Preparazione della membrana plasmatica su piccola scala per l'analisi di Candida albicans Cdr1-mGFPHis

L'estrazione di proteine di membrana integrali dal loro ambiente lipidico nativo può influenzare notevolmente la loro struttura e funzione^1,2,3,4. La complessa composizione lipidica delle membrane biologiche⁵ assicura che possano verificarsi interazioni proteina-lipidi di importanza critica⁶. I lipidi mantengono l'integrità strutturale delle proteine di membrana, consentendo loro di funzionare correttamente nelle loro destinazioni del compartimento di membrana^7,8. Pertanto, un primo passo fondamentale nella purificazione delle proteine di membrana è l'estrazione della proteina dal suo ambiente nativo senza influenzarne la struttura e / o la funzione.

Ci sono molti ostacoli alla caratterizzazione della struttura delle proteine di membrana, la maggior parte delle quali sono legate alla loro natura idrofoba, e alle difficoltà di esprimere proteine di membrana correttamente piegate e funzionali nelle quantità richieste per la cristallografia a raggi X o la crio-microscopia elettronica (crio-EM)^9,10,11,12. Esistono tre tipi di sistemi di espressione proteica di membrana:^{omologhi 9,}eterologhi^13,14,15e sistemi di espressione in vitro ^16,17. I livelli di espressione spesso bassi, o i costi proibitivi, di molti sistemi di espressione lasciano solo pochi ospiti come opzione preferita per produrre proteine di membrana. Includono l'ospite batterico, Escherichia coli, i lieviti S. cerevisiae e Pichia pastorise eucarioti superiori come le cellule di insetti Sf9 o le linee cellulari di mammiferi¹⁸. Tutte le tecnologie di espressione proteica di membrana presentano vantaggi e svantaggi; tuttavia, S. cerevisiae è forse l'organismo modello eucariotico meglio studiato adatto alla produzione di proteine di membrana. È altamente versatile con applicazioni in ingegneria genetica, scoperta di farmaci, biologia sintetica ed espressione delle proteine di membrana eucariotiche^14,19,20,21.

In questo studio, è stata utilizzata una tecnologia brevettata di espressione proteica di membrana S. cerevisiae ^21, con S. cerevisiae ADΔ¹⁴ e ADΔΔ²² come ospiti preferiti (Figura 1A), per sovraesprimere e studiare la principale pompa di efflusso multifarmaco Cdr1 di C. albicans. Entrambi i ceppi di S. cerevisiae sono derivati di AD1-8u^- 23 che hanno i geni ura3 (ADΔ) o entrambi i geni ura3 e his1 (ADΔΔ) cancellati per eliminare eventuali falsi positivi uracile o prototrofio istidina trasformanti derivanti dall'integrazione indesiderata nei loci genomici URA3 o HIS1. La delezione delle 7 principali pompe di efflusso multifarmaco²³, indicate nella Figura 1A, rende ADΔΔ squisitamente sensibile alla maggior parte degli xenobiotici. Il fattore di trascrizione mutante gain-of-function Pdr1-3 provoca la sovraespressione costitutiva di proteine di membrana eterologhe come Cdr1 (ottagoni rossi in Figura 1A)dopo l'integrazione della cassetta di trasformazione eterologa-contenente ORF (Figura 1A) nel locus genomico PDR5 (rettangolo blu in Figura 1A) tramite due eventi di ricombinazione omologhi. La corretta localizzazione della membrana plasmatica delle proteine marcate con mGFPHis C-terminale può essere confermata mediante microscopia confocale (Figura 1A) e il tag His può essere utilizzato per la purificazione dell'affinità al nichel della proteina marcata. La clonazione di alcuni trasportatori abc fungini (ad esempio, Candida krusei ABC1) in plasmidi derivati da pABC3 non era, tuttavia, possibile perché non potevano essere propagati in Escherichia coli a causa della tossicità cellulare. Ciò ha spinto lo sviluppo della clonazione in un'unica fase delle proteine di membrana^14,24 etichettate al loro N- o C-terminus con vari tag di affinità, epitopo o reporter direttamente in S. cerevisiae ADΔΔ (Figura 1C). S. cerevisiae I ceppi ADΔΔ che sovraesprimono vari mutanti CDR1 possono anche essere creati in modo efficiente in questo modo utilizzando fino a cinque singoli frammenti di PCR che si sovrappongono di 25 bp (Figura 1C). Utilizzando questo protocollo, molti ORF di interesse possono essere clonati, espressi e caratterizzati a basso costo e ad alta efficienza in un arco di tempo molto breve. L'efficienza di trasformazione riduce solo di circa 2 volte ogni frammento pcr aggiuntivo.

Se lo si desidera, i livelli di espressione possono anche essere facilmente manipolati dal design del primer per ottimizzare prevedibilmente i livelli di espressione fino a un punto compreso tra lo 0,1% e il 50% dei livelli di espressione costitutiva solitamente elevati^25. Il vettore di clonazione derivato pABC3¹⁴ ottimizzato e multifunzionale, pABC3-XLmGFPHis²⁶ (Figura 1B) contiene un sito di scissione della proteasi HRV-3C (X; LEVLFQ| GP), una proteasi che si comporta meglio a 4 °C rispetto alla proteasi del virus dell'incisione del tabacco (TEV) frequentemente utilizzata²⁷. L è un linker a cinque aminoacidi (GSGGS), mGFP è un mutante monomerico (A206K)^28,29 versione della variante proteica a fluorescenza verde potenziata dal lievito yEGFP3³⁰e His è un linker di tre aminoacidi (GGS) seguito dal tag di purificazione della proteina a sei istidine (HHHHHH).

Questa tecnologia di espressione è stata utilizzata con successo nella scoperta di farmaci e nello studio delle proteine di membrana. La prima struttura per un bersaglio farmacologico azolico fungino, S. cerevisiae Erg11³¹, è stata risolta utilizzando questa tecnologia. Ha inoltre permesso la caratterizzazione dettagliata di C. albicans Cdr1^32,33,34 e la creazione di una molecola Cdr1³⁵ carente di cisteina adatta per studi di reticolazione della cisteina per verificare qualsiasi futura struttura ad alta risoluzione. Molti altri trasportatori ABC dai principali patogeni fungini umani (ad es. C. albicans, Candida glabrata, Candida auris, Candida krusei, Candida utilis, Cryptococcus neoformans, Aspergillus fumigatus, Penicillium marneffei e il complesso di specie Fusarium solani) sono stati studiati in dettaglio utilizzando questa piattaforma di espressione^{24,36,37,38,39}. Ciò ha permesso la generazione di un pannello di filtri S. cerevisiae che sovraesprimono pompe di efflusso che è stato utilizzato in schermi ad alto rendimento per scoprire il nuovo substrato della pompa di efflusso fluorescente rosso Nilo⁴⁰ e specifico⁴¹ e ad ampio spettro^{14,33,42,43,44} inibitori della pompa di efflusso. L'uso di questo sistema ha anche permesso la scoperta della clorgilina come il primo inibitore della pompa di efflusso multifarmaco fungino ad ampio spettro ad ampio spettro⁴².

La completa solubilizzazione delle proteine di membrana e la creazione di una preparazione omogenea di membrana proteina-micelle priva di lipidi endogeni, richiede elevate concentrazioni di detergente^45. Ma sfortunatamente, questo spesso inattiva anche la proteina di membrana^5,8,45,46. Le proprietà dei monomeri detergenti e la loro aggregazione in soluzione sono influenzate dalle proprietà fisiche della coda idrofoba, dalla lunghezza e dalla ramificazione della catena alchilica, dalla presenza di un nucleo aromatico o di una catena laterale fluoroalchilica o dal numero di unità di poliossietilene. Pertanto, lo screening del detergente è un primo passo importante per determinare il detergente più adatto per la solubilizzazione e la purificazione delle proteine di membrana.

C. albicans è un importante patogeno fungino umano di individui immunocompromessi che può causare infezioni invasive gravi e potenzialmente letali⁴⁷e può diventare resistente ai farmaci antifungini azolici^48,49. Uno dei principali meccanismi di resistenza multifarmaco di C. albicans è la sovraespressione di Cdr1⁵⁰, che è un trasportatore di cassette (ABC) di tipo II AP^della sottofamiglia ABCG situato nella membrana plasmatica. I trasportatori ABCG fungini a grandezza naturale (costituiti da due domini di legame nucleotidico [NBD] e due domini transmembrana [TMD]) sono più comunemente noti come trasportatori di resistenza ai farmaci pleiotropici (PDR) e sono caratterizzati dalla loro unica topologia di dominio invertito [NBD-TMD]₂. I trasportatori PDR si trovano solo nelle piante^52,53 e nei funghi^54. Nonostante la loro importanza, non ci sono strutture per i trasportatori PDR, anche se le strutture per i trasportatori ABCG a mezza dimensione umana sono state recentemente risolte che hanno contribuito a creare il primo modello provvisorio per Cdr1³³. Le nostre recenti prove sperimentali suggeriscono, tuttavia, che questo modello è difettoso probabilmente perché i trasportatori PDR fungini hanno caratteristiche NBD asimmetriche che risultano molto probabilmente in un meccanismo di trasporto unico. Una struttura ad alta risoluzione di Cdr1 è, quindi, necessaria sia per la progettazione razionale di nuovi inibitori della pompa di efflusso che possono aiutare a superare la resistenza ai farmaci mediata dall'efflusso, sia per fornire informazioni sul meccanismo d'azione di questa importante famiglia di trasportatori ABC.

L'obiettivo di questo studio è stato quello di sviluppare protocolli affidabili per l'espressione, la solubilizzazione e la purificazione di Cdr1 nell'ospite di espressione geneticamente modificato di S. cerevisiae, con l'obiettivo finale di ottenere una struttura ad alta risoluzione per Cdr1. Come parte di questo processo, è stato progettato un doppio tag mGFPHis scisso dalla proteasi (Figura 1B) con un linker a 16 residui che separa il tag dal C-terminus di Cdr1, che ha migliorato il legame del tag 6x His affinity allegato alla resina di affinità al nichel e ha permesso il monitoraggio dei livelli di espressione di Cdr1 nelle cellule viventi e durante l'intero processo di purificazione. È stato inoltre sviluppato un protocollo riproducibile per preparati proteici a membrana plasmatica di lievito su piccola scala contenenti circa il 10% di C. albicans Cdr1 (come stimato dalla colorazione di Coomassie dopo SDS-PAGE), che potrebbe essere utilizzato per la caratterizzazione biochimica di Cdr1.

1. Preparazione di scorte fresche o congelate di celle ADΔ e ADΔΔ competenti per la trasformazione

1. Inoculare 25 mL di 2x YPCD [cioè 2x YPD; 2% (p/v) estratto di lievito, 2% (p/v) peptone, 4% (p/v) destrosio), 0,079% (p/v) CSM (miscela completa di integratori)]³⁵ medium con una singola colonia di lievito e incubare durante la notte (o/n) per 16 ore a 30 °C con agitazione a 200 giri al minuto (rpm).
2. Inoculare 225 mL di 2x mezzo YPCD con la coltura o/n da 25 mL e controllare la densità ottica cellulare a 600 nm (OD_600); l'OD₆₀₀ è di solito ~ 0,5-1,0.
   NOTA: in questa fase assicurarsi che tutti i materiali necessari per il seguente esperimento di trasformazione siano prontamente disponibili.
3. Far crescere la coltura a 30 °C per ulteriori ~6-8 h con agitazione a 200 rpm fino a quando la densità cellulare raggiunge un OD₆₀₀ di ~6-8.
   NOTA: i seguenti passaggi vengono eseguiti a temperatura ambiente (RT) se non diversamente specificato.
4. Raccogli queste cellule in fase logaritmica per centrifugazione a 3.000 x g per 3 min.
5. Risuscilare le cellule e lavarle due volte con acqua sterile a doppio distillato (ddH₂O; cioè 200 ml e poi 20 ml).
6. Raccogli le cellule a 3.000 x g per 3 min.
7. Lentamente (cioè, aggiungere 30 aliquote uguali di soluzione di cellule competenti congelate (FCC) ogni minuto per 30 minuti) risusciscere il pellet cellulare in X mL di FCC [5% (p / v) glicerolo, 10% (v / v) dimetilsolfossido (DMSO)] su ghiaccio (dove X = OD₆₀₀; ad esempio, se OD₆₀₀ = 6 ricasuscid in 6 mL, o se OD₆₀₀ = 3 sosuscindi in 3 mL).
   NOTA: la corretta composizione FCC è fondamentale per il successo della trasformazione.
8. Tenere le celle sul ghiaccio per 2 ore prima della trasformazione o conservare le aliquote a -80 °C fino a quando non è necessario.
   NOTA: le celle ADΔ e ADΔΔ sono molto sensibili al congelamento. Pertanto, le celle devono essere raffreddate lentamente fino a -80 °C: posizionare tubi microcentrifuga ghiacciati contenenti aliquote cellulari da 50-600 μL in una scatola di stoccaggio di plastica (RT). Posizionare la scatola in un contenitore di polistirene più grande (RT) e chiudere il contenitore con un coperchio di polistirolo adatto. Quindi, mettere il contenitore nel congelatore a -80 °C.
   ATTENZIONE: Il congelamento lento è fondamentale per la sopravvivenza cellulare.

2. Trasformazione di ADΔ e ADΔΔ con CaCDR1-XLmGFPHis e conferma dei corretti trasformanti mediante PCR di colonia e sequenziamento del DNA

NOTA: Plasmid pABC3-CDR1-mGFPHis è stato creato utilizzando strategie di clonazione convenzionali descritte in dettaglio in Lamping et al., 2010⁵⁵ ed è illustrato nella Figura 1B. Wild-type C. albicans CDR1 è stato isolato come frammento pacI/NotI dal plasmide pABC3-CaCDR1A-GFP¹⁴ e clonato in pABC3-XLmGFPHis²⁶.

1. La PCR amplifica l'intera cassetta di trasformazione CDR1 con una dna polimerasi ad alta fedeltà e una coppia di primer PDR5-pro/PDR5-ter³⁵ utilizzando 1-10 ng di pABC3-CaCDR1-XLmGFPHis come modello di DNA o, in alternativa, digerire 2 μg di pABC3-CaCDR1-XLmGFPHis fino al completamento con 10 U enzima di restrizione AscI a 37 °C (Figura 1A,B).
   NOTA: La cassetta di trasformazione CDR1 (Figura 1A) comprende il promotore PDR5 - CaCDR1-mGFPHis - terminatore PGK1 - marcatore di selezione URA3 - regione a valle PDR5.
2. Eseguire l'elettroforesi su gel di agarose ed estrarre il gel dalla cassetta di trasformazione ~8 kb.
   NOTA: La purificazione su gel della cassetta di trasformazione CaCDR1 da ~8 kb rimuove ogni possibile DNA plasmidico non digerito, il che potrebbe portare a trasformanti errati che hanno l'intero plasmide, piuttosto che la cassetta di trasformazione lineare, integrata nel locus genomico PDR5.
3. Denaturare la quantità richiesta di DNA portatore di spermatozoi di salmone (2 mg/mL; 10 mM Tris, 1 mM EDTA; pH 7,5) per 10 minuti a bagnomaria bollente e conservare sul ghiaccio. Utilizzare tubi con tappo a vite per far bollire il DNA dello sperma di salmone per evitare l'apertura del coperchio.
4. Mescolare 50 μL di DNA di spermatozoi di salmone denaturato con 14 μL della cassetta di trasformazione (500-2.000 ng) e mantenere i 64 μL di miscela di DNA sul ghiaccio fino a nuovo utilizzo.
   NOTA: Utilizzare 10 ng di un plasmide E. coli-yeast shuttle (ad esempio, pYES2) come controllo di trasformazione positiva (Figura 2B).
5. Riassumare le cellule competenti fresche o congelate rapidamente scongelate per 5 minuti a bagnomaria a 30 °C e dividerle in aliquote da 50 μL in tubi microcentrifuga da 1,5 mL.
6. Raccogliere le cellule mediante centrifugazione per 1 minuto in un microfugio alla massima velocità (18.000 x g).
7. Rimuovere il surnatante e mantenere il pellet cellulare a RT.
8. Per ogni trasformazione, mescolare 296 μL di combinazioni (RT) di 260 μL di 50% (p/v) polietilenglicole (PEG 3350) e 36 μL di 1 M di acetato di litio (LiAc), mediante pipettaggio ripetuto, con gli opportuni 64 μL di miscele di DNA ghiacciato-freddo.
9. Aggiungere immediatamente la miscela appropriata a un'aliquota di pellet di cella competente da 50 μL.
10. Sospendare il pellet cellulare nei 360 μL della miscela PEG-LiAc-DNA mediante vortice completo per circa 30 s.
11. Incubare la miscela cellulare a bagnomaria a 30 °C per 1 ora.
    NOTA: le celle ADΔ e ADΔΔ si trasformano meglio a 30 °C che a 42 °C³⁵.
12. Raccogli le cellule a 18.000 x g per 10 s. Scartare il surnatante e risusenziare il pellet cellulare in 80 μL di ddH₂O.
13. Distribuire le cellule su una piastra di agar CSM-URA^{35 [cioè,} 0,67% (p / v) base di azoto di lievito senza amminoacidi, 0,077% (p / v) CSM meno uracile, 2% (p / v) glucosio e 2% (p / v) agar].
14. Incubare le piastre per 2-3 giorni a 30 °C fino a quando i trasformanti prototrofi uracili sono chiaramente visibili.
    NOTA: Aspettatevi ~100 trasformanti per μg della cassetta di trasformazione caCDR1 lineare ~8 kb e ~4 x 10⁴ trasformanti per μg pYES2.
15. Scegli cinque trasformanti indipendenti e distribuiscili su una piastra CSM-URA fresca per separare i trasformanti prototrofi dell'uracile dai resti di cellule ospiti non trasformate.
16. Rimuovere eventuali piccoli mutanti coltivando i trasformanti su piastre di agar YPG [1% (p / v) estratto di lievito, 2% (p / v) peptone, 2% (v / v) glicerolo e 2% (p / v) agar] (Figura 2D).
    NOTA: i piccoli mutanti hanno mitocondri difettosi e, quindi, non possono crescere su fonti di carbonio non fermentabili. Sono abbastanza comuni in S. cerevisiae⁵⁶. S. cerevisiae ADΔ e ADΔΔ sono particolarmente inclini ad acquisire il fenotipo petite.
17. Eseguire la PCR della colonia di lieviti e confermare che almeno tre trasformatori indipendenti siano correttamente integrati nel locus genomico PDR5 (Figura 1C) amplificando l'intera cassetta di trasformazione CaCDR1 da ~ 8 kb con una DNA polimerasi specifica ottimizzata per amplificare i prodotti PCR da fonti di modello di DNA impuro. Utilizzare una serie di primer che si legano appena fuori dal sito di integrazione e aliquote da 1 μL di sospensioni cellulari (in ddH₂O) derivate da singole colonie come modelli di DNA.
    NOTA: Questa particolare DNA polimerasi amplifica in modo affidabile frammenti di PCR ~ 8 kb da cellule di lievito intatte. Tuttavia, per un'amplificazione affidabile, sono necessari 45 cicli di PCR e le cellule di lievito devono essere risospese a OD₆₀₀ 1-10 in ddH₂O.
18. Confermare il corretto prodotto di amplificazione PCR ~8 kb mediante elettroforesi su gel di acarosio DNA di una porzione di 1 μL della reazione PCR.
19. Rimuovere i primer di amplificazione in eccesso da una porzione di 10 μL della reazione PCR con una miscela enzimatica di un'esonucleasi del DNA a singolo filamento e una fosfatasi seguendo le istruzioni del produttore prima di sequenziare l'intero ORF utilizzando porzioni del campione di DNA trattato con primer appropriati.

3. Protocollo di isolamento della membrana plasmatica del lievito su piccola scala

1. Cellule di lievito in crescita
   1. Pre-coltura una singola colonia di lievito in 10 ml di YPD a 30 °C per ~ 7-8 ore con agitazione a 200 giri / min.
   2. Inoculare 40 mL di terreno YPD con i 10 mL di pre-coltura e incubare le cellule a 30 °C o/n (~16 h) con agitazione a 200 rpm fino a quando la densità cellulare raggiunge un OD₆₀₀ di 1-3.
2. Raccolta delle cellule di lievito
   1. Raccogliere 40 unità OD (ODU; ad esempio, 1 mL a un OD₆₀₀ di 1 = 1 ODU) di cellule in fase logaritmica a 4.200 x g per 5 min a 4 °C.
   2. Risospendare e lavare le cellule due volte con ddH_{sterile ghiacciato 2}O (cioè 40 mL e poi 1 mL; raccogliere le cellule tra i passaggi mediante centrifugazione a 4.200 x g per 5 minuti a 4 °C).
   3. Risuscimere il pellet in 1 mL di ddH₂O sterile ghiacciato e trasferire la sospensione cellulare in un tubo microcentrifuga da 1,5 mL pre-raffreddato (su ghiaccio).
   4. Raccogliere celle a 3.300 x g per 3 minuti a 4 °C.
   5. Aspirare il surnatante.
   6. Spese di stoccaggio del pellet cellulare in tampone omogeneizzante da 0,5 mL [HB; 50 mM Tris, 0,5 mM EDTA, 20% (v/v) glicerolo; pH 7,5] appena integrato con 1 mM fenilmetilsulfonil fluoruro (PMSF).
      NOTA: Aggiungere sempre PMSF fresco perché PMSF viene inattivato rapidamente dopo l'esposizione all'acqua.
      ATTENZIONE: PMSF è un inibitore della serina proteasi, che è estremamente corrosivo e distruttivo per i tessuti. Può causare danni irreversibili agli occhi.
   7. Conservare la sospensione cellulare a -80 °C o utilizzare immediatamente.
3. Isolamento delle membrane plasmatiche
   1. Se congelato, scongelare le cellule sul ghiaccio per ~ 1 ora.
   2. Aggiungere perle di silice ghiacciate da 0,5 mm di diametro alla sospensione cellulare da 0,5 mL per raggiungere un volume totale di 1 mL.
   3. Rompere le celle con 6 cicli di vortice alla massima intensità di scuotimento per 1 min intervallati da periodi di raffreddamento di 3 min sul ghiaccio.
   4. Fai un foro sottile nella parte inferiore del tubo con una lama di bisturi riscaldata.
   5. Raccogliere l'omogeneità cellulare rotta attraverso il fondo del tubo montato in un altro tubo microcentrifuga da 1,5 mL ghiacciato con una rotazione a bassa velocità di 10 s (~ 200 giri / min).
      NOTA: questo assicura che le pere di silice rimangano nel tubo originale.
   6. Centrifugare l'omogeneo cellulare a 5.156 x g per 5 minuti a 4 °C per rimuovere detriti cellulari, cellule ininterrotte e nuclei.
   7. Trasferire 450 μL di surnatante in un tubo microcentrifuga ghiacciato da 1,5 mL e aggiungere un ulteriore 1 mL di HB ghiacciato integrato con PMSF fresco (1 mM).
      NOTA: questa fase di diluizione è fondamentale per il recupero delle proteine di membrana plasmatiche di alta qualità.
   8. Raccogliere le membrane plasmatiche a 17.968 x g per 1 ora a 4 °C e risospenare il pellet di membrana plasmatica, mediante pipettaggio ripetuto, in 100 μL di HB appena integrato con 1 mM PMSF. Allentare il pellet cellulare per una corretta omogeneizzazione della membrana plasmatica mescolando il pellet cellulare con la punta della pipetta da 100 μL prima di rilasciare i 100 μL di HB e il pipettaggio su e giù.
   9. Misurare la concentrazione proteica della preparazione della membrana plasmatica con un kit di analisi delle proteine compatibile con tamponi contenenti agente riducente e detergente.
   10. Conservare le membrane plasmatiche a -80 °C o tenerle sul ghiaccio per un uso immediato.

4. Elettroforesi su gel di poliacrilammide dodecilsolfato di sodio (SDS-PAGE)

1. Assemblare l'apparecchio per la preparazione di gel di poliacrilammide.
2. Per due gel di separazione (7% poliacrilammide), mescolare 2,1 mL di acrilammide/bis-acrilammide al 40%, 3 mL di tampone separatore 4x (1,5 M Tris, 0,4% sodio dodecilsolfato [SDS] (p/v); pH 8,8) e 6,9 mL di ddH₂O. Aggiungere 8 μL di tetrametiletilendiammina (TEMED) e 60 μL di 10% di persolfato di ammonio (APS) per avviare la polimerizzazione dell'acrilammide.
   ATTENZIONE: L'acrilammide/bis-acrilammide è molto tossica. Provoca irritazione cutanea, neuropatia periferica ed è cancerogeno. TEMED è dannoso se ingerito o inalato. L'APS è dannoso se ingerito. Provoca gravi irritazioni agli occhi e alla pelle.
3. Versare ~ 4-5 ml di questa miscela nell'apparato gel assemblato, fino a ~ 2 cm dall'alto.
4. Sovrapporre con attenzione ~ 1-2 ml di SDS allo 0,1% sulla parte superiore per creare un menisco planare.
5. Lasciare che la poliacrilammide si imposti per ~ 60 minuti a RT.
6. Preparare una miscela di gel impilante per due gel mescolando 0,5 mL di acrilammide/bis-acrilammide al 40%, 1 mL di tampone impilante 4x (0,5 M Tris, 0,4% SDS (p/v); pH 6,8) e 6,9 mL di ddH₂O. Aggiungere 2 μL di TEMED e 30 μL di 10% APS per avviare la polimerizzazione dell'acrilammide.
7. Rimuovere lo strato SDS allo 0,1% dal gel separatore polimerizzato e risciacquare con ddH₂O per rimuovere tracce di SDS.
8. Versare la miscela di gel impilante sul gel separatore.
9. Metti un pettine nel gel impilante e rimuovi eventuali bolle d'aria intorno al pettine.
10. Lasciare che il gel impilante si imposti per ~ 60 minuti a RT.
11. Rimuovere il pettine e risciacquare le fessure del gel con acqua. Mettere il gel nel serbatoio del gel e riempire il serbatoio del gel verso l'alto con 1x tampone di corsa (24,8 mM Tris, 190 mM glicina, 0,1% SDS).
    NOTA: Preparare 1x buffer in esecuzione da una scorta tampone 10x (248 mM Tris, 1,9 M glicina, 1% SDS (p/v) in ddH₂O) conservata presso RT.
12. Mescolare campioni di membrana plasmatica da 5-10 μL (cioè 10-20 μg di proteine) con volumi uguali di 2x colorante a carico proteico [120 mM Tris-HCl (pH 6,8), 20% glicerolo, 0,02% blu bromofenolo, 4% SDS, 200 mM ditiotreitolo (DTT)] e caricare immediatamente in singoli slot di gel immersi nel buffer di corsa.
    ATTENZIONE: la DTT è dannosa se ingerita. Provoca gravi irritazioni agli occhi e alla pelle.
    NOTA: Fare una scorta di 10 mL di 2x colorante a carico proteico, aliquota e conservare a -20 °C. Non riscaldare i campioni misti, ma caricarli immediatamente in singoli slot di gel in modo che il tag GFP non sia denaturato e i segnali di fluorescenza in-gel possano essere rilevati.
13. Caricare i marcatori di peso molecolare delle proteine (intervallo 10-245 kDa) in uno slot separato per consentire la stima delle dimensioni dei singoli frammenti proteici.
14. Eseguire l'elettroforesi su gel a 200 V fino a quando il colorante di carico blu raggiunge il fondo del gel (di solito 45-55 min).
15. Esaminare il gel per la fluorescenza GFP in-gel con un sistema di imaging su gel (le lunghezze d'onda di eccitazione ed emissione sono rispettivamente 475-485 nm e 520 nm).
16. Dopo l'imaging a fluorescenza in-gel, fissare le proteine mediante una delicata agitazione del gel in ~ 10-20 mL protein gel fixing solution (40% etanolo, 10% acido acetico) per 15 minuti a RT.
17. Risciacquare il gel due volte per 10 minuti con 10 mL di ddH₂O e visualizzare le bande proteiche posizionando il gel in 10 mL di soluzione colloidale di Coomassie con un delicato scuotimento per ~ 1 ora a RT.
18. Per una migliore visualizzazione delle bande proteiche, demacchiare il gel una o due volte in ~ 20 ml di ddH₂O per ~ 1 ora prima di registrare le immagini con il sistema di imaging del gel.

5. Determinazione delle attività di Cdr1 ATPasi ⁵⁷

1. I campioni di membrana plasmatica diluita >2,2 mg/mL a 1-2 mg/mL in HB.
2. Equilibrare il cocktail di dosaggio ATPasi (75 mM MES-Tris, 75 mM di nitrato di potassio, 0,3 mM di molibdato di ammonio, 7,5 mM di sodio azide; pH 7,5) e Mg-ATP (28,8 mM di sale disodico ATP, 28,8 mM MgCl_2;pH 7,0) a 30 °C in un incubatore a 30 °C.
   ATTENZIONE: L'azide di sodio è altamente tossico.
   NOTA: assicurarsi che tutte le scorte tampone e le bottiglie siano prive di fosfati; cioè, lavare la vetreria con 1% (vol/ vol) HCl e risciacquarla più volte con ddH₂O. Inoltre, tenerlo separato da altri oggetti in vetro che probabilmente contengono tracce di fosfato comunemente presenti nei detergenti usati per lavare i bicchieri.
3. Aggiungere 90 μL di cocktail di analisi con o senza inibitore della Cdr1-ATPasi (20 μM di oligomicina) in singoli pozzetti di una piastra di microtitolato a 96 pozzetti.
   NOTA: Il test viene eseguito in triplice copia.
4. Aggiungere 5 μL delle membrane plasmatiche isolate (~5-10 μg di proteine) o degli standard fosfatici (0-100 nmoles Pi) nei appositi pozzi della piastra di microtitolazione.
   NOTA: mantenere la prima e l'ultima colonna per due serie separate di standard sui fosfati.
5. Iniziare il test aggiungendo 25 μL di Mg-ATP preriscaldato da 28,8 mM (concentrazione finale di 6 mM) con una pipetta multicanale in singoli pozzeggi e incubare a 30 °C per 30 minuti.
6. Interrompere la reazione aggiungendo 130 μL di reagente di sviluppo (1,6% sodio L-ascorbato, 1% SDS, 12% molibdato di ammonio in acido solforico 6 M).
   ATTENZIONE: L'acido solforico concentrato reagisce violentemente con l'acqua. È corrosivo e può causare danni alla pelle e ai polmoni.
7. Incubare a RT per 10 min.
8. Leggere l'assorbanza dei pozzetti a piastre di microtitoli a 750 nm con un lettore di piastre di microtitoli.
   NOTA: Attenersi al tempo di incubazione di 10 minuti per lo sviluppo del colorante blu (cioè un complesso fosforo-molibdeno ridotto) è fondamentale per l'accuratezza del test perché lo sviluppo del colorante blu continua con il tempo.
9. Ottenere l'attività ATPasi specifica di Cdr1 (cioè l'attività dell'ATPasi oligomicina-sensibile) sottraendo l'attività dell'ATPasi in presenza di oligomicina dall'attività totale dell'ATPasi in assenza di oligomicina.

6. Schermo detergente su piccola scala

1. Combinare i preparati di membrana plasmatica (cioè 2,5 mg di proteina della membrana plasmatica) di cellule che sovraesprimono Cdr1-mGFPHis con tampone GTED-20 [10 mM Tris, 0,5 mM EDTA, 20 % (p/v) glicerolo; pH 7,5; appena integrato con 1 mM PMSF] contenente 5 mg del detergente in esame, per raggiungere un volume totale di 0,5 mL integrato con detergente all'1% (p/v).
2. Ruotare la miscela a 4-8 °C per 2 ore, con un dispositivo di rotazione.
3. Centrifugare la miscela a 141.000 x g a 4 °C per 1 ora.
4. Trasferire il surnatante contenente materiale solubilizzato in un tubo microcentrifuga fresco.
5. Aggiungere 0,5 mL di tampone GTED-20 integrato con SDS al 2% (p/v) alla frazione di pellet insolubile e incubare a 30 °C o/n in un incubatore vibrante per estrarre tutte le proteine di membrana insolubili detergenti.
6. Analizzare e confrontare le frazioni di pellet surnatante e solubilizzato di SDS-PAGE.
7. Fotografare gel contenenti proteine marcate con GFP per la fluorescenza GFP in-gel prima della colorazione Coomassie e quantificare i livelli di espressione con il sistema di imaging.
8. Utilizzare la frazione proteica di membrana solubile per applicazioni a valle come la cromatografia di esclusione delle dimensioni di fluorescenza (FSEC)⁵⁸ per identificare i detergenti adatti.

Un'alta frequenza di trasformazione di S. cerevisiae ADΔΔ (~4 x 104 trasformanti/μg) è stata ottenuta con pYES2 (Figura 2B). Come previsto, il controllo senza DNA(cioèsolo ddH 2 O) non ha dato trasformatori, e 1 μg della cassetta di trasformazione lineare CDR1-mGFPHis (Figura 1A) ha dato ~ 50 trasformanti (Figura 2C) con il protocollo di trasformazione ADΔΔ ottimizzato. I trasformanti CDR1-mGFPHis sono stati anche testati per la loro capacità di crescere su una fonte di carbonio non fermentabile per eliminare eventuali piccoli mutanti con mitocondri difettosi. Tre (cerchi gialli; Figura 2D) dei 25 trasformanti uracil-prototrofi testati non poteva crescere su piastre di agar YPG e sono stati scartati da ulteriori indagini. Il Cdr1-mGFPHis espresso dal ceppo appena creato ADΔΔ-CDR1-mGFPHis è correttamente localizzato nella membrana plasmatica (Figura 1A) ed è stato espresso a livelli sufficienti per la caratterizzazione strutturale e funzionale di Cdr1 (Figura 3). Il design del doppio tag ottimizzato (Figura 1B) consente anche la rimozione del doppio tag mGFPHis a seguito della purificazione a affinità di nichel di Cdr1-mGFPHis per prevenire possibili interferenze dal tag nelle applicazioni a valle. I risultati preliminari, tuttavia, hanno dimostrato che il linker di 3 aminoacidi tra Cdr1 e il sito di scissione della proteasi HRV-3C potrebbe dover essere esteso per ottenere una scissione più rapida ed efficace. Osservazioni simili sono state recentemente riportate per il trasportatore nucleosidico Nscherichia coli NupC, che richiedeva un linker di 15 amminoacidi anziché 3 originariamente progettato per una scissione efficiente del detergente (DDM) solubilizzato NupC legato alla resina di nichel-affinità59. Il linker di 5 amminoacidi C-terminale del sito di scissione HRV-3C impedisce l'interferenza sterica del doppio tag mGFPHis con la proteina di interesse attaccata, che abbiamo precedentemente osservato per C. utilis ABC transporter Cdr139. La mutazione yEGFP3-A206K è stata creata per prevenire la dimerizzazione artificiale GFP ad alte concentrazioni proteiche28e il linker aggiuntivo di 3 amminoacidi tra mGFP e il tag His Nickel-affinity garantisce una corretta esposizione superficiale del tag His per massimizzare l'efficienza di legame della proteina etichettata alla resina di affinità del nichel (dati non mostrati).

Figura 1: Una piattaforma di espressione proteica della membrana del lievito per la clonazione e l'espressione efficienti dei trasportatori di membrana plasmatica fungina. (A) Una cassetta di trasformazione comprendente il promotore PDR5 (blu), CDR1 (rosso) C-terminale contrassegnato con XLmGFPHis (verde), il terminatore PGK1 (arancione), il marcatore di selezione URA3 (azzurro) e un pezzo della regione a valle PDR5 (blu) viene utilizzato per trasformare l'ospite di espressione S.cer evisiae ADΔΔ mediante integrazione presso il locus genomico PDR5. Il fattore di trascrizione mutante gain-of-function Pdr1-3 causa la sovraespressione costitutiva di Cdr1 (ottagoni rossi) nella membrana plasmatica (vedi immagine al microscopio confocale sotto). (B) Plasmide pABC3-XLmGFPHis, che può essere utilizzato in una strategia di clonazione tradizionale o come modello PCR per generare una cassetta di trasformazione. I miglioramenti del plasmide pABC3-XLmGFPHis rispetto a pABC3-GFP14 sono elencati sotto la mappa del plasmide. (C) Un'alternativa più efficiente strategia di clonazione in un'unica fase per integrare la cassetta di trasformazione nel locus genomico PDR5 di ADΔΔ. Un ORF (rosso) può essere amplificato PCR utilizzando primer (frecce) che creano sovrapposizioni con il braccio sinistro (blu; Promotore PDR5) e braccio destro (verde; XLmGFPHis-PGK1-URA3-PDR5 downstream) frammenti. Le mutazioni (linee nere) possono essere introdotte nell'ORF mediante progettazione del primer, se necessario. Gli eventi di ricombinazione omologa che dirigono la corretta integrazione al locus PDR5 sono indicati dalle linee tratteggiate incrociate. (D) Saggi a cellule intere che possono essere utilizzati per la caratterizzazione funzionale di pompe di efflusso multifarmaco fungine. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Trasformazione di ADΔΔ con la cassetta di trasformazione CDR1-mGFPHis ed eliminazione di piccoli trasformanti ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. I trasformanti prototrofi dell'uracile sono stati selezionati incubando cellule ADΔΔ trasformate su piastre CSM-URA a 30 °C per 3 giorni. (A) Controllo negativo (senza DNA). (B) Controllo positivo (10 ng di pYES2). (C) CDR1-mGFPHis trasformanti (1 μg di DNA). (D) Test dei trasformanti ADΔΔ-CDR1-mGFPHis per un fenotipo piccolo su piastre di agar YPG. I piccoli trasformanti che non potrebbero crescere sulle piastre di agar YPG a causa dei mitocondri difettosi sono circondati in giallo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

La fluorescenza GFP è una misura affidabile per i livelli di espressione di Cdr1 in quanto vi era una relazione lineare tra la quantità di Cdr1-mGFPHis (fase 3.3.9) e i segnali di fluorescenza in-gel (Figura 3A). In questo progetto, è stato sviluppato un flusso di lavoro ottimizzato riproducibile per la rapida generazione di preparati di membrana plasmatica su piccola scala di alta qualità per la caratterizzazione biochimica delle proteine della membrana plasmatica. È stato possibile generare quasi 0,5 mg di proteine plasmatiche di membrana (Figura 3C; grafico a sinistra) mostrando la più alta attività della Cdr1 ATPasi ( ̃400 nmol/min/mg; Figura 3C; grafico a destra) quando si rompono 40 ODU di cellule in fase logaritmica (OD600nm di 1-3) (spese in 0,5 mL di HB) con lo stesso volume (cioè 0,5 mL) di perle di silice e 6 cicli di vortice per 1 min alla massima intensità di scuotimento seguiti da periodi di raffreddamento di 3 minuti sul ghiaccio. L'ulteriore aumento del numero di cicli di rottura (fase 3.3.3) ha ridotto la qualità della preparazione isolata della membrana plasmatica (l'attività della Cdr1 ATPasi è scesa da 170 nmol/min/mg a ~60 nmol/min/mg; dati non mostrati). Sebbene ci fossero solo piccole differenze nei modelli proteici SDS-PAGE dei campioni di membrana plasmatica isolati da cellule rotte con un numero maggiore di cicli di rottura (dati non mostrati), è probabile che le attività di Cdr1 ATPasi quasi 3 volte ridotte dopo 10 o più cicli di rottura siano state causate da: i) parziale denaturazione di Cdr1 a causa dell'esposizione a temperature elevate; ii) modificazioni post-traduzionali come fosforilazione o defosforilazione; o da iii) aumento della contaminazione incrociata delle vescicole isolate della membrana plasmatica con frazioni di membrana di altri organelli. La rottura di 40 ODU di cellule in 0,5 mL di HB ha prodotto la più alta qualità delle membrane plasmatiche (cioè il maggior numero di Cdr1 per 10 μg di proteina di membrana plasmatica; Figura 3B) con la più alta attività della Cdr1 ATPasi (Figura 3C; grafico a destra). Densità cellulari più alte (> 40 ODU/0,5 mL di HB) o inferiori (20 ODU/0,5 mL di HB) hanno ridotto l'attività atpasi delle membrane plasmatiche isolate(Figura 3C; graficoa destra), anche se la loro resa è aumentata in proporzione all'aumento delle densità cellulari(Figura 3C; graficoa sinistra). Pertanto, 40 ODU / 0,5 mL di HB era la densità cellulare ottimale per l'isolamento della più alta qualità delle membrane plasmatiche. Quindi, l'utilizzo del protocollo ottimizzato per l'isolamento su piccola scala dei preparati di membrana plasmatica ha portato a attività ATPasi specifiche Cdr1 2-3 volte superiori (~ 300 nmol / min / mg; Figura 3C; grafico a destra) rispetto alle attività ATPasi specifiche di Cdr1 inizialmente ottenute (~100 nmol/min/mg; dati non mostrati). Queste attività di ATPasi erano anche significativamente più alte35 rispetto a qualsiasi attività di ATPasi Cdr1 precedentemente riportata (100-200 nmol / min / mg) che era stata ottenuta con un protocollo di preparazione della membrana plasmatica su larga scala più laborioso e dispendioso in termini di tempo14,41,60.

Il metodo più comune per estrarre le proteine di membrana dalle membrane biologiche è la solubilizzazione con detergente. La sfida, tuttavia, è trovare un detergente adatto che abbia l'effetto meno dannoso sulla stabilità delle proteine e / o sulle caratteristiche di ripiegamento. L'etichettatura della proteina con mGFPHis facilita lo screening per selezionare i migliori detergenti per l'estrazione delle proteine. In totale, 31 detergenti, elencati nella Tabella dei Materiali,con varie proprietà sono stati testati per la loro capacità di solubilizzare Cdr1 dalle membrane plasmatiche grezze delle cellule S. cerevisiae ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. I risultati per un set rappresentativo di 16 detergenti di prova (A-Q) sono mostrati nella Figura 3D. Le corsie T, P e S contengono aliquote 10 μL di proteine totali (T) della membrana plasmatica immediatamente dopo la solubilizzazione del detergente (fase 6.2) e il pellet insolubile del detergente (P; solubilizzato o/n in 0,5 mL di GTED-20, 2% SDS; fase 6.5) e il surnatante solubile del detergente (S; fase 6.4) frazioni dopo separazione mediante ultracentrifugazione a 141.000 x g. Il detergente desiderato deve solubilizzare il più possibile Cdr1-mGFPHis senza alterarne la struttura e/o la funzione. Le proteine grezze della membrana plasmatica (5 mg/mL) sono state solubilizzate per 2 ore con l'1% (p/v) di detergente (T) e le aliquote delle frazioni solubili (S) e insolubili (P) sono state analizzate da SDS-PAGE (Figura 3D) e successivamente anche mediante cromatografia di esclusione dimensionale a fluorescenza (FSEC)58 (Figura 4). Abbiamo determinato che era necessario un rapporto detergente/proteina minimo di 2:1 (p/p) per una solubilizzazione efficiente di Cdr1. Infatti, per determinare la concentrazione ottimale di detergente (DDM) richiesta per la solubilizzazione di Cdr1-mGFPHis, sono state studiate la concentrazione critica di micelle del detergente (x CMC) e il rapporto detergente/proteina di membrana (w/w). Grandi differenze nelle efficienze di solubilizzazione di Cdr1-mGFPHis sono state osservate quando si utilizzano concentrazioni fisse di 10x o 80x CMC di DDM. Le efficienze di solubilizzazione variavano tra il 40% e l'80% o il 60% e il 90% a seconda delle quantità di membrane plasmatiche grezze utilizzate nei vari esperimenti di solubilizzazione. Tuttavia, la scelta di un rapporto detersivo-proteina di ≥2 (p/p) ha dato risultati riproducibilmente buoni con >85% di Cdr1-mGFPHi solubilizzato, indipendentemente dalla quantità di proteine di membrana plasmatica utilizzate. Quindi, se si utilizza l'approccio più comune di scegliere semplicemente il detergente all'1% o al 2% (p / v) per la solubilizzazione di proteine di membrana come Cdr1-mGFPHis, mantenere il rapporto detergente / proteina al di sopra di 2 (p / w) è importante [cioè, mantenere la concentrazione di proteine della membrana plasmatica al di sotto di 5 mg / mL quando si utilizza il detergente all'1% (cioè 10 mg / mL)."

Figura 3: Quantificazione dei livelli di espressione di Cdr1-mGFPHis, ottimizzazione di un protocollo di isolamento della membrana plasmatica su piccola scala e screening detergente per Cdr1-mGFPHis. (A) Quantificazione di Cdr1-mGFPHis con fluorescenza in-gel; le immagini SDS-PAGE a fluorescenza colorata e in-gel di Coomassie dello stesso gel di poliacrilammide allo 0,7% sono mostrate a sinistra. Le corsie da 1 a 6 sono state caricate con 0,75, 1,5, 3, 6, 12 e 24 μg di proteina di membrana plasmatica ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. Cdr1-mGFPHis è indicato con una freccia rossa. M = Precision Plus Protein Marker. Le intensità di fluorescenza mGFP (mostrate a destra) erano lineari sull'intero intervallo di concentrazione testato e c'era una fluorescenza di fondo minima. (B) Effetto della densità cellulare alla rottura sulla qualità delle membrane plasmatiche isolate. Gel di poliacrilammide colorato con Coomassie (7%) di campioni di proteine di membrana plasmatica (10 μg) e segnali di fluorescenza verde di Cdr1-mGFPHis dello stesso gel prima della colorazione di Coomassie. M = Precision Plus Protein Marker. Le corsie 1, 3, 5 e 7 sono proteine di membrana plasmatica di ADΔΔ e le corsie 2, 4, 6 e 8 sono proteine di membrana plasmatica di ADΔΔ-CDR1-mGFPHis isolate rispettivamente da 20, 40, 60 e 80 ODU di cellule. Cdr1-mGFPHis è indicato con una freccia rossa. Le percentuali relative dei segnali fluorescenti verdi sono elencate di seguito. (C) Effetto della densità cellulare alla rottura sulla resa delle membrane plasmatiche isolate e sull'attività ATPasi di Cdr1-mGFPHis. A sinistra, effetto della densità cellulare (ODU/0,5 mL HB) sulla quantità di proteine di membrana plasmatica isolate da cellule ADΔΔ e ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (Cdr1). A destra, effetto della densità cellulare sull'attività della Cdr1 ATPasi delle membrane plasmatiche isolate dalle cellule ADΔΔ-CDR1-mGFPHis. (D) SDS-PAGE esemplare di aliquote da 10 μL della miscela di solubilizzazione (T; 0,5 mL), del pellet dopo solubilizzazione (P; 0,5 mL) e delle frazioni solubilizzate (surnatante) (S; 0,5 mL) delle proteine della membrana plasmatica grezza solubilizzate in detergente di ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (in alto) e della fluorescenza in gel di Cdr1-mGFPHis prima della colorazione Coomassie dello stesso gel (inferiore). M = ampia scala proteica pre-macchiata MW (bande 245, 180, 135, 100, 75, 63 e 48 kDa; le bande 180 kDa e 75 kDa sono indicate rispettivamente con frecce rosse e verdi). Le corsie da A a L e da N a Q sono le frazioni T, S e P per DM (A), β-DDM (B), α-DDM (C), TDM (D), LMNG (E), OGNG (F), OG (G), LDAO (H), Hega (I), Mega (J), Triton-X100 (K), CHAPS (L), NM (N), Tween80 (O), Fos-colina-13 (P) e SDS (Q), rispettivamente. Le abbreviazioni sono definite nella Tabella dei materiali. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Sulla base dei risultati dello screening dei detergenti (Figura 3D), DDM (B e C) e Fos-colina-13 (P) sembravano essere i migliori detergenti per la solubilizzazione di Cdr1-mGFPHis. Tuttavia, l'uso di Fos-colina-13 sembrava causare una parziale proteolisi di Cdr1-mGFPHis (P in Figura 3D). LMNG (E), PCC-α-M (non mostrato) e forse anche DM (A) sono stati i prossimi migliori detergenti. Lo screening detergente ha anche mostrato che i glucosidi OGNG (F) e OG (G), CHAPS (L), NM (N) e Anzergents (non mostrati) erano scelte sbagliate per la solubilizzazione di Cdr1-mGFPHis poiché quantità significative della proteina sono state trovate nelle frazioni di pellet insolubili (Figura 3D). SDS denatura Cdr1-XLmGFPHis, motivo per cui non sono visibili segnali di fluorescenza verde nelle corsie Q (Figura 3D).

L'idoneità di un detergente per la solubilizzazione di particelle native Cdr1-mGFPHis correttamente piegate è stata valutata anche da FSEC della proteina di membrana plasmatica solubilizzata detergente (surnatante di fase 6.4). Esempi di cromatogrammi ottenuti per 100 μL di proteina grezza della membrana plasmatica da ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (2 mg/mL) solubilizzata con detergente all'1% sono mostrati nella Figura 4. Il picco a 9 mL di volume di eluizione rappresenta per lo più Cdr1-mGFPHis aggregato che eluisce nel volume vuoto, mentre le particelle Cdr1-mGFPhis correttamente solubilizzate e correttamente piegate sono rappresentate dal picco di forma gaussiana a 15,5 mL volume di eluizione. La spalla larga tra 12 e 14 mL di volume di eluizione contiene probabilmente particelle di micella Cdr1-mGFPHis meno ben definite e/o indica un misfolding parziale o aggregati proteici. I cromatogrammi dei maltosidi e delle proteine estratte da LMNG hanno mostrato la maggior parte dell'eluizione di Cdr1-mGFPHis come un picco gaussiano ben modellato a 15,5 ml con una piccola eluita della spalla leggermente prima a 14 ml (Figura 4A). Questi campioni non avevano eluizione di Cdr1-mGFPHis nel volume vuoto. Il campione vuoto è il buffer più il controllo DDM che non ha fornito alcun segnale mGFP. I cromatogrammi in Figura 4B evidenziano l'importanza del tipo di gruppo di testa dello zucchero per la qualità delle particelle Cdr1-mGFPHis solubilizzate in detergente. I detergenti contenenti glucosio (OG, NG, OGNG) hanno ottenuto risultati peggiori dei detergenti contenenti saccarosio (DDS), che a loro volta hanno ottenuto risultati peggiori dei detergenti contenenti maltosio (NM, DMNG, DDM). Cdr1-mGFPHis solubilizzato con detergenti contenenti glucosio eluiti come picco aggregato (OG) o ampio aggregato (NG, OGNG), che era prevedibile dalla grande percentuale di Cdr1-mGFPHi precipitato nelle frazioni di pellet per OGNG (F) e OG (G) osservate nella Figura 3D. Anche se il cromatogramma DMNG (verde; Figura 4B) era qualitativamente simile al cromatogramma DDM (blu; Figura 4B), i picchi più alti per DDM indicano che una grande porzione di DMNG solubilizzato Cdr1-mGFPHis può effettivamente essere denaturato. La Figura 4C mostra i cromatogrammi FSEC per le Fos-coline zwitterioniche (Fos-colina-8, Fos-colina-10, Fos-colina-13) e due detergenti non ionici (digitonina, Triton-X100), e la Figura 4D mostra come il caricamento del doppio (200 μL) di proteine solubilizzate detergenti non abbia avuto alcun effetto evidente sulla qualità del cromatogramma per Fos-colina-8, -10 e -13 e DDM. Solo digitonina (arancione; Figura 4C) ha dato un cromatogramma simile al DDM (blu; Figura 4C) e, sebbene Fos-colina-13 abbia dato un picco simmetrico di forma acuta, si è nuovamente eluito con un volume di eluizione significativamente inferiore (14 ml) rispetto a quello per DDM (15,5 ml). Nel complesso, c'è stata una chiara tendenza a una migliore solubilizzazione da parte di detergenti con catene laterali alifatiche più lunghe di 12 o 13 residui carboniosi; ad esempio, DDM > DM > NM (12, 10 o 9 atomi di carbonio), Fos-colina-13 > 10 > 8 (13, 10 o 8 atomi di carbonio) e LMNG > DMNG > OGNG (12, 10 o 8 atomi di carbonio), rispettivamente. Pertanto, i detergenti con code idrofobiche inferiori a 12 atomi di carbonio erano detergenti molto meno adatti per la solubilizzazione di Cdr1-mGFPHis rispetto ai detergenti con code idrofobiche più lunghe di 12 o 13 atomi di carbonio e i detergenti non ionici (DDM, LMNG) sembravano generalmente più adatti per la solubilizzazione di Cdr1-mGFPHis rispetto ai detergenti zwitterionici (Figura 3D, Figura 4).

Figura 4: Screening detergente per la solubilizzazione Cdr1-mGFPHis mediante FSEC. Cromatogrammi da 100 μL di membrana plasmatica grezza solubilizzata ADΔΔ-CDR1-mGFPHis (2 mg/mL) con l'1% dei detergenti indicati e separati utilizzando una colonna di esclusione Superose 6-increase 10/300 GL. I cromatogrammi raffigurano le relative unità di fluorescenza mGFP (FU) di un volume di colonna (CV; 25 mL) del tampone di eluizione raccolto. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Gli autori non hanno nulla da rivelare.