Questo protocollo descrive un modello suino giovanile di allotrapianto ortotopico di polmone sinistro progettato per l'uso con la ricerca ESLP. L'attenzione si concentra sulle tecniche anestetiche e chirurgiche, nonché sui passaggi critici e sulla risoluzione dei problemi.
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Articolo metodologico
Trapianto ortotopico di polmone sinistro in un modello suino giovane per ESLP
In questo articolo
Sommario
Abstract
Il trapianto di polmone è il trattamento gold standard per la malattia polmonare allo stadio terminale, con oltre 4.600 trapianti di polmone eseguiti ogni anno in tutto il mondo. Tuttavia, il trapianto di polmone è limitato dalla carenza di organi donatori disponibili. Di conseguenza, c'è un'alta mortalità in lista d'attesa. La perfusione polmonare ex situ (ESLP) ha aumentato i tassi di utilizzo del polmone da donatore in alcuni centri del 15%-20%. L'ESLP è stato applicato come metodo per valutare e ricondizionare i polmoni marginali del donatore e ha dimostrato risultati accettabili a breve e lungo termine dopo il trapianto di polmoni da donatore con criteri estesi (ECD). I modelli di trapianto di animali di grandi dimensioni (in vivo) sono necessari per convalidare i risultati della ricerca in vitro in corso. Le differenze anatomiche e fisiologiche tra l'uomo e i suini pongono sfide tecniche e anestetiche significative. Un modello di trapianto facilmente riproducibile consentirebbe la validazione in vivo delle attuali strategie ESLP e la valutazione preclinica di vari interventi volti a migliorare la funzione polmonare del donatore. Questo protocollo descrive un modello suino di allotrapianto ortotopico di polmone sinistro. Ciò include tecniche anestetiche e chirurgiche, una lista di controllo chirurgica personalizzata, risoluzione dei problemi, modifiche e i vantaggi e i limiti dell'approccio.
Introduzione
Il trapianto di polmone è il trattamento a lungo termine per la malattia polmonare allo stadio terminale. Ogni anno in tutto il mondo vengono eseguiti oltre 4.600 trapianti di polmone1. Tuttavia, il trapianto di polmone presenta attualmente limitazioni significative. Innanzitutto, la necessità di organi continua a eclissare i donatori disponibili. Nonostante i tassi di trapianto di polmone siano aumentati ogni anno dal 2012 a causa degli effetti combinati di un maggior numero di candidati in lista per il trapianto, di un aumento del numero di donatori e di un migliore utilizzo degli organi recuperati, la mortalità in lista d'attesa per il trapianto non è diminuita in modo significativo2. Le preoccupazioni per la qualità degli organi rappresentano un'altra importante limitazione, con tassi di utilizzo degli organi riportati fino al 20%-30%3,4,5. Infine, l'andamento degli esiti post-operatori del trapianto di polmone è tutt'altro che soddisfacente, con esiti a lungo termine per il trapianto e per i pazienti ancora in ritardo rispetto a quelli di altri trapianti di organi solidi2.
Una tecnologia emergente, la perfusione polmonare ex situ (ESLP), ha il potenziale per mitigare queste limitazioni. L'ESLP è stata sempre più applicata come metodo per valutare e ricondizionare i polmoni dei donatori marginali e ha dimostrato risultati accettabili a breve e lungo termine dopo il trapianto di polmoni da donatore con criteri estesi (ECD) 6,7,8,9,10. Di conseguenza, l'ESLP ha aumentato i tassi di utilizzo in alcuni centri del 15%-20%6,7,8,9,10,11.
Una corretta ricerca sull'ESLP richiede la convalida in vivo dei risultati in vitro; tuttavia, esiste una letteratura limitata sui modelli di trapianto di polmone suino per ESLP12,13,14,15. Inoltre, la letteratura disponibile fornisce dettagli inadeguati per quanto riguarda la gestione dell'anestesia dei suini Yorkshire per il trapianto di polmone, che può essere altamente instabile emodinamicamente12,13,14,15. La creazione di un modello facilmente riproducibile consentirebbe la validazione in vivo delle attuali strategie ESLP e la valutazione preclinica di vari interventi per ridurre il danno da ischemia-riperfusione polmonare. L'obiettivo del presente studio è quello di descrivere un modello suino di allotrapianto ortotopico di polmone sinistro da utilizzare con ESLP. Il protocollo include descrizioni delle tecniche anestetiche e chirurgiche, una lista di controllo chirurgica personalizzata e dettagli relativi all'esperienza di risoluzione dei problemi e alle modifiche del protocollo. In questo lavoro sono stati discussi anche i limiti e i benefici del modello di trapianto suino del polmone sinistro. Questo manoscritto non descrive il processo di recupero dei polmoni suini nei suini Yorkshire di 35-50 kg, né copre l'istituzione e la cessazione dell'ESLP. Questo protocollo riguarda esclusivamente l'operazione di trapianto del ricevente.
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Protocollo
Tutte le procedure sono state eseguite nel rispetto delle linee guida del Canadian Council on Animal Care e della guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. I protocolli sono stati approvati dal comitato istituzionale per la cura degli animali dell'Università di Alberta. Questo protocollo è stato applicato in giovani femmine di Yorkshire di peso compreso tra 35 e 50 kg. I suini sono esemplari privi di agenti patogeni e di grado alimentare. Vengono acquistati presso lo Swine Research and Technology Centre di Edmonton, AB, Canada (https://srtc.ualberta.ca). Tutte le persone coinvolte nelle procedure ESLP avevano ricevuto un'adeguata formazione in materia di biosicurezza.
1. Preparazioni pre-chirurgiche e anestesia
NOTA: I suini vengono digiunati durante la notte prima dell'intervento chirurgico per una durata massima di 12 ore.
- Somministrare iniezioni intramuscolari di ketamina (20 mg/kg) e atropina (0,05 mg/kg) come premedicazione per il suino ricevente in sala operatoria.
- Posizionare il maiale supino su un tavolo operatorio riscaldato per mantenere la normotermia e procedere con l'induzione della maschera.
- Titolare la portata dell'ossigeno in base al peso dell'animale e al sistema anestetico.
NOTA: Il flusso di ossigeno deve essere di 20-40 ml/kg. - Somministrare isoflurano al 4%-5% e ridurre al 3% dopo 1-2 minuti.
- Valutare la profondità dell'anestesia, assicurarsi che il maiale non abbia un riflesso di astinenza in risposta a uno stimolo nocivo. Ripetere ogni 5 min.
NOTA: Se è presente una risposta al dolore, aumentare la percentuale di somministrazione di isoflurano fino a raggiungere la profondità appropriata dell'anestesia. Vedere il passaggio 10 di questa sezione per ulteriori dettagli sull'analgesia di mantenimento con ketamina e idromorfone. Non vengono somministrati paralitici. Ciò consente di valutare un riflesso di astinenza. Un pizzicotto al naso viene utilizzato come stimolo nocivo. - Intubare il suino una volta confermata la corretta profondità dell'anestesia. Utilizzare un laringoscopio personalizzato da 10 pollici, a lama piatta e tubi endotracheali di misura 9 o 10 per suini di 40-50 kg.
- Posizionare una sonda pulsossimetro sulla lingua (preferibile) o sull'orecchio e puntare a una saturazione di ossigeno superiore al 90%.
NOTA: La temperatura viene monitorata tramite una sonda nasale. Un termoforo viene utilizzato per mantenere la normotermia. - Per mantenere l'anestesia, regolare il flusso di ossigeno (20-40 ml/kg) e la velocità di gas inalante (1%-3%).
- Mantenere le impostazioni del ventilatore a una frequenza respiratoria di 12-30 respiri/min, TV di 6-10 ml/kg, PEEP di 5 cm H2 O e pressione di picco di 20 cm H2O.
NOTA: Un ventilatore a pressione positiva standard in stile terapia intensiva viene utilizzato per creare un sistema chiuso per l'anestesia e la ventilazione. I parametri vitali vengono continuamente monitorati e registrati a intervalli di 15 minuti. Gli ABG vengono prelevati ogni 15-60 minuti, a seconda della stabilità dell'animale. Sebbene i televisori raggiungano un massimo di 10 ml/kg, si ottengono 6-8 ml/kg. La Figura 1 fornisce una panoramica schematica della ventilazione a pressione negativa (NPV)-ESLP per il protocollo di trapianto applicato in laboratorio. - Radere, lavare e preparare in modo asettico il sito di incisione utilizzando iodio povidone.
NOTA: Dopo la sedazione con Ketamina/Atropina, il regime analgesico prevede la somministrazione di 3 mg/kg di ketamina EV ogni 1 ora (range 1-3 mg/kg a seconda dei parametri del paziente) e idromorfone 0,05 mg/kg IM ogni 2 ore tramite una linea endovenosa inserita perifericamente in una vena dell'orecchio. Qualsiasi durata più lunga tra le dosi provoca una risposta al dolore rivoluzionaria, come frequenza cardiaca elevata e schemi respiratori anomali / movimento dei muscoli addominali.
2. Inserzione delle linee venose centrali e arteriose
- Inserire una linea centrale per la somministrazione di liquidi ed eparina.
NOTA: La somministrazione totale di liquidi per via endovenosa è calcolata a 1 ml/kg/h e i boli di fluido vengono somministrati PRN per mantenere una MAP >60 mmHg. La linea centrale viene utilizzata anche per somministrare steroidi, antibiotici, vasopressori e inotropi. Vedere la Figura 2A per il posizionamento della linea.- Prepara la pelle con una soluzione di preparazione allo iodio povidone e lascia asciugare completamente. Utilizzare l'elettrocauterizzazione per praticare un'incisione della linea mediana di 5-8 cm centrata sulla trachea ed estendere cranialmente dalla tacca sternale.
- Dividere la pelle e il grasso sottocutaneo usando il cauterizzazione.
- Dividere il piano della linea mediana tra i muscoli della cinghia, quindi dividere gli strati di tessuto connettivo per identificare il fascio intravascolare carotideo sinistro o destro lateralmente alla trachea.
- Ottenere il controllo prossimale e distale della vena giugulare utilizzando lacci di seta (misura 2-0) come anse del vaso.
- Legare la cravatta che circonda il cranio e ritrarla verso l'alto sulla cravatta prossimale per controllare il flusso sanguigno.
- Praticare una piccola incisione nella vena utilizzando le forbici Metzenbaum (vedere la tabella dei materiali) per inserire una linea centrale a due porte da 7 Fr (~1/3 della circonferenza del vaso).
- Contemporaneamente, rilasciare la tensione sull'ansa del vaso prossimale, incannulare la vena e quindi legare per fissare la cannula nella vena a una profondità di 10 cm.
- Sciacquare la linea con eparina, collegarla a una linea endovenosa di soluzione fisiologica normale allo 0,9% e somministrare liquido se il suino è impoverito per via intravascolare a causa della disidratazione.
NOTA: L'eparina blocca tutte le porte inutilizzate. - Somministrare 500 mg di metilprednisone e 1 g di cefazolina per via endovenosa.
- Seguire le stesse tecniche per incannulare l'arteria carotide comune utilizzando una linea arteriosa da 7 Fr per un'accurata gestione della pressione sanguigna.
3. Prelievo del polmone sinistro
- Posizionare il maiale in una posizione di decubito laterale destro.
- Eseguire una toracotomia anterolaterale sinistra (Figura 2).
- Prepara la pelle con una soluzione di preparazione allo iodio povidone e lascia asciugare completamente. Segnare l'incisione della toracotomia (20 cm) utilizzando i seguenti punti di riferimento: utilizzare la palpazione per identificare la punta della scapola sinistra; Allo stesso modo, identifica il processo xifoideo inferiore allo sterno con la palpazione. Collegare i due come mostrato nella Figura 2B.
- Iniettare un totale di 10 ml di bupivacaina allo 0,25% nella linea incisionale e in due spazi delle costole sopra e sotto l'incisione.
- Utilizzare l'elettrocauterizzazione per sezionare la pelle, gli strati sottocutanei e gli strati muscolari. Il gran dorsale deve essere diviso. Identificare la costola immediatamente sotto l'incisione e cauterizzare sulla parte superiore della costola per esporre i muscoli intercostali evitando il fascio neurovascolare intercostale.
- Usa un emostatico di zanzara per perforare i muscoli intercostali immediatamente sopra la costola, quindi senti all'interno del torace le aderenze usando un dito. Spingere via il polmone usando una ventosa di Yankauer o un dito (vedere Tabella dei materiali) mentre si cauterizza lungo il bordo superiore della costola per estendere la toracotomia.
- Estendere la toracotomia anteriormente fino a 1 pollice di distanza dallo sterno. Estendere la toracotomia posteriormente ai muscoli paraspinali.
- Inserire un divaricatore sternale Cooley (vedere la tabella dei materiali) per aprire la toracotomia (10 cm) (Figura 2C). Ritrarre il polmone per esporre la vena emi-azygote sinistra (Figura 2D).
- Sezionare circonferenzialmente la vena emiazygos sinistra usando le forbici Metzenbaum e un Lauer fine. Circondare il recipiente con fascette di seta, quindi legarlo e tranettarlo (Figura 2E). Tieni una cravatta di seta sul moncone prossimale per un maggiore controllo.
NOTA: Lauer è una pinza ad angolo retto o una pinza per celiaci utilizzata per la dissezione dei tessuti. - Sezionare l'arteria polmonare sinistra (PA) e le vene polmonari sinistre (PV). Circondare le vene con lacci di seta per il controllo (Figura 2F).
NOTA: I PV superiori sono molto piccoli e sono legati alla sutura nei loro punti di diramazione o nel tronco comune, a seconda dell'anatomia individuale. Il bronco del tronco principale sinistro è profondo fino al PA e al LA (atrio sinistro), quindi occasionalmente non può essere sezionato facilmente fino a quando l'arteria e le vene non sono state bloccate e tranciate (Figura 2G). - Somministrare 5000 unità di eparina EV 5 minuti prima di bloccare il PA.
NOTA: L'eparina 5000 unità EV viene somministrata anche 5 minuti prima di sbloccare il PA. Per ogni ora successiva, vengono somministrate 1000 unità di eparina per via endovenosa. - Clampare singolarmente il PA (morsetto a croce DeBakey), la vena polmonare inferiore sinistra (pinza Satinsky) e il bronco sinistro (morsetto Spoon Potts) (vedi Tabella dei materiali). Ridurre i volumi correnti a 5 ml/kg una volta che il bronco sinistro è stato bloccato.
- Transecare la PA, la vena polmonare inferiore sinistra e il bronco sinistro. Lasciare cucire almeno 0,5 cm di polsino di tessuto. Dividere il legamento polmonare inferiore sinistro e rimuovere il polmone sinistro.
NOTA: Il polmone sinistro può essere scartato o conservato per l'istologia di controllo.
4. Interruzione dell'ESLP, divisione del polmone sinistro e lavaggio con soluzione elettrolitica
- Clamp il tubo di ventilazione alla massima inspirazione, terminare la perfusione e la ventilazione e scollegare i polmoni dal dispositivo ESLP.
- Pesare i polmoni per determinare la quantità di formazione di edema.
NOTA: L'edema è un gonfiore dei tessuti dovuto all'accumulo di liquidi in eccesso. - Prelevare una biopsia tissutale del lobo accessorio, dividerlo in tre parti uguali e posizionare un pezzo in ciascuno dei seguenti: gel per la temperatura di taglio ottimale (OCT), formalina e congelamento istantaneo in azoto liquido.
NOTA: questo passaggio viene in genere seguito nel laboratorio dell'autore. I campioni vengono quindi conservati per analisi future: i campioni OCT e surgelati vengono conservati in un congelatore a -80 °C e i campioni conservati in formalina vengono posti in un contenitore adeguatamente sigillato e conservati in frigoriferi a 4 °C. I dettagli del protocollo ESLP specifico e dell'analisi dei tessuti sono pubblicati altrove16. - Dividere il polmone donatore sinistro dal polmone destro. Lasciare 1 cm di PA donatrice, 1 cm di bronco donatore e un bracciale LA donatore adeguato (~0,5 cm circonferenzialmente) da cucire al LA ricevente (Figura 2H). Lasciare il PV inferiore sinistro e il PV superiore sinistro in continuità con la parete LA donatrice per facilitare le anastomosi successive.
- Pesare il polmone sinistro.
- Incannulare l'AP lasciato dal donatore utilizzando una ventosa a goccia collegata a una linea endovenosa e lavare 500 mL di soluzione extracellulare, a basso contenuto di potassio, a base di elettroliti a base di destrano anterograda attraverso la vascolarizzazione polmonare. Fissare la cannula nel PA con una fascetta di seta durante il risciacquo e rilasciarla quando il risciacquo è completo.
NOTA: I passaggi menzionati si riferiscono allo specifico dispositivo ESLP utilizzato per questo lavoro e potrebbero non essere direttamente applicabili ad altri dispositivi.
5. Trapianto di polmone sinistro
- Inserire il polmone donatore nel torace del ricevente, iniziando dal lobo inferiore. Non forzare il polmone in posizione.
NOTA: Potrebbe essere necessario sollevare la gabbia toracica inferiore verso l'alto per accogliere il polmone donatore serrando il divaricatore sternale. Idealmente, il ricevente è di qualche chilogrammo più grande del donatore per facilitare una corrispondenza di dimensioni. - Eseguire prima l'anastomosi bronchiale utilizzando prolene 4-0 su un ago TF (Figura 2I).
NOTA: Un'anastomosi end-to-end in esecuzione funziona bene. Tagliare la lunghezza in eccesso dalle due estremità anastomotiche prima di cucire per evitare attorcigliamenti causati da tessuto ridondante. - Eseguire l'anastomosi LA per seconda volta con prolene 6-0 su aghi BV-1 utilizzando un'anastomosi end-to-end in esecuzione. Ancora una volta, taglia il tessuto in eccesso per evitare che si attorcigli.
NOTA: L'LA è friabile e beneficia del piccolo ago BV-1. I morsi orizzontali sulla donatrice possono essere necessari per acquistare tessuto adeguato e correggere la discrepanza di dimensioni causata dalla cucitura dell'IPV e dell'SPV del donatore all'apertura IPV/LA del ricevente. - Incorporare le SPV del donatore nell'anastomosi PV e LA inferiore per consentire il drenaggio venoso del lobo polmonare superiore sinistro (Figura 2J).
NOTA: Le vene polmonari superiori del ramo (SPV) hanno un diametro inferiore a 0,5 cm. Il tronco comune della SPV è di lunghezza variabile e non è presente di routine, rendendo l'anastomosi diretta tra la SPV donatrice e quella ricevente un'opzione inadeguata. - Completare l'anastomosi PA con prolene 6-0 su aghi BV-1 utilizzando un'anastomosi end-to-end in esecuzione. Ancora una volta, taglia il tessuto in eccesso per evitare che si attorcigli.
- Rimuovere la pinza bronchiale e aumentare i televisori fino a raggiungere il target di 10 ml/kg.
- Confermare l'eparinizzazione, somministrare uno shift di potassio (40 mg di furosemide, 10 unità di insulina, 100 mL di soluzione di destrosio al 25%), aprire parzialmente il morsetto PA, disarieggiare e legare la sutura PA. Rilasciare completamente il morsetto PA dopo 10 min.
- Nel frattempo, de-air il LA, legare i punti di sutura e rimuovere il morsetto LA.
- Prelevare un emogasgasso di riperfusione dalla linea centrale e una biopsia tissutale di riperfusione dal lobo medio sinistro.
NOTA: Per eseguire una biopsia tissutale, utilizzare una fascetta di seta taglia 0 per circondare una porzione di 1 cm dell'apice del lobo centrale, legare per intrappolare il tessuto, quindi tagliare la porzione isolata con le forbici Metzenbaum. Dividere la biopsia in tre porzioni uguali e gestire come descritto in precedenza. - Eseguire una broncoscopia polmonare sinistra e destra per valutare l'anastomosi bronchiale e aspirare le secrezioni. Inserire un broncoscopio nel tubo endotracheale utilizzando un adattatore.
- Collegare l'oscilloscopio all'aspirazione. Far avanzare il broncoscopio nel bronco sinistro. Ispezionare l'anastomosi bronchiale (Figura 2N). Far avanzare l'endoscopio lungo i bronchioli e aspirare il liquido. Ripeti sul lato destro.
NOTA: Non lasciare che la saturazione di ossigeno scenda al di sotto del 90%. Se le saturazioni scendono al di sotto di questo livello, rimuovere il cannocchiale e lasciare che il maiale si riprenda per alcuni minuti di ventilazione ininterrotta.
- Collegare l'oscilloscopio all'aspirazione. Far avanzare il broncoscopio nel bronco sinistro. Ispezionare l'anastomosi bronchiale (Figura 2N). Far avanzare l'endoscopio lungo i bronchioli e aspirare il liquido. Ripeti sul lato destro.
- Inserire un tubo toracico malleabile da 20 Fr (Figura 2L), chiudere la toracotomia in tre strati (Figura 2M) e prognare il maiale non appena i gas sanguigni arteriosi (ABG) sono stabili (Figura 2O).
- Monitorare il maiale per 4 ore in posizione prona. Eseguire un'analisi ABG ogni 30 minuti. Somministrare 1000 unità di eparina ogni ora dopo la riperfusione.
- Prelevare un campione di sangue da 10 ml ogni ora per la centrifugazione e l'analisi del saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA) dei marcatori infiammatori16.
NOTA: I parametri di centrifugazione sono dettagliati più avanti.
- Prelevare un campione di sangue da 10 ml ogni ora per la centrifugazione e l'analisi del saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA) dei marcatori infiammatori16.
6. Valutazione isolata del polmone sinistro
- Posizionare il maiale in posizione supina e preparare nuovamente lo sterno utilizzando una soluzione di preparazione allo iodio povidone. Eseguire una sternotomia sulla linea mediana per la valutazione finale del polmone sinistro isolato (Figura 2P).
- Aprire la pleura sinistra utilizzando le forbici Metzenbaum ed eseguire una biopsia tissutale dal lobo inferiore sinistro come descritto in precedenza (NOTA al punto 5.9).
- Aprire la pleura del lobo accessorio e sezionare la vena comune con le forbici Metzenbaum.
NOTA: Questo verrà bloccato in seguito. - Prelevare un campione di sangue dall'anastomosi LA utilizzando un ago da 21 G. Dirigere l'ago verso le vene polmonari sinistre e lontano dal comune atrio sinistro o dal tronco del lobo accessorio.
- Aprire la pleura destra per creare spazio per i morsetti hilar giusti (vedi Tabella dei materiali). Sezionare il legamento polmonare inferiore destro fino all'ilo. Assicurarsi che un morsetto possa essere posizionato intorno all'ilo superiormente, inferiormente e anteriormente.
NOTA: Ciò garantisce che l'ilo sia occluso e che tutta l'ossigenazione dipenda dal polmone sinistro. Il polmone destro non ventilerà in questo momento, il che dovrebbe essere evidente da una mancanza di gonfiaggio/sgonfiaggio con la respirazione ventilatoria. Il lobo inferiore destro può essere sollevato dal torace per raggiungere questo obiettivo. - Clamp la vena del lobo accessorio utilizzando una pinza a croce aortica DeBakey (vedere la tabella dei materiali) per occludere qualsiasi drenaggio del lobo accessorio nel LA (Figura 2Q).
- Clampare l'ilio destro e prelevare i seguenti campioni di sangue seriali dall'anastomosi PV sinistra con un ago da 21 G diretto verso il polmone sinistro: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min e 10 min dopo il clampaggio.
NOTA: Vengono prelevati cinque campioni per monitorare qualsiasi andamento della pressione parziale dell'ossigeno (PaO2) (Figura 2R). La PaO2 dovrebbe rimanere relativamente stabile per rappresentare la corretta funzione del polmone sinistro. Cinque campioni forniscono anche l'assicurazione di una valutazione della qualità se c'è un problema con la coagulazione di qualsiasi campione o si verifica un problema con l'analisi ABG. - Eseguire il transetto delle anastomosi e rimuovere il polmone sinistro. Transect l'IVC per accelerare l'eutanasia sotto anestesia tramite dissanguamento.
NOTA: Il tempo totale di anestesia per il suino ricevente è di 8 ore. - Pesare il polmone del donatore per valutare la formazione di edema e ispezionarlo per l'aspetto generale. Ispezionare l'AP, il bronco e la cuffia LA per segni di coagulo o altra patologia all'interno del polmone del donatore e del mediastino ricevente.
- Eseguire le analisi finali dei gas, centrifugare i campioni di perfuso e conservare le biopsie tissutali come descritto in precedenza (NOTA al punto 4.3).
NOTA: Le impostazioni di centrifugazione sono: 112 x g, 9 accelerazione, 9 decelerazione, 4 °C e durata 15 min.
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Risultati
Tutti i risultati sono nel contesto di 4 ore di riperfusione dopo 12 ore di NPV-ESLP16. Durante l'espianto polmonare, ci sono diversi esiti clinici da anticipare (Figura 3). In genere, il suino rimane emodinamicamente stabile dopo un espianto di polmone sinistro riuscito, ma può richiedere un'infusione a basse dosi di fenilefrina (intervallo di dose: 2-10 mg/h) a causa di una risposta vasodilatatoria all'intervento chirurgico. La frequenza cardiaca dovrebbe mirare a c...
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Discussione
In questo protocollo sono coinvolte diverse fasi chirurgiche critiche e la risoluzione dei problemi è necessaria per garantire il successo del trapianto e della valutazione polmonare. I polmoni dei suini giovani sono incredibilmente delicati rispetto ai polmoni umani adulti, quindi il chirurgo operatore deve essere cauto quando maneggia i polmoni dei suini. Ciò è particolarmente vero dopo una corsa di 12 ore di ESLP, poiché l'organo avrà assunto volume di liquido e sarà suscettibile di lesioni dovute a manipolazioni ecce...
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Dichiarazioni
DHF detiene brevetti sulla tecnologia e sui metodi di perfusione degli organi ex situ . DHF e JN sono fondatori e principali azionisti di Tevosol, Inc.
Ringraziamenti
Questa ricerca è finanziata per conto della Fondazione Ospedaliera Universitaria.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Radiometro ABL 800 FLEX Analizzatore di gas ematici | 989-963 | ||
| Filtro elettrostatico adulto-pediatrico HME - Piccolo | Covidien | 352/5877 | |
| Divaricatore polmonare Allison | Pilling | 341679 | |
| Filtro arterioso | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Pinza per asciugamani | Pilling | 454300 | |
| Albumina sierica bovina | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Fascette per broncoscopio | |||
| ... Bianco 12" | HUASU International | HS4830001 | |
| Cloruro di calcio | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Divaricatore Sternale | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Pinze | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissezione | Pilling | 342202 | |
| Forbici | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Morsetto Vascolare Periferico | Pilling | 353535 | |
| Debakey Pinza per tessuti vascolari diritti | Pilling | 351808 | |
| D-glucosio | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Goccia ventosa | |||
| Tubo endotracheale 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Trasduttore | di flussoPompa di infusione BIO-PROBE | TX 40 | |
| Baxter | AS50 | ||
| Inspire 7 M Ossigenatore a membrana a fibra cava | SORIN GROUP | K190690 | |
| Connettore per tubi di intercettazione 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| Tubo di intercettazione 1/4" x 1/16" x 8'Medtronic | 3108 | ||
| Tubo di intercettazione 3/8" x 3/32" x 6'Medtronic | 3506 | ||
| Laringoscopio | N/A | N/A | Realizzato su misura con lama da 10 pollici |
| Forbici da dissezione Metzenbaum | Pilling | 460420 | |
| Serbatoio di anidride carbonica medico | Praxair | 5823115 | |
| Serbatoio di azoto medico | Praxair | NI MK | |
| Mosquito Clamp | Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organo Camera | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Tubo di aspirazione | Pilling | 162212 | |
| Potassio Fosfato | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky Clamp | Pilling | 354002 | |
| Scala | TANITA | KD4063611 | |
| Membrana di supporto in silicone | Tevosol | ||
| Bicarbonato di sodio | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Cloruro di sodio 0,9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Sega sternale | Stryker | 6207 | |
| Dispositivo chirurgico di elettrocauterizzazione | Kls Martin | ME411 | |
| Trasduttore di pressione TruWave | Edwards | VSYPX272 | |
| Catetere venoso centrale a due lumi 7FR X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Morsetto | per tubi VorsePilling | 351377 | |
| divaricatore Willauer-Deaver | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Tubo di aspirazione | Pilling | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Verde 1X36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27" | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18" | ETHICON | J702D | |
| 2-0 SETA Nero 12" x 18" Fili | ETHICON | SA77G | |
| 4-0 PROLENE Blu TF 1x24" | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Blu BV 2x30" | ETHICON | M8776 | |
| calibro 21 |
Riferimenti
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