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Articolo metodologico

Un modello di abrasione epiteliale per lo studio della guarigione delle ferite corneali

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DOI:

10.3791/63112

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29 dicembre 2021

 ,  ,  ,  , 
1College of Optometry, University of Houston, 2Children’s Nutrition Research Center, Baylor College of Medicine, 3Center for Translational Research on Inflammatory Diseases (CTRID), Michael E. DeBakey Veterans Affairs Medical Center

In questo articolo

Sommario

Qui, viene descritto un protocollo per la creazione di una ferita da abrasione epiteliale corneale centrale nel topo usando una trefina e uno spud smussato della mazza da golf. Questo modello di guarigione delle ferite corneali è altamente riproducibile e viene ora utilizzato per valutare la guarigione delle ferite corneali compromesse nel contesto delle malattie.

Abstract

La cornea è fondamentale per la visione, rappresentando circa i due terzi del potere rifrattivo dell'occhio. Cruciale per il ruolo della cornea nella visione è la sua trasparenza. Tuttavia, a causa della sua posizione esterna, la cornea è altamente suscettibile a un'ampia varietà di lesioni che possono portare alla perdita di trasparenza corneale e all'eventuale cecità. Un'efficiente guarigione delle ferite corneali in risposta a queste lesioni è fondamentale per mantenere l'omeostasi corneale e la conservazione della trasparenza corneale e delle capacità di rifrazione. In caso di compromissione della guarigione delle ferite corneali, la cornea diventa vulnerabile a infezioni, ulcerazioni e cicatrici. Data l'importanza fondamentale della guarigione delle ferite corneali per la conservazione della trasparenza e della visione corneale, una migliore comprensione del normale processo di guarigione delle ferite corneali è un prerequisito per comprendere la compromissione della guarigione delle ferite corneali associata a infezioni e malattie. Verso questo obiettivo, i modelli murini di ferite corneali si sono dimostrati utili per promuovere la nostra comprensione dei meccanismi di guarigione delle ferite corneali che operano in condizioni fisiologiche normali. Qui, viene descritto un protocollo per la creazione di un'abrasione epiteliale corneale centrale nel topo usando una trefina e uno spud smussato della mazza da golf. In questo modello, una trefina circolare di 2 mm di diametro, centrata sulla cornea, viene utilizzata per delimitare l'area della ferita. Lo spud della mazza da golf viene utilizzato con cura per sbrigliare l'epitelio e creare una ferita circolare senza danneggiare la membrana basale epiteliale corneale. La risposta infiammatoria risultante procede come una cascata ben caratterizzata di eventi cellulari e molecolari che sono fondamentali per una guarigione efficiente delle ferite. Questo semplice modello di guarigione delle ferite corneali è altamente riproducibile e ben pubblicato e viene ora utilizzato per valutare la guarigione delle ferite corneali compromesse nel contesto della malattia.

Introduzione

La cornea è il trasparente anteriore un terzo dell'occhio. La cornea svolge diverse funzioni tra cui la protezione delle strutture interne dell'occhio e la formazione di una barriera strutturale che protegge l'occhio dalle infezioni1. Ancora più importante, la cornea è fondamentale per la visione, fornendo circa i due terzi del potere di rifrazione dell'occhio 2,3. Cruciale per il ruolo della cornea nella visione è la sua trasparenza. Tuttavia, a causa della sua posizione verso l'esterno, la cornea è esposta a un'ampia varietà di lesioni su base giornaliera che possono portare all'interruzione della sua funzione di barriera, perdita di trasparenza ed eventuale cecità. La perdita di trasparenza corneale è una delle principali cause di disabilità visiva in tutto il mondo 4,5. Le abrasioni corneali sono un motivo comune per le visite al pronto soccorso (ER), rappresentando la metà dei casi correlati agli occhi presentati al ER6. Si stima che oltre 1 milione di persone soffrano di lesioni oculari ogni anno negli Stati Uniti7. Un'efficiente guarigione delle ferite corneali in risposta a queste lesioni è fondamentale per mantenere l'omeostasi corneale e preservare la sua trasparenza e le sue capacità di rifrazione. In caso di compromissione della guarigione delle ferite corneali, la cornea diventa vulnerabile a infezioni, ulcerazioni e cicatrici 8,9. Inoltre, la crescente popolarità degli interventi chirurgici refrattivi pone una sfida traumatica unica sulla cornea10. Data l'importanza fondamentale della guarigione delle ferite corneali per la conservazione della trasparenza e della visione corneale, una migliore comprensione del normale processo di guarigione delle ferite corneali è un prerequisito per comprendere la compromissione della guarigione delle ferite corneali associata a infezioni e malattie.

A tal fine, sono stati sviluppati diversi modelli animali di guarigione delle ferite corneali 11,12,13,14,15. I modelli murini di guarigione delle ferite corneali si sono dimostrati utili per promuovere la nostra comprensione dei meccanismi di guarigione delle ferite corneali che operano in normali condizioni fisiologiche. Diversi tipi di ferite corneali sono stati impiegati nello studio della guarigione delle ferite corneali, ognuno adatto per indagare diversi aspetti del processo di guarigione delle ferite. I tipi più comuni di modelli di ferite utilizzati negli studi di guarigione delle ferite corneali sono i modelli di ferite meccaniche e chimiche. Le ferite corneali chimiche, che coinvolgono principalmente la creazione di ustioni alcaline sulla cornea, sono utili per studiare le ulcere corneali, l'opacizzazione e la neovascolarizzazione13. Le ferite corneali meccaniche comportano ferite da debridement (abrasione) e ferite da cheratectomia 14,15,16. Una membrana basale epiteliale corneale intatta o violata definisce rispettivamente le ferite da debridement e cheratectomia. Nelle ferite da debridement, la membrana basale epiteliale rimane intatta, mentre nelle ferite da cheratectomia, la membrana basale viene violata con la penetrazione principalmente nello stroma anteriore. Le ferite da debridement sono più utili per studiare la riepitelizzazione, la proliferazione delle cellule epiteliali, la risposta immunitaria e la rigenerazione nervosa dopo la ferita corneale. Le ferite da cheratectomia, d'altra parte, sono più utili per studiare le cicatrici corneali14,15.

Qui, viene descritto un protocollo per la creazione di una ferita da abrasione epiteliale corneale centrale nel topo usando una trefina e uno spud smussato della mazza da golf. Questo semplice modello di guarigione delle ferite corneali è altamente riproducibile e ben pubblicato e viene ora utilizzato per valutare la guarigione delle ferite corneali compromesse nel contesto della malattia17.

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Protocollo

Tutti i protocolli sugli animali sono stati approvati dai comitati istituzionali per la cura e l'uso degli animali presso l'Università di Houston e il Baylor College of Medicine. Le linee guida delineate nella dichiarazione dell'Associazione per la ricerca in visione e oftalmologia (ARVO) sull'uso degli animali nella visione e nella ricerca oftalmica sono state seguite nella gestione e nell'uso dei topi.

1. Preparazione

  1. Preparazione della soluzione di fluoresceina
    1. Preparare la soluzione di fluoresceina all'1% sciogliendo 10 mg di sale di fluoresceina sodica in 1 mL di soluzione salina sterile o sterile 1x soluzione salina tamponata con fosfato (PBS).
      NOTA: Preparare la soluzione di fluoresceina sodica il giorno dell'uso o un giorno prima per evitare la contaminazione microbica. Se preparato un giorno prima dell'uso, conservare la soluzione di fluoresceina a 4 °C al riparo dalla luce. Avvolgere i tubi con un foglio di alluminio per evitare il fotosbiancamento.
    2. Dividere la soluzione in aliquote adatte all'uso in un singolo esperimento. 1-1,5 μL di soluzione di fluoresceina viene utilizzato per topo per punto temporale. Utilizzare la seguente formula per calcolare il volume di aliquota appropriato per un singolo esperimento:
      figure-protocol-1
      NOTA: Ad esempio, se sei topi vengono studiati in un singolo esperimento con la dimensione della ferita monitorata in cinque punti temporali, il volume di aliquota adatto per quel singolo esperimento sarebbe:
      figure-protocol-2
  2. Preparazione di cocktail ketamina / xilazina per anestesia di topi.
    1. Per preparare 10 mL di cocktail, mescolare 2,0 mL di ketamina (100 mg/mL) con 1,0 mL di xilazina (20 mg/mL) e aggiungere 7,0 mL di PBS sterile. Preparare il cocktail ketamina / xilazina un giorno prima o il giorno dell'intervento.
      NOTA: tutte le soluzioni devono essere utilizzate a temperatura ambiente, salvo diversa indicazione.

2. Anestesia

  1. Pesare il topo (topi C57BL/6 wildtype di 8-12 settimane) per determinare la quantità appropriata di anestetico da somministrare. Utilizzare la tecnica di ritenuta del mouse a due mani per trattenere e maneggiare i topi per l'iniezione dell'anestetico18. Somministrare ketamina/xilazina cocktail per via intraperitoneale (i.p.) ad una concentrazione finale di 80 mg/kg di ketamina e 8 mg/kg di xilazina.
  2. Attendere fino al raggiungimento dell'anestesia completa prima di eseguire ferite corneali sul topo. Valutare la profondità dell'anestesia valutando il riflesso del pedale dopo il pizzicamento delle dita dei piedi. Quando si ottiene un'anestesia adeguata, il mouse non deve muoversi sul pizzico della punta.
    NOTA: Poiché i topi perdono rapidamente calore corporeo durante l'anestesia, è importante fornire una fonte di calore per i topi per prevenire l'ipotermia. Posizionare i topi su una fonte di calore (piastra riscaldante) durante l'anestesia e le fasi di recupero.

3. Creazione della ferita corneale

  1. Ferire solo l'occhio destro o sinistro. Mantenere la coerenza con l'occhio (cioè sinistro o destro) che viene ferito quando si passa da un mouse all'altro.
    NOTA: Poiché le abrasioni danneggiano i nervi corneali e riducono l'acuità, ferire entrambi gli occhi può causare disagio e compromissione significativi. Poiché gli analgesici hanno il potenziale per sopprimere le risposte infiammatorie, il loro uso può essere un fattore confondente in alcuni esperimenti volti a comprendere l'infiammazione corneale. Evitare gli analgesici negli esperimenti sulle ferite corneali è stato approvato dal nostro Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC).
  2. Per creare la ferita corneale epiteliale
    1. Sotto un microscopio di dissezione, utilizzare la trefina di 2 mm di diametro (vedi Figura 1) per delimitare il centro della cornea, tenendo l'occhio spalancato usando il pollice e l'indice per tenere le palpebre. Ruotare delicatamente la trefina per fare impressione sull'epitelio corneale.
      NOTA: Bisogna fare attenzione a non applicare una pressione eccessiva quando si utilizza la trefina in quanto ciò può causare perforazione corneale. Inoltre, bisogna fare attenzione a posizionare la trefina centralmente. Le pupille possono essere utilizzate come punto di riferimento per individuare il centro della cornea.
    2. Sotto un microscopio sezionante, tenere la mazza da golf smussata spud (vedi Figura 1) a circa 45 ° dalla superficie della cornea all'interno dell'area delimitata con la trefina. Raschiare con cura e continuamente l'epitelio all'interno dell'area delimitata con lo spud per sbrigliare l'epitelio.
      NOTA: Non applicare una forza eccessiva nello sbrigliamento in quanto ciò può anche causare perforazione corneale. Gli occhi dei topi possono asciugarsi durante il processo di ferita, rendendo difficile lo sbrigliamento. In tal caso, applicare PBS sterile sulla superficie oculare per mantenere un'idratazione ottimale.

figure-protocol-3
Figura 1: trefina da 2 mm e spud smussato della mazza da golf. La trefina viene utilizzata per delimitare una regione circolare al centro della cornea e lo spud della mazza da golf viene utilizzato per rimuovere l'epitelio all'interno della regione delimitata. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

4. Monitoraggio della chiusura e della riepitelizzazione delle ferite

  1. Pipettare 1-1,5 μL di soluzione di fluoresceina all'1% sulla superficie ferita e visualizzare la cornea utilizzando un microscopio digitale con una sorgente di luce blu.
  2. Acquisire immagini entro il primo minuto di aggiunta di soluzione di fluoresceina per evitare la diffusione all'epitelio circostante che porta a una sovrastima delle dimensioni della ferita. Le cornee ferite vengono fotografate in momenti specifici (cioè 0 h, 12 h, 18 h, 24 h e 30 h) dopo la ferita.
    NOTA: in tutti i momenti, l'imaging viene eseguito in anestesia; ketamina/xilazina viene utilizzato al momento della ferita mentre l'isoflurano viene utilizzato nei punti temporali successivi. I topi sono alloggiati individualmente in gabbie separate per la durata del monitoraggio della chiusura della ferita. Quando alloggiati insieme, i topi tendono a leccare gli occhi del cucciolato, un comportamento che ha dimostrato di influenzare la guarigione delle ferite in diversi tessuti19,20.
  3. Analizza le immagini catturate, tracciando l'area della ferita utilizzando un software di analisi delle immagini. L'area della ferita per ogni punto temporale è espressa come percentuale dell'area della ferita originale a 0 h.

5. Imaging e analisi a immunofluorescenza

  1. Eutanasia dei topi con un metodo approvato dalla IACUC (in questo caso, sovradosaggio di anidride carbonica seguito da lussazione cervicale) nei punti temporali desiderati dopo la ferita.
  2. Raccogli i bulbi oculari premendo delicatamente sul canto laterale per spostare il bulbo oculare usando la forbice curva dell'iride. Guidare le forbici dietro il bulbo oculare per afferrare saldamente il nervo ottico, quindi tagliare il nervo, che consente di rimuovere il bulbo oculare.
  3. Fissare ogni bulbo oculare in 1 mL di 1x PBS contenente il 2% di paraformaldeide per 1 ora a temperatura ambiente, quindi lavare tre volte in 1 mL di 1x PBS per 5 minuti ciascuno.
  4. Sotto un microscopio sezionante, utilizzare una lama chirurgica per fare un'incisione nella sclera, circa 500 μm distale al limbus, e quindi tagliare il globo. Usando la pinza, rimuovere delicatamente la materia dell'iride dalla cornea, quindi tagliare con cura il tessuto sclerale, assicurandosi di lasciare intatto il limbus.
  5. Effettuare quattro tagli radiali parziali, ciascuno di circa 1 mm di lunghezza, che si estendono dalla cornea periferica e si fermano a breve distanza dal centro per consentire alla cornea di appiattirsi.
  6. Permeabilizzare e bloccare le cornee in 1 mL di albumina sierica bovina al 2% (BSA) e 0,01% TritonX -100 in 1x PBS per 15 minuti, seguita dal blocco nel 2% di BSA in 1x PBS per ulteriori 45 minuti a temperatura ambiente.
  7. Incubare le cornee durante la notte a 4 °C in un cocktail di anticorpi coniugati con fluorocromo unico direttamente etichettati preparati in 1x PBS contenente il 2% di BSA.
    NOTA: gli anticorpi sono mirati a etichettare cellule e tessuti specifici di interesse. Ad esempio, endotelio, neutrofili e piastrine sono etichettati con anticorpi anti-CD3121,22, anti-Ly-6G 23,24 e anti-CD4125,26, rispettivamente. Il 4',6-diamidino-2-fenilide (DAPI) viene aggiunto al cocktail di anticorpi per visualizzare i nuclei.
  8. Dopo l'incubazione, lavare le cornee tre volte in 1x PBS per 15 minuti ciascuna.
  9. Montare le cornee su un vetrino del microscopio in una goccia di mezzo di montaggio a fluorescenza anti-dissolvenza, coprire con un coperchio e l'immagine con l'ingrandimento desiderato (obiettivo da 4x a 100x) utilizzando un microscopio a luce fluorescenza. Scatta immagini a tutto spessore della cornea in diverse regioni come illustrato nella Figura 2A.
    NOTA: Il modello di analisi microscopica illustrato nella Figura 2A viene utilizzato per analizzare specifici cambiamenti regionali nell'infiammazione e nella divisione cellulare. Sia la colorazione DAPI che Ly-6G vengono utilizzate per identificare i neutrofili extravascolari. Con la colorazione DAPI, i neutrofili sferici hanno un nucleo distinto a forma di ferro di cavallo o ciambella (Figura 2B).

figure-protocol-4
Figura 2: Strategia di imaging corneale e infiltrazione di neutrofili dopo abrasione centrale. (A) Rappresentazione schematica di una cornea integrale che mostra nove campi microscopici attraverso il diametro della cornea. L'area grigia rappresenta l'area della ferita originale. La larghezza di ogni regione è di 500 μm. (B) Si noti la distinta forma a ferro di cavallo o ciambella dei nuclei neutrofili con colorazione DAPI. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Risultati

La Figura 3 mostra una micrografia elettronica a trasmissione di una ferita corneale creata con lo spud smussato della mazza da golf, dimostrando che la membrana basale epiteliale è effettivamente intatta dopo la lesione.

figure-results-1
Figura 3: La membrana basale epiteliale rimane intatta dopo l'abrasione corneale.

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Discussione

Lo scopo di questo documento di metodi era quello di descrivere un protocollo per la creazione di una ferita da abrasione epiteliale corneale centrale nel topo usando una trefina e uno spud smussato della mazza da golf. Questo modello murino è stato utilizzato per studiare l'infiammazione corneale e il suo contributo alla guarigione delle ferite. Questo tipo di modello può essere utilizzato per studiare i meccanismi di guarigione delle ferite corneali in condizioni fisiologiche normali e in patologie

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Finanziamento: Supportato da: NIH EY018239 (A.R.B., C.W.S. e R.E.R.), P30EY007551 (A.R.B.) e Sigma Xi Grant in Aid of Research (P.K.A.). Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta le opinioni ufficiali del National Institutes of Health o di Sigma Xi.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Anticorpo anti-CD31BD Bioscience, Pharmingen550274
Anticorpo anti-CD41BD Bioscience, Pharmingen553847
Anticorpo Anti-Ly6GBD Bioscience, Pharmingen551459
Albumina sierica bovina (BSA)ThermoFisher scientificB14
C57BL/6 topiJackson Laboratories664
DAPISigma AldrichD8417
DeltaVision Microscopio a fluorescenza con deconvoluzione ad ampio campoGE Life Sciences
Microscopio da dissezioneLeica microsystems
Bilance elettroniche a caricamento dall'alto (bilancia)Fisher Scientific
EthanolThermoFisherscientific T038181000CS
Spud per mazze da golfStephens instrumentsS2-1135
Forbici per curva dell'irideFisher Scientific31212
IsofluranoPatterson veterinario07-893-1389
KetaminaPatterson veterinario07-890-8598
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)ThermoFisher scientificAM9624
Sale di fluoresceina di sodioSigma Aldrich46970
Lama chirurgica (lama scapel)Strumenti per le scienze10022-00
TrephineIntegra Miltex33-31
TritonX -100Fisher Scientific50-295-34
ForcipeStrumenti per le scienze11923-13
XilazinaPatterson veterinario07-808-1947

Riferimenti

  1. DelMonte, D. W., Kim, T. Anatomy and physiology of the cornea. Journal of Cataract and Refractive Surgery. 37 (3), 588-598 (2011).
  2. Meek, K. M., Knupp, C. Corneal structure and transparency. Progress in Retinal and Eye Research. 49, 1-16 (2015).
  3. Sridhar, M. S. Anatomy of cornea and ocular surface. Indian Journal of Ophthalmology. 66 (2), 190-194 (2018).
  4. Flaxman, S. R., et al. Global causes of blindness and distance vision impairment 1990-2020: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (12), 1221-1234 (2017).
  5. Robaei, D., Watson, S. Corneal blindness: A global problem. Clinical & Experimental Ophthalmology. 42 (3), 213-214 (2014).
  6. McGwin, G., Owsley, C. Incidence of emergency department-treated eye injury in the United States. Archives of Ophthalmology. 123 (5), 662-666 (2005).
  7. Ljubimov, A. V., Saghizadeh, M. Progress in corneal wound healing. Progress in Retinal and Eye Research. 49, 17-45 (2015).
  8. Wilson, S. L., Haj, A. J. E., Yang, Y. Control of scar tissue formation in the cornea: Strategies in clinical and corneal tissue engineering. Journal of Functional Biomaterials. 3 (3), 642(2012).
  9. Vaidyanathan, U., et al. Persistent corneal epithelial defects: A review article. Medical Hypothesis, Discovery and Innovation in Ophthalmology. 8 (3), 163-176 (2019).
  10. Netto, M., et al. Wound healing in the cornea: a review of refractive surgery complications and new prospects for therapy. Cornea. 24 (5), 509-522 (2005).
  11. Friedenwald, J. S., Buschke, W. Some factors concerned in the mitotic and wound-healing activities of the corneal epithelium. Transactions of the American Ophthalmological Society. 42, 371-383 (1944).
  12. Xu, K., Yu, F. -S. X. Impaired epithelial wound healing and EGFR signaling pathways in the corneas of diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (6), 3301-3308 (2011).
  13. Bai, J. Q., Qin, H. F., Zhao, S. H. Research on mouse model of grade II corneal alkali burn. International Journal of Ophthalmology. 9 (4), 487-490 (2016).
  14. Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Stepp, M. A., Zieske, J. D. αVβ6 integrin promotes corneal wound healing. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (11), 8505-8513 (2011).
  15. Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Zieske, J. D. Role of thrombospondin-1 in repair of penetrating corneal wounds. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (9), 6262-6268 (2013).
  16. Stepp, M. A., et al. Wounding the cornea to learn how it heals. Experimental Eye Research. 121, 178-193 (2014).
  17. Hargrave, A., et al. Corneal dysfunction precedes the onset of hyperglycemia in a mouse model of diet-induced obesity. PLoS ONE. 15, 0238750(2020).
  18. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (67), e2771(2012).
  19. Bodner, L., Dayan, D. Effect of parotid submandibular and sublingual saliva on wound healing in rats. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Physiology. 100 (4), 887-890 (1991).
  20. Abbasian, B., Azizi, S., Esmaeili, A. Effects of rat's licking behavior on cutaneous wound healing. Iranian Journal of Basic Medical Sciences. 13 (1), 242-247 (2010).
  21. DeLisser, H. M., et al. Involvement of endothelial PECAM-1/CD31 in angiogenesis. The American Journal of Pathology. 151 (3), 671-677 (1997).
  22. Piali, L., et al. CD31/PECAM-1 is a ligand for alpha v beta 3 integrin involved in adhesion of leukocytes to endothelium. The Journal of Cell Biology. 130 (2), 451-460 (1995).
  23. Fleming, T. J., Fleming, M. L., Malek, T. R. Selective expression of Ly-6G on myeloid lineage cells in mouse bone marrow. RB6-8C5 mAb to granulocyte-differentiation antigen (Gr-1) detects members of the Ly-6 family. The Journal of Immunology. 151 (5), 2399-2408 (1993).
  24. Fleming, T. J., Malek, T. R. Multiple glycosylphosphatidylinositol-anchored Ly-6 molecules and transmembrane Ly-6E mediate inhibition of IL-2 production. The Journal of Immunology. 153 (5), 1955-1962 (1994).
  25. Phillips, D. R., Charo, I. F., Scarborough, R. M. GPIIb-IIIa: the responsive integrin. Cell. 65 (3), 359-362 (1991).
  26. Nieswandt, B., et al. Acute systemic reaction and lung alterations induced by an antiplatelet integrin gpIIb/IIIa antibody in mice. Blood. 94 (2), 684-693 (1999).
  27. Li, Z., Burns, A. R., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. γδ T cells are necessary for platelet and neutrophil accumulation in limbal vessels and efficient epithelial repair after corneal abrasion. American Journal of Pathology. 171 (3), 838-845 (2007).
  28. Liu, Q., Smith, C. W., Zhang, W., Burns, A. R., Li, Z. NK cells modulate the inflammatory response to corneal epithelial abrasion and thereby support wound healing. American Journal of Pathology. 181 (2), 452-462 (2012).
  29. Gao, Y., et al. NK cells are necessary for recovery of corneal CD11c+ dendritic cells after epithelial abrasion injury. Journal of Leukocyte Biology. 94 (2), 343-351 (2013).
  30. Xiao, C., et al. Acute tobacco smoke exposure exacerbates the inflammatory response to corneal wounds in mice via the sympathetic nervous system. Communications Biology. 2, 33(2019).
  31. Wang, H., et al. Epothilone B speeds corneal nerve regrowth and functional recovery through microtubule stabilization and increased nerve beading. Scientific Reports. 8 (1), 2647(2018).
  32. Li, Z., Burns, A. R., Smith, C. W. Lymphocyte function-associated Antigen-1-dependent inhibition of corneal wound healing. Cell Injury. 169, 1590-1600 (2006).
  33. Wu, M., et al. The neuroregenerative effects of topical decorin on the injured mouse cornea. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 1-14 (2020).
  34. Rodrigues, M., Kosaric, N., Bonham, C. A., Gurtner, G. C. Wound healing: A cellular perspective. Physiological Reviews. 99 (1), 665-706 (2019).
  35. Rennard, S. I. Inflammation and repair processes in chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 160 (5), Pt 2 12-16 (1999).
  36. Landén, N. X., Li, D., Ståhle, M. Transition from inflammation to proliferation: a critical step during wound healing. Cellular and Molecular Life Sciences. 73 (20), 3861-3885 (2016).
  37. Li, Z., Rumbaut, R. E., Burns, A. R., Smith, C. W. Platelet response to corneal abrasion is necessary for acute inflammation and efficient re-epithelialteation. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47, 4794-4802 (2006).
  38. Lam, F. W., Burns, A. R., Smith, C. W., Rumbaut, R. E. Platelets enhance neutrophil transendothelial migration via P-selectin glycoprotein ligand-1. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 300 (2), 468-475 (2011).
  39. La Cruz, A. D., et al. Platelet and erythrocyte extravasation across inflamed corneal venules depend on CD18, neutrophils, and mast cell degranulation. International Journal of Molecular Sciences. 22 (14), 7360(2021).
  40. Li, Z., Burns, A. R., Smith, C. W. Two waves of neutrophil emigration in response to corneal epithelial abrasion: Distinct adhesion molecule requirements. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47 (5), 1947-1955 (2006).
  41. Li, Z., Burns, A. R., Han, L., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. IL-17 and VEGF Are Necessary for Efficient Corneal Nerve Regeneration. The American Journal of Pathology. 178 (3), 1106-1116 (2011).
  42. Xue, Y., et al. Modulation of circadian rhythms affects corneal epithelium renewal and repair in mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 58 (3), 1865-1874 (2017).
  43. Zhang, W., Magadi, S., Li, Z., Smith, C. W., Burns, A. R. IL-20 promotes epithelial healing of the injured mouse cornea. Experimental Eye Research. 154, 22-29 (2017).
  44. Li, Z., Burns, A. R., Miller, S. B., Smith, C. W. CCL20, γδ T cells, and IL-22 in corneal epithelial healing. FASEB Journal. 25 (8), 2659-2668 (2011).
  45. Li, Z., Burns, A. R., Han, L., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. IL-17 and VEGF are necessary for efficient corneal nerve regeneration. American Journal of Pathology. 178 (3), 1106-1116 (2011).
  46. Reins, R. Y., Hanlon, S. D., Magadi, S., McDermott, A. M. Effects of topically applied Vitamin D during corneal wound healing. PLoS ONE. 11 (4), 0152889(2016).
  47. Gagen, D., et al. ICAM-1 mediates surface contact between neutrophils and keratocytes following corneal epithelial abrasion in the mouse. Experimental Eye Research. 91 (5), 676-684 (2010).
  48. Li, Z., Rivera, C. A., Burns, A. R., Smith, C. W. Hindlimb unloading depresses corneal epithelial wound healing in mice. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 641-647 (2004).
  49. Byeseda, S. E., et al. ICAM-1 is necessary for epithelial recruitment of γδ T cells and efficient corneal wound healing. American Journal of Pathology. 175 (2), 571-579 (2009).
  50. Li, Z., Burns, A. R., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. γδ T cells are necessary for platelet and neutrophil accumulation in limbal vessels and efficient epithelial repair after corneal abrasion. American Journal of Pathology. 171 (3), 838-845 (2007).
  51. Petrescu, M. S., et al. Neutrophil interactions with keratocytes during corneal epithelial wound healing: A role for CD18 integrins. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (11), 5023-5029 (2007).
  52. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing. Experimental Eye Research. 93 (6), 927-936 (2011).
  53. Pal-Ghosh, S., et al. Cytokine deposition alters leukocyte morphology and initial recruitment of monocytes and γδT cells after corneal injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (4), 2757-2765 (2014).
  54. Pal-Ghosh, S., Tadvalkar, G., Jurjus, R. A., Zieske, J. D., Stepp, M. A. BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds. Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).
  55. Kato, T., Chang, J. H., Azar, D. T. Expression of type XVIII collagen during healing of corneal incisions and keratectomy wounds. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 44 (1), 78-85 (2003).
  56. Kure, T., et al. Corneal neovascularization after excimer keratectomy wounds in matrilysin-deficient mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 44 (1), 137-144 (2003).
  57. Lin, A., et al. Bacterial keratitis preferred practice pattern. Ophthalmology. 126 (1), 1-55 (2019).
  58. Cable, E. J., Onishi, K. G., Prendergast, B. J. Circadian rhythms accelerate wound healing in female Siberian hamsters. Physiology and Behavior. 171, 165-174 (2017).
  59. Lyons, A. B., Moy, L., Moy, R., Tung, R. Circadian rhythm and the skin: A review of the literature. Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 12 (9), 42-45 (2019).
  60. Westman, J., Grinstein, S., Marques, P. E. Phagocytosis of Necrotic Debris at Sites of Injury and Inflammation. Frontiers in Immunology. 10, 3030(2020).
  61. Gaudry, M., et al. Intracellular pool of vascular endothelial growth factor in human neutrophils. Blood. 90 (10), 4153-4161 (1997).
  62. Pan, Z., et al. Vascular endothelial growth factor promotes anatomical and functional recovery of injured peripheral nerves in the avascular cornea. FASEB Journal. 7, 2756-2767 (2013).
  63. Di, G., et al. VEGF-B promotes recovery of corneal innervations and trophic functions in diabetic mice. Scientific Reports. 7 (1), 1-13 (2017).
  64. Thomas, M. R., Storey, R. F. The role of platelets in inflammation. Thrombosis and Haemostasis. 114 (3), 449-458 (2015).
  65. Margraf, A., Zarbock, A. Platelets in inflammation and resolution. The Journal of Immunology. 203 (9), 2357-2367 (2019).

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