0,5 mm). La dimensione del passo viene scelta per essere inferiore alla metà della larghezza della regione focale misurata lungo la lunghezza del coagulo (direzione di elevazione dell'array di imaging). Spostare la sorgente di istotripsia utilizzando posizionatori motorizzati in ogni posizione del percorso con i parametri di insonazione definiti nel passaggio 4.8.
    3. Monitorare l'attività della bolla/immagine durante l'applicazione dell'impulso istotripsia in ogni posizione del percorso utilizzando la finestra di imaging (passaggio 4.7). Centra l'immagine sulla messa a fuoco dell'istotripsia con le dimensioni dell'immagine che coprono 15 mm nell'azimut e nell'intervallo. Prima dell'applicazione dell'impulso istotripsia in ogni posizione, acquisire un'immagine in modalità B per fornire la visualizzazione del coagulo e del vaso modello, creando uno script in una piattaforma di programmazione. Assicurarsi che lo script stabilisca la comunicazione con lo scanner utilizzando i comandi del produttore.
    4. Durante l'applicazione dell'impulso istotripsia, implementare l'acquisizione delle emissioni acustiche nello script al punto 7.2.3 per formare immagini di cavitazione passiva post hoc35. Acquisire un'immagine di cavitazione passiva dopo ogni 10 impulsi di trattamento. Applicare una compensazione del guadagno temporale piatto di 50 a 8 profondità incrementali fino alla fine della profondità di imaging. Scegli una dimensione della finestra di acquisizione appropriata in modo tale che l'intero segnale dal coagulo venga catturato con una perdita minima di energia dovuta alla finestra35.
    5. Se sono presenti nuvole di bolle fuori bersaglio, regolare la posizione del trasduttore in situ con i posizionatori motorizzati.
      NOTA: monitorare i trigger mancati dell'array di immagini. Regolare il numero di set di dati di imaging acquisiti per garantire che l'archiviazione dei dati sia completata prima del successivo attivazione.

8. Procedura post-esperimento

  1. Sollevare manualmente il recipiente modello dal serbatoio dell'acqua per drenare il perfusato per gravità. Assicurarsi di mantenere il canale di flusso livellato per evitare che il coagulo si muova a valle e fuori dal recipiente modello durante il drenaggio.
  2. Raccogliere l'intero perfusato per ulteriori analisi in un piccolo becher (Figura 4A) disegnando la soluzione di plasma dal canale di flusso attraverso la pompa della siringa a una portata molto bassa.
  3. Scollegare il recipiente modello e rimuovere il coagulo. Se necessario, iniettare una piccola quantità di soluzione salina nel recipiente modello per rimuovere delicatamente il coagulo.
  4. Pulire il coagulo in modo simile al passaggio 1.2.3. Pesare il coagulo sulla bilancia per valutare la perdita di massa del coagulo.
  5. Per analizzare il contenuto di D-dimero, aggiungere 100 mg di acido aminocaproico a un tubo di microcentrifuga seguito da 1 mL di perfusato e mescolare bene usando una pipetta. Eseguire un test immuno-turbidimetrico del lattice per quantificare il D-dimero all'interno del campione36.
  6. Per valutare l'emolisi, aggiungere 1 mL di perfusato ai tubi della centrifuga e ruotare a 610 x g (3.500 giri/min) per 10 minuti. Combinare 0,5 mL di surnatante (concentrato) con 0,5 mL di soluzione di Drabkins e lasciare riposare la miscela a temperatura ambiente per 15 minuti. Trasferire 200 μL alle piastre del pozzo, come mostrato nella Figura 4B. Utilizzare un lettore di piastre per leggere l'assorbanza a 540 nm, Figura 4C (saggio Drabkins37).
  7. Valutazione istologica
    1. Tagliare una sezione dal centro del coagulo di circa 2-3 mm di lunghezza con un bisturi.
    2. Aggiungere la sezione a una cassetta. Mantenere l'orientamento della sezione rispetto alla direzione della propagazione dell'impulso istotripsia.
    3. Aggiungere 2 mL di soluzione di agarose a bassa gelificazione preparata al punto 3.2.5 nella cassetta per fissare il coagulo in posizione.
    4. Fissare il campione in formalina al 10% per 24 ore. Posizionare il campione in alcool al 70% dopo 24 ore ed eseguire la colorazione standard di emotoxilina-eosina38.

9. Analisi delle immagini di cavitazione passiva

  1. Elaborare i segnali acquisiti dall'array di imaging durante l'eccitazione istotripsia (fase 7.2.4) utilizzando un algoritmo basato sul robusto capon beamformer39 per creare un'immagine delle emissioni acustiche generate dalla nube di bolle in ogni luogo di trattamento.
    NOTA: Per generare immagini quantitative, seguire i passaggi descritti in Haworth et al.35. In caso contrario, ogni valore di pixel nell'immagine dovrebbe rappresentare l'energia acustica relativa della nuvola di bolle (unità di V2) in ogni posizione corrispondente.
  2. Segmentare l'immagine in modalità B acquistata nei passaggi 7.2.3 per distinguere tra i pixel che rappresentano il coagulo e il recipiente modello.
  3. Co-registrare l'immagine di cavitazione passiva con l'immagine in modalità B come mostrato nella Figura 5B. Sommare l'energia acustica all'interno del coagulo durante il periodo di esposizione35.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Il protocollo delineato in questo studio evidenzia i dettagli della modellazione del coagulo venoso, della lisotripsia per l'interruzione del coagulo e dell'imaging ecografico in una configurazione in vitro della TVP. La procedura adottata dimostra i passaggi necessari per valutare l'interruzione del coagulo dovuta agli effetti combinati dell'attività della nube a bolle di rt-PA e istotripsia. La configurazione da banco è stata progettata per imitare le caratteristiche di una vena iliofemorale venosa.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Il protocollo proposto presenta un modello per quantificare l'efficacia del trattamento della lisitripsia. Mentre i dettagli chiave sono stati discussi, ci sono alcuni aspetti critici da considerare per il successo di questo protocollo. L'attività enzimatica di rt-PA ha una dipendenza dalla temperatura di Arrhenius30. La temperatura è anche un fattore che contribuisce alla velocità del suono nell'acqua e nei tessuti, e le variazioni di temperatura possono causare piccole alterazioni della geometri...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato finanziato dal National Institutes of Health, Grant R01HL13334. Gli autori desiderano ringraziare il Dr. Kevin Haworth per l'assistenza con il test di Drabkin e il Dr. Viktor Bollen per il suo supporto nella progettazione del protocollo. Gli autori sono anche grati al Dr. Adam Maxwell per la sua guida sulla progettazione della fonte di istotripsia.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Fogli assorbentiAcustica di precisioneF28-SMALL-M300 mm x 300 mm x 10 mm
Borosilicato Pasteur pippettesFisher Scientific1367820A14,6 cm di lunghezza, capacità 2 mL
Provette da centrifugaEppendorf22364111capacità 1,5 mL
Saggio di DrabkinSigma AldrichD5941-6VL
Siringadi prelievoCole-ParmerEW-07945-43con capacità di 60 mL
McMaster-Carr5162K111Rimozione di particelle di dimensioni fino a 1 micron
Tubo del canale di flussoMcMaster-Carr5154K25Tubo in plastica EVA rivestito in polietilene (Diametro esterno: 3/8", Diametro interno: 1/4"
Elementi riscaldantiWon BrothersHT 300 TitanioAste in titanio posizionate sul fondo del serbatoio
Array di imagingVerasonicsL11-5v128 elemento con sensibilità da -55 a -49 dB
Basso gelificare l'agarosioMillipore SigmaA9414
Modello di recipienteMcMaster-Carr5234K986,6 cm di lunghezza, 0,6 cm di diametro interno, 1 mm di spessore
Acqua nanopuraBarnsteadNanopure DiamondASTM tipo I, 18 Mohm-cm di resistività
PlasmaVitalant4PF000Plasma congelato entro 24 ore
Lettore di piastreBiotekSynergy Neo HST Lettore di piastrePer la quantificazione dell'emoglobina
Coperchio della sondaCivco610-362
Piattaforma di programmazioneMATLAB (Mathworks, Natick, MA, USA)
Attivatore di plasminogeno di tipo tissutale ricombinante (rt-PA)GenentechActivase
SerbatoioCole-ParmerEW-07945-43con capacità di 60 mL
Pompa Cole-ParmerEW-74900-20collegata alla siringa per aspirare il flusso nel canale di flusso a una velocità di flusso predeterminata
TrasduttorepersonalizzatoTrasduttore a otto elementi focalizzato ellitticamente (asse maggiore 9 cm, asse minore 7 cm e lunghezza focale 6 cm), alimentato da classe D progettato e costruito su misura amplificatore e rete di abbinamento
Sistema di scansione a ultrasuoniVerasonicsVantage Research Ultrasound System
Serbatoio dell'acquaAcrilici avanzatiC13314 x 14 x 12, 1/2"
Sacchetti filtranti Pompa a siringa internamente

Riferimenti

  1. Oklu, R. Thrombosis. Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 7, Suppl 3 131-133 (2017).
  2. Satoh, K., Satoh, T., Yaoita, N., Shimokawa, H. Recent advances in the understanding of thrombosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (6), 159-165 (2019).
  3. Grosse, S. D., Nelson, R. E., Nyarko, K. A., Richardson, L. C., Raskob, G. E. The economic burden of incident venous thromboembolism in the United States: A review of estimated attributable healthcare costs. Thrombosis Research. 137, 3-10 (2016).
  4. Hirsh, J., Hoak, J. Management of deep vein thrombosis and pulmonary embolism. Circulation. 93 (12), 2212-2245 (1996).
  5. Browse, N. L., Clemenson, G., Croft, D. N. Fibrinogen-detectable thrombosis in the legs and pulmonary embolism. British Medical Journal. 1 (5908), 603-604 (1974).
  6. Plate, G., Ohlin, P., Eklöf, B. Pulmonary embolism in acute iliofemoral venous thrombosis. British Journal of Surgery. 72 (11), 912-915 (1985).
  7. Chen, J. X., Sudheendra, D., Stavropoulos, S. W., Nadolski, G. J. Role of catheter-directed thrombolysis in management of iliofemoral deep venous thrombosis. Radiographics. 36 (5), 1565-1575 (2016).
  8. Kahn, S. R., Solymoss, S., Lamping, D. L., Abenhaim, L. Long-term outcomes after deep vein thrombosis: postphlebitic syndrome and quality of life. Journal of General Internal Medicine. 15 (6), 425-429 (2000).
  9. Oğuzkurt, L., Ozkan, U., Gülcan, O., Koca, N., Gür, S. Endovascular treatment of acute and subacute iliofemoral deep venous thrombosis by using manual aspiration thrombectomy: long-term results of 139 patients in a single center. Diagnostic and Interventional Radiology. 18 (4), 410-416 (2012).
  10. Lauw, M. N., Büller, H. R. Current Approaches to Deep Vein Thrombosis. , 136-160 (2014).
  11. Kearon, C., et al. Antithrombotic therapy for VTE disease: antithrombotic therapy and prevention of thrombosis: American college of chest physicians evidence-based clinical practice guidelines. Chest. 141 (2), 419-496 (2012).
  12. Pouncey, A. L., et al. AngioJet Pharmacomechanical Thrombectomy and Catheter Directed Thrombolysis vs. Catheter Directed Thrombolysis Alone for the Treatment of Iliofemoral Deep Vein Thrombosis: A Single Centre Retrospective Cohort Study. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. , (2020).
  13. Tang, T., Chen, L., Chen, J., Mei, T., Lu, Y. Pharmacomechanical thrombectomy versus catheter-directed thrombolysis for iliofemoral deep vein thrombosis: a meta-analysis of clinical trials. Clinical and Applied Thrombosis/Hemostasis. 25, (2019).
  14. Kuo, T. -T., Huang, C. -Y., Hsu, C. -P., Lee, C. -Y. Catheter-directed thrombolysis and pharmacomechanical thrombectomy improve midterm outcome in acute iliofemoral deep vein thrombosis. Journal of the Chinese Medical Association. 80 (2), 72-79 (2017).
  15. Donaldson, C. W., et al. Thrombectomy using suction filtration and veno-venous bypass: single center experience with a novel device. Catheterization and Cardiovascular Interventions. 86 (2), 81-87 (2015).
  16. Khokhlova, V. A., et al. Histotripsy methods in mechanical disintegration of tissue: Towards clinical applications. International Journal of Hyperthermia. 31 (2), 145-162 (2015).
  17. Bader, K. B., Vlaisavljevich, E., Maxwell, A. D. For whom the bubble grows: Physical principles of bubble nucleation and dynamics in histotripsy ultrasound therapy. Ultrasound in Medicine & Biology. 45 (5), 1056-1080 (2019).
  18. Maxwell, A. D., et al. Noninvasive thrombolysis using pulsed ultrasound cavitation therapy-histotripsy. Ultrasound in Medicine & Biology. 35 (12), 1982-1994 (2009).
  19. Xu, Z., et al. Size measurement of tissue debris particles generated from pulsed ultrasound cavitational therapy-histotripsy. Ultrasound in Medicine & Biology. 35 (2), 245-255 (2009).
  20. Vlaisavljevich, E., et al. Effects of tissue stiffness, ultrasound frequency, and pressure on histotripsy-induced cavitation bubble behavior. Physics in Medicine and Biology. 60 (6), 2271-2292 (2015).
  21. Zhang, X., et al. Histotripsy thrombolysis on retracted clots. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (8), 1903-1918 (2016).
  22. Maxwell, A. D., et al. Noninvasive treatment of deep venous thrombosis using pulsed ultrasound cavitation therapy (histotripsy) in a porcine model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 22 (3), 369-377 (2011).
  23. Bader, K. B., et al. Efficacy of histotripsy combined with rt-PA in vitro. Physics in Medicine and Biology. 61 (14), 5253-5274 (2016).
  24. Bollen, V., et al. In vitro thrombolytic efficacy of single- and five-cycle histotripsy pulses and rt-PA. Ultrasound in Medicine & Biology. 46 (2), 336-349 (2020).
  25. Wang, Y. N., Khokhlova, T., Bailey, M., Hwang, J. H., Khokhlova, V. Histological and biochemical analysis of mechanical and thermal bioeffects in boiling histotripsy lesions induced by high intensity focused ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 39 (3), 424-438 (2013).
  26. Weisel, J. W., Litvinov, R. I. Fibrin formation, structure and properties. Sub-Cellular Biochemistry. 82, 405-456 (2017).
  27. Devanagondi, R., et al. Hemodynamic and hematologic effects of histotripsy of free-flowing blood: implications for ultrasound-mediated thrombolysis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 26 (10), 1559-1565 (2015).
  28. Holland, C. K., Vaidya, S. S., Datta, S., Coussios, C. -C., Shaw, G. J. Ultrasound-enhanced tissue plasminogen activator thrombolysis in an in vitro porcine clot model. Thrombosis Research. 121 (5), 663-673 (2008).
  29. Sutton, J. T., Ivancevich, N. M., Perrin, S. R., Vela, D. C., Holland, C. K. Clot retraction affects the extent of ultrasound-enhanced thrombolysis in an ex vivo porcine thrombosis model. Ultrasound in Medicine & Biology. 39 (5), 813-824 (2013).
  30. Shaw, G. J., Dhamija, A., Bavani, N., Wagner, K. R., Holland, C. K. Arrhenius temperature dependence of in vitro tissue plasminogen activator thrombolysis. Physics in Medicine & Biology. 52 (11), 2953(2007).
  31. Pinto, J., et al. Human plasma stability during handling and storage: impact on NMR metabolomics. Analyst. 139 (5), 1168-1177 (2014).
  32. Shaw, G. J., Sperling, M., Meunier, J. M. Long-term stability of recombinant tissue plasminogen activator at -80 C. BMC Research Notes. 2 (1), 117(2009).
  33. Maxwell, A. D., et al. Cavitation clouds created by shock scattering from bubbles during histotripsy. The Journal of the Acoustical Society of America. 130 (4), 1888-1898 (2011).
  34. Jensen, C. T., et al. Qualitative slow blood flow in lower extremity deep veins on doppler sonography: quantitative assessment and preliminary evaluation of correlation with subsequent deep venous thrombosis development in a tertiary care oncology center. Journal of Ultrasound in Medicine. 36 (9), 1867-1874 (2017).
  35. Haworth, K. J., Bader, K. B., Rich, K. T., Holland, C. K., Mast, T. D. Quantitative frequency-domain passive cavitation imaging. IEEE Transactions on Ultrasonics, Ferroelectrics, and Frequency Control. 64 (1), 177-191 (2017).
  36. Hamano, A., et al. Latex immunoturbidimetric assay for soluble fibrin complex. Clinical Chemistry. 51 (1), 183-188 (2005).
  37. Drabkin, D. L., Austin, J. H. Spectrophotometric studies II. Preparations from washed blood cells; nitric oxide hemoglobin and sulfhemoglobin. Journal of Biological Chemistry. 112 (1), 51-65 (1935).
  38. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. CSH Protocols. 2008, (2008).
  39. Coviello, C., et al. Passive acoustic mapping utilizing optimal beamforming in ultrasound therapy monitoring. The Journal of the Acoustical Society of America. 137 (5), 2573-2585 (2015).
  40. Mori, K., Dwek, R. A., Downing, A. K., Opdenakker, G., Rudd, P. M. The activation of type 1 and type 2 plasminogen by type I and type II tissue plasminogen activator. Journal of Biological Chemistry. 270 (7), 3261-3267 (1995).
  41. Righini, M., Perrier, A., De Moerloose, P., Bounameaux, H. D-Dimer for venous thromboembolism diagnosis: 20 years later. Journal of Thrombosis and Haemostasis: JTH. 6 (7), 1059-1071 (2008).
  42. Hilleman, D. E., Razavi, M. K. Clinical and economic evaluation of the Trellis-8 infusion catheter for deep vein thrombosis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 19 (3), 377-383 (2008).
  43. De Sensi, F., et al. Predictors of successful ultrasound guided femoral vein cannulation in electrophysiological procedures. Journal of Atrial Fibrillation. 11 (3), 2083(2018).
  44. Vlaisavljevich, E., et al. Effects of ultrasound frequency and tissue stiffness on the histotripsy intrinsic threshold for cavitation. Ultrasound in Medicine & Biology. 41 (6), 1651-1667 (2015).
  45. Vlaisavljevich, E., et al. Histotripsy-induced cavitation cloud initiation thresholds in tissues of different mechanical properties. IEEE Transactions on Ultrasonics, Ferroelectrics, and Frequency Control. 61 (2), 341-352 (2014).
  46. Hendley, S. A., Paul, J. D., Bader, K. B. Mechanistic investigation of clot degradation via the action of histotripsy and thrombolytic. Joint AAPM | COMP Virtual Meeting. The American Association of Physics in Medicine. , (2020).
  47. Goss, S. A., Johnston, R. L., Dunn, F. Comprehensive compilation of empirical ultrasonic properties of mammalian tissues. The Journal of the Acoustical Society of America. 64 (2), 423-457 (1978).
  48. Duck, F. A. Physical Properties of Tissues. Duck, F. A. , Academic Press. 137-165 (1990).
  49. Bader, K. B., Haworth, K. J., Maxwell, A. D., Holland, C. K. Post hoc analysis of passive cavitation imaging for classification of histotripsy-induced liquefaction in vitro. IEEE Transactions on Medical Imaging. 37 (1), 106-115 (2018).
  50. Crake, C., et al. Enhancement and passive acoustic mapping of cavitation from fluorescently tagged magnetic resonance-visible magnetic microbubbles in vivo. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (12), 3022-3036 (2016).
  51. Gyongy, M., Coussios, C. Passive spatial mapping of inertial cavitation during HIFU exposure. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 57 (1), 48-56 (2010).
  52. Canney, M. S., Bailey, M. R., Crum, L. A., Khokhlova, V. A., Sapozhnikov, O. A. Acoustic characterization of high intensity focused ultrasound fields: A combined measurement and modeling approach. The Journal of the Acoustical Society of America. 124 (4), 2406-2420 (2008).
  53. Czaplicki, C., et al. Can thrombus age guide thrombolytic therapy. Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 7, Suppl 3 186-196 (2017).
  54. Bajd, F., Vidmar, J., Blinc, A., Sersa, I. Microscopic clot fragment evidence of biochemo-mechanical degradation effects in thrombolysis. Thrombosis Research. 126 (2), 137-143 (2010).
  55. Wang, C., et al. Efficacy and safety of low dose recombinant tissue-type plasminogen activator for the treatment of acute pulmonary thromboembolism: a randomized, multicenter, controlled trial. Chest. 137 (2), 254-262 (2010).
  56. Arvanitis, C. D., Crake, C., McDannold, N., Clement, G. T. Passive acoustic mapping with the angular spectrum method. IEEE Transactions on Medical Imaging. 36 (4), 983-993 (2017).
  57. Khokhlova, V. A., et al. Histotripsy methods in mechanical disintegration of tissue: towards clinical applications. International Journal of Hyperthermia: The Official Journal of European Society for Hyperthermic Oncology, North American Hyperthermia Group. 31 (2), 145-162 (2015).
  58. Roberts, W. W. Development and translation of histotripsy: current status and future directions. Current Opinion in Urology. 24 (1), 104-110 (2014).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Esplora altri articoli

Terapia per histotriziatrombosi venosa profondaultrasuoni focalizzatigenerazione di nuvole di bolleimaging della cavitazione passivaperdita di massa del coaguloattivatore del plasminogeno tissutale ricombinantetrombolisi in vitrosomministrazione di farmaci litici
Un sistema in vitro per valutare l'efficacia trombolitica dell'istotripsia e di un farmaco lititico
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.