Articolo metodologico

Test di assorbimento delle vescicole extracellulari tramite analisi di imaging al microscopio confocale

DOI:

10.3791/62836

⸱

14 febbraio 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The Brady Urological Institute, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Biomedical Engineering, School of Life Sciences, Ulsan National Institute of Science and Technology (UNIST), 3Department of Urology, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 4Center for Soft and Living Matter, Institute for Basic Science (IBS)

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le vescicole extracellulari (EV) contribuiscono alla biologia cellulare e alle comunicazioni intercellulari. C'è bisogno di saggi pratici per visualizzare e quantificare l'assorbimento dei veicoli elettrici da parte delle cellule. L'attuale protocollo propone il test di assorbimento EV utilizzando l'imaging tridimensionale a fluorescenza tramite microscopia confocale, dopo l'isolamento EV da un dispositivo microfluidico basato su nanofiltrazione.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C'è bisogno di saggi pratici per visualizzare e quantificare l'assorbimento delle vescicole extracellulari (EV) delle cellule. L'assorbimento di veicoli elettrici svolge un ruolo nella comunicazione intercellulare in vari campi di ricerca; biologia del cancro, neuroscienze e somministrazione di farmaci. Molti saggi di assorbimento dei veicoli elettrici sono stati riportati in letteratura; tuttavia, vi è una mancanza di metodologia sperimentale pratica e dettagliata. L'assorbimento dei veicoli elettrici può essere valutato etichettando in modo fluorescente i veicoli elettrici per rilevare la loro posizione all'interno delle cellule. Distinguere tra EV internalizzati nelle celle e EV superficiali sulle cellule è difficile, ma fondamentale, per determinare con precisione l'assorbimento ev. Pertanto, in questo lavoro viene proposto un test che quantifica in modo efficiente l'assorbimento di EV attraverso la microscopia confocale a fluorescenza tridimensionale (3D). I veicoli elettrici con etichetta fluorescente sono stati preparati utilizzando un dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione, visualizzato mediante microscopia confocale 3D e quindi analizzato attraverso un software avanzato di elaborazione delle immagini. Il protocollo fornisce una solida metodologia per l'analisi dei veicoli elettrici a livello cellulare e un approccio pratico per un'analisi efficiente.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le vescicole extracellulari (EV) sono particelle legate alla membrana lipidica di dimensioni nanometriche che sono classificate in base alle loro dimensioni: ectosomi (100-500 nm) ed esosomi (50-150 nm)1. Gli EV contengono varie biomolecole, come proteine, acidi nucleici e lipidi. Queste biomolecole provengono dalle cellule prima di essere incapsulate come carico e rilasciate nello spazio extracellulare tramite EV1,2,3.

A causa della varietà del loro carico, si ritiene che i veicoli elettrici svolgano un ruolo attivo nella comunicazione intercellulare. Il rilascio e l'assorbimento di VEICOLI elettrici da parte delle cellule consentono il trasferimento di biomolecole tra le cellule4,5. L'introduzione di un carico EV in una cella può alterare le funzioni della cellula ricevente e lo stato omeostatico4,5,6. I veicoli elettrici sono interiorizzati attraverso più percorsi; tuttavia, i meccanismi esatti non sono stati dimostrati con precisione.

La maggior parte dei test di assorbimento dei veicoli elettrici, come l'etichettatura genetica, etichettano fluorescentemente i singoli veicoli elettrici7. Il segnale risultante può essere misurato mediante fotometro a micropiastre, citometria a flusso o microscopia, con ogni tecnologia che presenta limitazioni sostanziali. I fotometri a micropiastre, la citometria a flusso o la microscopia bidimensionale standard (2D) non possono distinguere tra EV internalizzati e attaccati superficialmente8,9. Inoltre, la necessaria preparazione del campione per ciascuna di queste tecniche può introdurre ulteriori problemi nella valutazione dell'assorbimento dei veicoli elettrici. Ad esempio, il sollevamento di cellule aderenti con tripsina prima dell'analisi dell'assorbimento di EV può scindere alcuni EV attaccati superficialmente sulla superficie della cellula10,11. La tripsina può anche interagire con la superficie cellulare, influenzando la cellula e il fenotipo EV. Inoltre, la tripsina non può staccare completamente i veicoli elettrici superficiali, distorcendo le popolazioni isolate.

Per etichettare accuratamente i veicoli elettrici con coloranti fluorescenti, sono necessarie ulteriori fasi di lavaggio per rimuovere il colorante residuo7. Le tecniche di isolamento accettate possono anche contribuire a segnali falsi positivi a causa della coagulazione che si verifica durante l'isolamento EV. Ad esempio, l'ultracentrifugazione seriale (UC) è ampiamente utilizzata per isolare i veicoli elettrici e rimuovere il colorante immobilizzato. Tuttavia, UC può co-precipitare i veicoli elettrici e il colorante residuo può portare a un segnale falso positivo12,13. Altri metodi di nanofiltrazione, come la filtrazione a colonna, sono anche ampiamente utilizzati per la rimozione del colorante non immobilizzato. La natura complessa dei veicoli elettrici e del colorante che interagiscono all'interno della matrice della colonna può portare alla rimozione incompleta del colorante residuo a causa del cut-off molecolare della colonna alterato dal complesso input14,15,16.

L'attuale protocollo propone un dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione per isolare e lavare i veicoli elettrici isolati etichettati fluorescentemente. Il dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione può fornire una filtrazione efficiente tramite la tecnologia di separazione assistita da fluido (FAST)17,18. FAST riduce la caduta di pressione attraverso il filtro, riducendo così la potenziale aggregazione tra veicoli elettrici e coloranti. Rimuovendo in modo efficiente il colorante residuo, è possibile migliorare la qualità dei veicoli elettrici etichettati fluorescentemente e la specificità del test.

La microscopia confocale è in grado di distinguere tra EV internalizzati e superficialmente attaccati sulla superficie cellulare e studiare in modo completo i meccanismi cellulari di assorbimento dei veicoli elettrici in una risoluzione spaziotemporale19,20,21,22,23,24,25. Ad esempio, Sung et al. hanno descritto la visualizzazione del ciclo di vita dell'esosoma utilizzando il loro reporter di cellule vive sviluppato. La posizione dei veicoli elettrici internalizzati è stata rilevata e analizzata utilizzando un microscopio confocale in strumenti tridimensionali (3D) e di elaborazione post-immagine20. Sebbene la dimensione dei piccoli veicoli elettrici (40-200 nm) sia inferiore al limite di risoluzione del microscopio ottico, i veicoli elettrici marcati fluorescentemente possono essere rilevati al microscopio confocale poiché il fotorivelatore può rilevare l'emissione di fluorescenza potenziata. Pertanto, la localizzazione subcellulare dei veicoli elettrici marcati fluorescentemente all'interno di una cellula può essere determinata con precisione acquisendo più immagini impilate z dei veicoli elettrici e degli organelli cellulari circostanti.

Inoltre, la ricostruzione 3D e l'elaborazione post-dati possono fornire ulteriori informazioni sul posizionamento dei veicoli elettrici internalizzati, superficiali e fluttuanti. Utilizzando questi processi in combinazione con l'imaging delle cellule vive time-lapse offerto dalla microscopia confocale, il livello di assorbimento dei veicoli elettrici può essere valutato con precisione ed è anche possibile il monitoraggio in tempo reale dell'assorbimento dei veicoli elettrici. Inoltre, l'analisi del traffico di veicoli elettrici può essere eseguita utilizzando la microscopia confocale valutando la co-localizzazione dei veicoli elettrici con gli organelli, un primo passo per determinare come i veicoli elettrici internalizzati sono coinvolti nella funzione intracellulare. Questo protocollo descrive la metodologia per l'esecuzione di un test di assorbimento di EV utilizzando il dispositivo microfluidico basato su nanofiltrazione17,26, la microscopia confocale e l'analisi post-immagine.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Isolamento EV ed etichettatura EV immuno-fluorescente su chip

  1. Raccolta di terreni di coltura cellulare (CCM) e pre-elaborazione di CCM per l'isolamento EV
    1. Semina cellule PC3 al 30% di confluenza in un pallone di coltura cellulare di 75 cm2 . Consentire alle cellule di controllo di crescere fino al 90% di confluenza (~ 48 h) nei media standard e negli integratori specifici della linea cellulare.
      NOTA: Per evitare che i componenti contenenti EV influenzino l'assorbimento cellulare (ad esempio, siero bovino fetale), utilizzare mezzi e integratori impoveriti di esosomi.
    2. Raccogli il CCM.
    3. Centrifugare il CCM a 1000 x g per 10 minuti a temperatura ambiente (RT) per pellettificare eventuali celle non attaccate e detriti di grandi dimensioni raccolti con il fluido. Trasferire il surnatante in un nuovo tubo conico.
    4. Nel nuovo tubo, centrifugare il surnatante a 10.000 x g per 20 minuti a 4 °C per pellettizzare detriti più piccoli e corpi apoptotici rimasti nel mezzo. Alcuni veicoli elettrici più grandi saranno pellet. Trasferire il surnatante in un nuovo tubo.
    5. Filtrare il surnatante attraverso un filtro a membrana in polivinilidenfluoruro idrofilo (PVDF) da 0,45 μm.
      NOTA: se non si elabora immediatamente il CCM per l'isolamento EV, conservare il CCM pre-elaborato a -80 °C fino all'esecuzione dell'isolamento. Se congelato, limitare i cicli di congelamento-disgelo a uno.
  2. Isolamento EV da CCM utilizzando un dispositivo microfluidico basato su nanofiltrazione
    1. Se congelato, scongelare completamente CCM e vortice per 30 s prima del punto 1.2.2.
    2. Iniettare 1 mL di CCM pre-elaborato (fase 1.1) nella camera del campione del dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione (vedi Tabella dei materiali)17,26.
      NOTA: Seguire la procedura operativa standard per il dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione17,26.
    3. Girare a 3000 giri / min per 10 minuti nella filatura da banco (vedi Tabella dei materiali) per far funzionare il dispositivo microfluidico.
      NOTA: se CCM rimane sulla camera del campione dopo l'esecuzione iniziale, eseguire giri aggiuntivi fino a quando tutto il CCM non si è svuotato dalla camera del campione.
    4. Rimuovere il fluido dalla camera di scarico mediante pipettaggio e ripetere due volte i passaggi 1.2.1, 1.2.2 e 1.2.3.
      NOTA: in totale, 3 ml di CCM saranno elaborati per l'isolamento EV.
    5. Iniettare 1 mL di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) nella camera del campione per lavare i veicoli elettrici isolati. Girare nella filatrice da banco per il funzionamento del dispositivo microfluidico come indicato al punto 1.2.3. Individuare i veicoli elettrici puri sulla membrana del dispositivo.
      NOTA: La qualità dei veicoli elettrici isolati dal dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione, in particolare, è stata confermata e confrontata con il metodo UC convenzionale mediante microscopia elettronica a trasmissione (TEM), microscopio elettronico a scansione (SEM), analisi di tracciamento delle nanoparticelle (NTA), microscopia a illuminazione strutturata, saggio immunoassorbente enzimatico e PCR in tempo reale nella ricerca precedente17,26.
  3. Etichettatura immunofluorescente di veicoli elettrici mediante dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione (Figura 1)
    1. Selezionare un anticorpo EV-specifico in base allo scopo del test (vedere Tabella dei materiali).
      NOTA: Alcuni anticorpi possono interferire con i siti di legame del ligando specifici delle vie di assorbimento dell'EV (ad esempio, endocitosi).
    2. Iniettare 1 μg/mL dell'anticorpo EV-specifico nel foro di eluizione del dispositivo contenente 100 μL di veicoli elettrici isolati.
    3. Incubare per 1 ora al buio a RT su uno shaker a piastre per garantire la distribuzione uniforme dell'anticorpo attraverso il campione.
    4. Attaccare un nastro adesivo al foro di eluizione. Iniettare 1 mL di PBS nella camera del campione per eliminare eventuali anticorpi residui.
    5. Ruotare il dispositivo a 3000 giri/min fino a quando la camera del campione non è vuota. Rimuovere qualsiasi fluido dalla camera di scarico mediante pipettaggio. Iniettare 1 mL di PBS nella camera del campione.
      NOTA: i veicoli elettrici etichettati con fluorescenza si troveranno nella camera a membrana.
    6. Pipettare i veicoli elettrici etichettati fluorescentemente (Figura 2) dalla camera a membrana a un tubo ambrato. Bloccare dalla luce fino all'uso.

2. Incubazione delle cellule con EV marcati fluorescentemente per il test di assorbimento EV

  1. Semina cellulare target e coltura sui piatti compatibili con la coltura cellulare.
    1. Seminare 1 x 104 celle PC3 nella piastra microslide a 8 pozzetti (9,4 x 10,7 mm per ciascun pozzetto) con 0,2 mL di supporto o 4 x 104 celle PC3 in un piatto da 35 mm con 1 mL di supporto. Placcare le cellule in un piatto compatibile con la coltura cellulare costituito da un sottile coverslip (spessore: 0,18 mm).
      NOTA: il coperchio sottile riduce al minimo la dispersione avversa della luce.
    2. Consentire alle cellule di aderire durante la notte in condizioni ottimali di coltura cellulare (37 °C, 5% di concentrazione di CO2 , 90% di umidità).
    3. Lavare due volte le cellule aderenti con mezzi impoveriti di esosomi (descritti nel passaggio 1.1.1).
  2. Incubazione cellulare con veicoli elettrici etichettati in modo fluorescente.
    1. Misurare la concentrazione di veicoli elettrici marcati fluorescentemente (fase 1.3.5) mediante analisi di tracciamento delle nanoparticelle (NTA, Figura supplementare 1). Determinare la concentrazione ottimale di veicoli elettrici marcati con fluorescenza da aggiungere alle cellule coltivate (fase 2.1.2.).
    2. Diluire i veicoli elettrici marcati fluorescentemente con mezzi impoveriti di esosomi per corrispondere alla concentrazione desiderata misurata nel passaggio 2.2.1. (cioè, 7,80 x 109 EV (in valore NTA) in 200 μL di mezzi impoveriti di esosomi.)
    3. Aggiungere i veicoli elettrici diluiti (fase 2.2.2) alle cellule bersaglio aderenti preparate al punto 2.1.2. Incubare per il tempo sperimentale (cioè 4, 8 o 12 ore).
    4. Lavare le cellule tre volte con supporti privi di esosomi per rimuovere eventuali veicoli elettrici non internalizzati.
      NOTA: Opzionale: le celle possono essere fissate dopo il lavaggio.
    5. Etichettare il citoplasma delle cellule aderenti con 1 μg/mL di CMTMR ((5-(e-6)-(((4-clorometil)benzoil)ammino) tetrametilrodramina) (vedi Tabella dei materiali) e incubare in condizioni ottimali di coltura cellulare (37 °C, concentrazione di CO2 al 5%, umidità del 90%).
      NOTA: i coloranti dell'area cellulare devono fluorescere separatamente dai veicoli elettrici etichettati per aiutare a determinare la posizione spaziale (internalizzata o superficiale) dei veicoli elettrici a spillo durante il test di assorbimento dei veicoli elettrici.
    6. Lavare due volte le cellule etichettate con mezzi impoveriti di esosomi per rimuovere il colorante residuo. Aggiungere nuovi mezzi impoveriti di esosomi alle cellule in preparazione per l'imaging confocale a cellule vive.

3. Microscopia confocale

  1. Per eseguire l'imaging di cellule vive, utilizzare un incubatore sul palco per mantenere condizioni ottimali di coltura cellulare (37 °C, concentrazione di CO2 al 5%, umidità del 90%).
  2. Posizionare le cellule preparate nell'incubatrice sul palco.
  3. Impostare i parametri di imaging in base ai campioni di controllo.
    NOTA: i campioni di controllo suggeriti includono: solo veicoli elettrici con etichetta fluorescente, celle etichettate fluorescenti, veicoli elettrici senza etichetta e celle senza etichetta.
  4. Determinare la profondità delle celle di destinazione e l'intervallo di dimensioni di impilamento nella direzione z per acquisire immagini confocali 3D.
    NOTA: lo spessore di uno Z-stack è di 1 μm. L'acquisizione di immagini 3D confocali è durata 2 min 34 s (ogni acquisizione di immagini del piano Z ha richiesto circa 8 s; un totale di venti immagini Z-stack).
  5. Impostare l'acquisizione dell'immagine su più immagini impilate z di entrambi i coloranti specifici della cellula (cioè rosso) e coloranti specifici ev (cioè verde) contemporaneamente (Figura 3 e Figura 4A).

4. Elaborazione delle immagini

  1. Utilizzare un software di elaborazione automatica delle immagini per analizzare le immagini confocali grezze impilate con z e determinare l'assorbimento EV da parte delle celle (vedere Tabella dei materiali).
  2. Impostare i parametri di soglia per il segnale fluorescente delle cellule e dei coloranti specifici per EV. Costruire le superfici virtuali delle celle (Figura 4A,B).
    1. Per creare le superfici virtuali delle celle, fare clic sul pulsante Aggiungi nuove superfici.
    2. Selezionare Calcolo della distanza più breve come "Impostazioni algoritmo" per utilizzare l'algoritmo fornito dal software, quindi fare clic su Avanti: Canale sorgente.
    3. Selezionare canale 2 - CMTMR come "canale sorgente" in questo esperimento.
    4. Selezionate Liscia (Smooth) e inserite il valore appropriato in "Dettagli superfici" per la levigatura delle superfici.
      NOTA: 0,57 μm in questo esperimento poiché 1 pixel rappresenta 0,57 μm nei dati di imaging grezzi.
    5. Seleziona Intensità assoluta come "Soglia".
    6. Per sogliere automaticamente l'immagine fluorescente in base all'algoritmo fornito, fare clic su Soglia (intensità assoluta): il valore viene impostato automaticamente.
    7. Seleziona Abilita come "Dividi oggetti di tocco (regione in crescita)" e inserisci il valore della dimensione stimata della cella in "Diametro punti di partenza", 10,0 μm in questo esperimento. Quindi fare clic su Avanti: filtra i punti di inizializzazione.
    8. Per configurare le superfici delle celle virtuali, fai clic sul pulsante + Aggiungi , quindi seleziona Qualità come "Tipo di filtro". Soglie il valore appropriato (210 in questo esperimento) per il limite basso mediante un'ispezione visiva e il valore massimo (1485) per il limite superiore, quindi fare clic sul pulsante Fine .
      NOTA: un'ispezione visiva significa che un ricercatore può discriminare l'area cellulare da un'immagine fluorescente grezza.
    9. Successivamente, per creare i punti virtuali dei veicoli elettrici, fai clic sul pulsante Aggiungi nuovi spot.
    10. Seleziona Diverse dimensioni spot (Regione in crescita) e Calcolo della distanza più breve come "Impostazioni algoritmo", quindi fai clic su Avanti: Canale sorgente.
    11. Seleziona il canale 1 - Alexa Fluor 488 come "Canale sorgente" in questo esperimento.
    12. Inserire il valore appropriato in "Diametro XY stimato" per il rilevamento spot, 1 μm in questo esperimento. Quindi, fai clic su Avanti: Filtra punti.
    13. Per configurare i punti EV virtuali, fare clic su + pulsante Aggiungi , selezionare Qualità come "Tipo di filtro" e impostare "Soglia inferiore" mediante un'ispezione visiva, 100 in questo esperimento. Quindi, fai clic sul pulsante Avanti: Tipo di regione spot .
    14. Seleziona Intensità assoluta come "Tipo di regioni spot", quindi fai clic su Avanti: Regioni spot.
    15. Per soglia, la regione dei punti EV, inserire il valore appropriato in "Soglia regione" mediante un'ispezione visiva, 100 come "Soglia regione" in questo esperimento.
      NOTA: un'ispezione visiva significa che un ricercatore può discriminare l'area dei veicoli elettrici da un'immagine fluorescente grezza.
    16. Seleziona Volume regione come "Diametro da", quindi fai clic su Fine.
  3. Utilizzare gli algoritmi forniti dal software per dividere i punti raggruppati all'interno della superficie costruita al passaggio 4.2 (Figura 4C, i-iv).
    1. Fai clic sugli Spot costruiti, quindi vai in Filtri.
    2. Fate clic sul pulsante + Aggiungi (Add), quindi selezionate Distanza più breve dalle superfici Superfici = Superficie 1 come Tipo filtro (Filter Type), quindi fate clic sul pulsante Duplica selezione per nuovi spot . La soglia più bassa (-7,0 in questo esperimento) per il limite basso e il valore appropriato (-0,5) per il limite superiore.
      NOTA: impostate il limite superiore con il raggio stimato di Spot. In questo esperimento, il diametro stimato degli Spot, cioè dei punti EV, è stato impostato su 1 μm nel passaggio 4.2.11.; quindi, il limite superiore può essere 0,5.
  4. Conteggio automatico dei veicoli elettrici all'interno delle celle
    NOTA: il software conterà automaticamente il numero di veicoli elettrici all'interno delle celle, indicando il numero internalizzato dalle celle di destinazione.
    1. Fate clic sulla selezione Spot 1 costruita [Distanza più breve dalle superfici = Superfici 1 comprese tra -7.00 e -0.500].
    2. Vai alle Statistiche ed esporta il valore da "Numero totale di spot"
      NOTA: gli algoritmi forniti dal software calcoleranno automaticamente il numero e il volume delle celle.
  5. Determinare la resa di assorbimento di EV per periodo di incubazione in base ai valori sopra calcolati (Figura 5).
    1. Per ottenere il numero di celle, fare clic sulle superfici 1 predefinite, quindi passare a Statistiche ed esportare il valore di "Numero totale di superfici" da Complessivo.
    2. Vai a Dettagliato in Statistiche per esportare il Volume da Dettagliato.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Utilizzando un dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione, i veicoli elettrici sono stati isolati dal PC3 CCM ed etichettati con un anticorpo EV-specifico (CD63) coniugato con fluoroforo (Figura 1). I veicoli elettrici etichettati sono stati visualizzati con successo dalla microscopia confocale 3D (Figura 2). I veicoli elettrici etichettati sono stati incubati con cellule per diverse ore in mezzi impoveriti di esosomi. Dopo l'incubazione, le cellule ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un test di assorbimento EV basato sull'imaging a fluorescenza 3D tramite microscopia confocale fornisce una metodologia efficiente e un'analisi sensibile. Questa etichettatura fluorescente dei veicoli elettrici facilita la visualizzazione dei veicoli elettrici ed esegue con successo un preciso test di assorbimento dei veicoli elettrici. I metodi precedenti per l'etichettatura dei veicoli elettrici e la rimozione del colorante residuo sono stati segnalati rimuovendo la precipitazione utilizzando l'ultracentrifuga...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Y.-K. Cho è un inventore dei brevetti sul dispositivo microfluidico basato sulla nanofiltrazione, Exodisc, che sono concessi in licenza a Labspinner (Ulsan, Corea). Tutti gli altri autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto da n. di sovvenzione NCI. U54CA143803, CA163124, CA093900 e CA143055 a K. J. P. Questa ricerca è stata supportata da una sovvenzione del Korea Health Technology R&D Project attraverso il Korea Health Industry Development Institute (KHIDI), finanziato dal Ministero della Salute e del Welfare, Repubblica di Corea (numero di sovvenzione: HI19C1122). Opera di J. Kim e Y.-K. Cho è stato sostenuto dall'Institute for Basic Science (IBS-R020-D1), finanziato dal governo coreano. Gli autori ringraziano i membri attuali e passati del Brady Urological Institute, in particolare i membri del laboratorio Pienta-Amend, per la lettura critica del manoscritto.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Alexa Fluor 488 anticorpo CD63 umanoBiolegend353038Colorante fluorescente coniugato anticorpo specifico EV
CellTracker Orange CMTMR DyeThermo Fisher ScientificC2927Reagente di marcatura fluoresent su cellule vive (citoplasma)
CFI Apo Lambda S 40XC WINikonMRD77400Obiettivo per imaging confocale, NA=1,25
CFI Plan Apo VC 20XNikonMRD70200Obiettivo per imaging confocale, NA=0,75
ExodiscLabspinner Inc.EX-D1001Un dispositivo microfluidico basato su nanofiltrazione per l'isolamento di veicoli elettrici
ExoDiscoveryLabspinner Inc.EX-R1001Dispositivo operativo per Exodisc
FBS impoverito di esosomiThermo Fisher ScientificA2720801Nutriente dei terreni di coltura cellulare per la raccolta di EV derivate da linee cellulari PC3
Siero fetale bovino (FBS)VWR1500-500Nutriente per la coltivazione cellulare
IgG anti-topo di capra H& L abcam preadsorbito ab7063Anticorpo IgG di topo per il controllo negativo della marcatura delle vescicole extracellulari
Ibidi USA  U DISH μ-Piatto 35 mmIbidi81156Piatto di coltura per imaging confocale
Imaris 9.7.1Oxford Instruments9.7.1Software di elaborazione post-immagine
Incubator System+ CO2/O2/N2 miscelatore di gas Strumentoper cellule viveTU-O-20Sistema incubatore per l'imaging di cellule vive
Fotocamera Nikon A1 HD25 / A1R HD25NikonNAFotocamera per imaging confocale
Nikon Eclipse Ti MicroscopioNikonNAMicroscopio invertito per imaging confocale
NIS-Elements AR 4.50.00Nikon4.50.00Software di elaborazione delle immagini per microscopio Nikon
NTA, NanoSight NS500Malvern PanalyticalNS500Dispositivo di misurazione per la concentrazione di EV
OriginPro 2020OriginLab9.7.0.185Software grafico
Penicillina-StreptomicinaThermo Fisher Scientific15140122Antibiotici per la coltivazione cellulare
RPMI 1640Thermo Fisher Scientific21875034Terreni di coltura cellulare per la coltivazione di linee cellulari
PC3 SYTO RNASelect Green Fluorescent cell Stain - 5 mM Soluzione in DMSOThermo Fisher ScientificS32703Colorante fluorescente per colorazione dell'RNA per la marcatura delle vescicole extracellulari

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Meldolesi, J. Exosomes and Ectosomes in Intercellular Communication. Current Biology. 28 (8), 435-444 (2018).
  2. Sunkara, V., Woo, H. -K., Cho, Y. -K. Emerging techniques in the isolation and characterization of extracellular vesicles and their roles in cancer diagnostics and prognostics. The Analyst. 141 (2), 371-381 (2016).
  3. Kalluri, R., Lebleu, V. S. The biology, function, and biomedical applications of exosomes. Science. 367 (6478), (2020).
  4. Mathieu, M., Martin-Jaular, L., Lavieu, G., Théry, C. Specificities of secretion and uptake of exosomes and other extracellular vesicles for cell-to-cell communication. Nature Cell Biology. 21 (1), 9-17 (2019).
  5. Bonsergent, E., et al. Quantitative characterization of extracellular vesicle uptake and content delivery within mammalian cells. Nature Communications. 12, 1864(2021).
  6. Mulcahy, L. A., Pink, R. C., Carter, D. R. F. Routes and mechanisms of extracellular vesicle uptake. Journal of Extracellular Vesicles. 3 (1), 24641(2014).
  7. Dehghani, M., Gaborski, T. R. Fluorescent labeling of extracellular vesicles. Methods Enzymology. 645, 15-42 (2020).
  8. Ragni, E., et al. Innovative Visualization and Quantification of Extracellular Vesicles Interaction with and Incorporation in Target Cells in 3D Microenvironments. Cells. 9 (5), 1180(2020).
  9. Saari, H., et al. FLIM reveals alternative EV-mediated cellular up-take pathways of paclitaxel. Journal of Controlled Release. 284, 133-143 (2018).
  10. Franzen, C. A., et al. Characterization of Uptake and Internalization of Exosomes by Bladder Cancer Cells. BioMed Research International. 2014, 619829(2014).
  11. Feng, D., et al. Cellular Internalization of Exosomes Occurs Through Phagocytosis. Traffic. 11 (5), 675-687 (2010).
  12. Hoen, E. N. M. N. -T., et al. Quantitative and qualitative flow cytometric analysis of nanosized cell-derived membrane vesicles. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology and Medicine. 8 (5), 712-720 (2012).
  13. Van Der Vlist, E. J., Nolte-'T Hoen, E. N. M., Stoorvogel, W., Arkesteijn, G. J. A., Wauben, M. H. M. Fluorescent labeling of nano-sized vesicles released by cells and subsequent quantitative and qualitative analysis by high-resolution flow cytometry. Nature Protocols. 7 (7), 1311-1326 (2012).
  14. Li, P., Kaslan, M., Lee, S. H., Yao, J., Gao, Z. Progress in Exosome Isolation Techniques. Theranostics. 7 (3), 789-804 (2017).
  15. Yang, D., et al. and perspective on exosome isolation - efforts for efficient exosome-based theranostics. Theranostics. 10 (8), 3684-3707 (2020).
  16. Singh, K., et al. Separation of distinct exosome subpopulations: isolation and characterization approaches and their associated challenges. The Analyst. 146 (12), 3731-3749 (2021).
  17. Woo, H. -K., et al. Exodisc for Rapid, Size-Selective, and Efficient Isolation and Analysis of Nanoscale Extracellular Vesicles from Biological Samples. ACS Nano. 11 (2), 1360-1370 (2017).
  18. Kim, T. -H., et al. FAST: Size-Selective, Clog-Free Isolation of Rare Cancer Cells from Whole Blood at a Liquid-Liquid Interface. Analytical Chemistry. 89 (2), 1155-1162 (2017).
  19. Joshi, B. S., De Beer, M. A., Giepmans, B. N. G., Zuhorn, I. S. Endocytosis of Extracellular Vesicles and Release of Their Cargo from Endosomes. ACS Nano. 14 (4), 4444-4455 (2020).
  20. Sung, B. H., et al. A live cell reporter of exosome secretion and uptake reveals pathfinding behavior of migrating cells. Nature Communications. 11, 2092(2020).
  21. Heusermann, W., et al. Exosomes surf on filopodia to enter cells at endocytic hot spots, traffic within endosomes, and are targeted to the ER. Journal of Cell Biology. 213 (2), 173-184 (2016).
  22. Reclusa, P., et al. Improving extracellular vesicles visualization: From static to motion. Scientific Reports. 10, 6494(2020).
  23. Verweij, F. J., et al. Live Tracking of Inter-organ Communication by Endogenous Exosomes In Vivo. Developmental Cell. 48 (4), 573-589 (2019).
  24. Lai, C. P., et al. Visualization and tracking of tumour extracellular vesicle delivery and RNA translation using multiplexed reporters. Nature Communications. 6, 7029(2015).
  25. Durak-Kozica, M., Baster, Z., Kubat, K., Stępień, E. 3D visualization of extracellular vesicle uptake by endothelial cells. Cellular & Molecular Biology Letters. 23, 57(2018).
  26. Sunkara, V., et al. Fully Automated, Label-Free Isolation of Extracellular Vesicles from Whole Blood for Cancer Diagnosis and Monitoring. Theranostics. 9 (7), 1851-1863 (2019).
  27. Li, H., et al. Internalization of trophoblastic small extracellular vesicles and detection of their miRNA cargo in P-bodies. Journal of Extracellular Vesicles. 9 (1), 1812261(2020).
  28. Dong, L., et al. Comprehensive evaluation of methods for small extracellular vesicles separation from human plasma, urine and cell culture medium. Journal of Extracellular Vesicles. 10, 12044(2020).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Saggio di captazione delle EVMicroscopia confocaleMarcatura fluorescente delle EVDispositivo microfluidicoAnalisi di imaging 3DInternalizzazione delle EVSoftware di elaborazione delle immaginiComunicazione cellulareTracciamento delle EV

Articoli correlati