Questo documento descrive la modellazione ischemia-riperfusione (I / R) in un embrione di pulcino di 3 giorni utilizzando un gancio personalizzato con ago spinale per comprendere meglio lo sviluppo e il trattamento I / R. Questo modello è semplice, veloce e poco costoso.
È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.
Articolo metodologico
Generazione di un modello di ischemia-riperfusione del gancio utilizzando un embrione di pulcino in via di sviluppo di tre giorni
* These authors contributed equally
In questo articolo
Sommario
Abstract
I disturbi da ischemia e riperfusione (I / R), come infarto miocardico, ictus e malattia vascolare periferica, sono alcune delle principali cause di malattia e morte. Molti modelli in vitro e in vivo sono attualmente disponibili per lo studio del meccanismo I/R in malattie o tessuti danneggiati. Tuttavia, ad oggi, non è stato riportato alcun modello I/R in ovo, il che consentirebbe una migliore comprensione dei meccanismi I/R e uno screening farmacologico più rapido. Questo documento descrive la modellazione I / R utilizzando un gancio personalizzato con ago spinale in un embrione di pulcino di 3 giorni per comprendere i meccanismi di sviluppo e trattamento I / R. Il nostro modello può essere utilizzato per studiare le anomalie a livello di DNA, RNA e proteine. Questo metodo è semplice, veloce e poco costoso. Il modello attuale può essere utilizzato indipendentemente o in combinazione con modelli I/R esistenti in vitro e in vivo.
Introduzione
La lesione tissutale da ischemia-riperfusione è stata collegata a una serie di patologie, tra cui infarti, ictus ischemico, traumi e malattie vascolari periferiche1,2,3,4,5. Ciò è dovuto principalmente alla mancanza di una comprensione completa della progressione della malattia e alla mancanza di un modello di ricerca efficace. La lesione ischemica si verifica quando l'afflusso di sangue a un'area specifica del tessuto viene interrotto. Di conseguenza, il tessuto ischemico alla fine necrotizza, anche se il tasso varia a seconda del tessuto. Quindi, ripristinare l'afflusso di sangue può aiutare a mitigare il danno. Tuttavia, è stato osservato, in alcuni casi, che la riperfusione provoca più danni ai tessuti rispetto all'ischemia da sola6,7,8. Pertanto, è necessaria la comprensione dei meccanismi molecolari e cellulari dell'ischemia-riperfusione per sviluppare un intervento terapeutico efficace. Attualmente, non è noto alcun trattamento efficace per le lesioni I / R. Questa disparità ha spinto la creazione di nuovi modelli sperimentali, che vanno dai modelli in vitro a quelli in vivo, per affrontare il problema esistente9,10,11,12,13.
Gli embrioni di pulcino (Gallus gallus domesticus) sono ampiamente utilizzati nella ricerca a causa della loro facilità di accesso, accettabilità etica, dimensioni relativamente grandi (rispetto ad altri embrioni), basso costo e rapida crescita14. Abbiamo usato un embrione di pulcino a 72 ore di sviluppo per creare un in ovo I / R occludendo e rilasciando l'arteria vitellina destra con l'assistenza di un ago spinale. L'abbiamo chiamato hook-I/R ischemia-riperfusione modello (Figura 1). Il modello utilizzato in questo studio è in grado di simulare accuratamente tutti i processi a valle, comprese le vie ossidative e infiammatorie, che sono frequentemente associate al danno I/R15,16,17.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Protocollo
L'Institutional Animal Ethical Committee presso il Lucknow Medical College and Hospital di Era ha emesso una rinuncia scritta affermando che non era richiesta alcuna approvazione formale per condurre questi esperimenti in conformità con il Comitato per lo scopo del controllo e della supervisione degli esperimenti sugli animali (CPCSEA). Tuttavia, sono state seguite procedure operative standard per ridurre al minimo qualsiasi potenziale di sofferenza embrionale.
1. Preparazione del tampone (tabella 1)
- Preparare la soluzione di Ringer
- Per preparare la soluzione di Ringer, sciogliere 0,72 g di NaCl (123 mM), 0,017 g di CaCl2 (1,53 mM), 0,037 g di KCl (4,96 mM) in 70 mL di H2O distillato sterile, con un volume finale di 100 mL. Regolare il pH a 7,4. Lasciare sciogliere completamente e autoclave. Quindi, filtrare attraverso un filtro da 0,22 μm, aliquotare in quantità monouso (circa 10 ml) e conservare a temperatura ambiente.
- Preparare la normale soluzione salina (0,9% di cloruro di sodio, NaCl).
- In 70 mL di H2O distillato sterile, sciogliere 0,9 g di NaCl (154 mM). Portare il volume a 100 ml. Autoclave per 15 min a 121 °C. Regolare il pH a 7,4 con 0,1 N HCl o 0,1 N NaOH, se necessario. Produrre aliquote da 10 ml in un tubo di centrifuga sterile da 15 ml e conservare a temperatura ambiente.
- Preparare il 70% di etanolo (v/v).
- Miscelare 70 mL di etanolo puro (Mol. wt. 46,07 g/L) a 30 mL di H2O sterile. Preparare secondo necessità o conservare a temperatura ambiente. Non c'è bisogno di sterilizzare.
- Preparare 1x tampone fosfato salino (1x PBS).
- Preparare 100 mL di 1x PBS aggiungendo 0,144 g di Na2HPO4·7H2O (5,37 mM), 0,8 g di NaCl (136,8 mM), 0,2 g di KCl (26,8 mM), 0,2 g di KH2PO4 (14, 6 mM) a 70 ml di acqua distillata. Sciogliere e portare il volume a 100 ml e autoclave per 15 minuti a 121 °C. Portare il pH a 7,4, aggiungendo un paio di gocce di 0,1 N HCl o 0,1 N NaOH, se necessario. Effettuare aliquote di 10 mL in un tubo di centrifuga sterile da 15 mL e conservare a temperatura ambiente.
2. Giorno 1
- Disporre tutti gli strumenti necessari per la sterilizzazione delle uova (etanolo al 70%, salviette per la pulizia, un portauova e un pennarello OHP).
- Pulire le uova di 0 giorni con il 70% di etanolo usando salviette di carta velina. Utilizzare solo un uovo di 0 giorni, poiché le uova più vecchie potrebbero non dare origine a un embrione.
- Scrivi la data corrente sulle uova con un marcatore OHP.
- Mettere le uova in un'incubatrice impostata su una temperatura di 36-37 °C e un livello di umidità del 60%-65%. Incubare le uova per le prossime 24 ore.
3. Giorno 2
- Disporre l'attrezzatura necessaria per il ritiro di 5-6 ml di albumina (forbici taglienti, siringa da 5 ml, ago da 18 G, scartatore di siringhe e nastro adesivo).
- Pulire le forbici chirurgiche con etanolo al 70% o sterilizzare con un'autoclave dopo averle pulite con etanolo al 70%.
- Ora prendi l'uovo dall'incubatrice a 37 °C per la stratificazione.
- Metti l'uovo su un portaoggetti pulito.
- Attaccare un piccolo pezzo di nastro adesivo (dimensioni: circa 1 pollice di lunghezza x larghezza) al bordo dell'uovo.
- Fai un piccolo foro nel bordo del guscio d'uovo usando forbici a punta affilata. Inserire una siringa da 5 mL con un angolo approssimativo di 75°.
NOTA: La siringa da 5 ml viene fornita con un ago da 24 G x 1 (sterile), ma è bene sostituire l'ago da 24 G x 1 con un ago da 18 G x 1,5 (sterile). L'ago da 18 G x 1,5 ha una larghezza di 1,25 x 38 mm. Pertanto, faciliterà la rimozione dell'albumina. - Dopo aver inserito l'ago nel sacco vitellino, prelevare lentamente 5-6 ml di albumina.
NOTA: Questo fornisce all'embrione un letto su cui può crescere. Il ritiro dell'albumina previene la fuoriuscita eccessiva di albumina mentre si stabilisce una finestra. Infine, il rischio che l'embrione venga danneggiato durante la finestra è mitigato eliminando 5-6 ml di albumina. - Dopo aver rimosso l'albumina, richiudere l'apertura con del nastro adesivo e lasciare incubare le uova a 37 °C per 48 ore.
4. Giorno 4
- Preparare la soluzione di Ringer, soluzione salina normale allo 0,9% e 1 PBS come descritto nella sezione 1 del protocollo. Quindi, autoclave le tre soluzioni. Dopo l'autoclave, posizionare la rispettiva soluzione a temperatura ambiente.
- Estrarre l'uovo dall'incubatrice a 37 °C e tagliare il guscio a forma circolare. Prima di tagliare il guscio d'uovo, coprire l'area da tagliare con del nastro adesivo.
NOTA: Coprire l'area della finestra con nastro adesivo impedisce la rottura del guscio d'uovo in luoghi indesiderati. Tuttavia, se si rompe in un luogo indesiderato, sigillare l'area con il nastro adesivo. Coprire i punti da tagliare con nastro adesivo impedisce ai pezzi di guscio di cadere sul sacco vitellino. - Creare un piccolo foro nel guscio d'uovo con una forbice a spigolo appuntito nel punto in cui si desidera la finestra e iniziare a tagliare un'apertura circolare. Questo processo è noto come windowing.
NOTA: Assicurarsi che il taglio circolare sia abbastanza grande da consentire un facile accesso all'embrione da qualsiasi direzione. Se necessario, modificare la posizione dell'uovo per adattarsi alla posizione dell'embrione. - Successivamente, utilizzando un microscopio chirurgico con zoom stereo, individuare l'arteria vitellina destra (RVA).
NOTA: Gli embrioni di pollo normalmente subiscono una torsione toracica (insieme alla flessione cervicale, ecc.) mentre si sviluppano, in modo tale che il lato sinistro della testa sia contro il tuorlo nella fase di 72 ore. Più caudale, dove le arterie vitelline escono dal corpo, l'embrione non è molto contorto, e questa parte del corpo si trova lato ventrale verso il basso verso il tuorlo. Quindi, visualizzando direttamente, il diritto dell'embrione è a destra del ricercatore. - Una volta individuato l'RVA, creare due piccoli fori sui lati sinistro e destro dell'RVA utilizzando un ago da 26 G (Figura 2).
- Posizionare la sonda doppler per l'imaging del flusso sanguigno sopra l'RVA. Assicurarsi che la sonda doppler per l'imaging del flusso sanguigno sia posizionata a 5 ± 1 mm dal sito di ischemia e verso l'estremità distale dell'RVA. Prendi una lettura del flusso per 2 minuti e 30 s (o più a lungo se lo desideri). Questa sarà la lettura della fase normossica.
- Nel frattempo, utilizzando una pinza per il naso e una pinza dentata, modellare manualmente il bordo dell'ago spinale a forma di gancio (Figura 3). Fallo piegando il bordo dell'ago spinale per circa 1 mm. Una dimensione maggiore renderà più difficile l'inserimento e la rimozione dell'ago spinale durante la procedura I / R.
- Inserire l'ago spinale direttamente sotto l'arteria vitellina destra utilizzando un micromanipolatore.
NOTA: Inserire l'ago spinale con estrema cautela per evitare di danneggiare l'RVA o le arterie adiacenti. La tecnica ottimale è quella di regolare il gancio personalizzato dell'ago spinale esattamente sopra il lato destro del foro RVA, seguito dall'inserimento graduale del bordo personalizzato dell'ago spinale nel sacco vitellino con l'assistenza di un micromanipolatore sotto la guida di un microscopio chirurgico stereo zoom attraverso il foro destro. Una volta che il gancio dell'ago spinale è nel sacco vitellino, regolare gradualmente il gancio sotto l'RVA in modo che il suo bordo sia esattamente posizionato sotto il foro sinistro. Ora è il momento di sollevare l'ago spinale. - Ora, con l'assistenza del micromanipolatore, sollevare gradualmente l'arteria fino a quando il flusso sanguigno Doppler indica una diminuzione minima dell'80% del flusso arterioso.
- Una volta raggiunto un dropdown dell'80% o più nel flusso Doppler, lasciare l'ago spinale sollevato (tirando l'arteria verso l'alto) per 5 minuti. Questo sarà il periodo di ischemia nella RVA.
NOTA: è fondamentale monitorare il flusso Doppler durante la durata dell'ischemia. Se viene rilevata una quantità significativa di fluttuazione, terminare i test. - Dopo il periodo di ischemia di 5 minuti, rilasciare gradualmente l'arteria per ripristinare i normali livelli di flusso sanguigno. Assicurarsi che la lettura di un misuratore di portata sanguigna Doppler visualizzi valori paragonabili a quelli ottenuti durante la normossia. Questo sarà il periodo di riperfusione nell'RVA (Figura 4).
- Dopo la procedura I/R, applicare alcune gocce (2-3) di 1x PBS all'embrione e guardarlo per 2-3 min.
NOTA: L'uso di 1x PBS aiuta a prevenire l'essiccazione dell'embrione. - Infine, richiudere la finestra con del nastro adesivo e rimettere l'uovo nell'incubatrice per 5 ore e 55 minuti.
- Dopo 5 ore e 55 minuti, prendere l'uovo dall'incubatrice, posizionarlo sul portauova, riaprire la finestra e seguire il protocollo di trattamento a valle.
5. Trattamenti
- Per il trattamento delle arterie con farmaci, attivatori o inibitori, asportare l'RVA dopo 1 ora del processo I / R.
- Per gli studi a valle, rimuovere prima l'embrione dal guscio d'uovo ponendolo su una capsula di Petri sterile da 90 mm.
- Una volta che l'embrione viene rilasciato nella capsula di Petri, asportare l'RVA usando l'iride oculare sotto la guida di un microscopio chirurgico stereo zoom.
- Assicurarsi che la dimensione di escissione di RVA sia fino a 15 ± 1 mm (distale dal tronco), 5 ± 1 mm ciascuna sul lato sinistro e destro dell'arteria e 2 ± 1 mm verso il tronco.
NOTA: un righello può essere utilizzato per misurare l'area da asportare (opzionale). - Dopo aver asportato l'RVA, lavarlo con 1x PBS in una capsula di Petri sterile contenente 1x PBS.
- Per i trattamenti desiderati, posizionare l'arteria in un tubo centrifugo da 1,5 mL (sterilizzato) riempito con 500 μL di soluzione di Ringer. Posizionare l'RVA nel tubo della centrifuga e posizionarlo in un incubatore a 37 °C per 5 ore e 55 minuti.
NOTA: A seconda dei trattamenti, utilizzare la soluzione di Ringer senza alcun trattamento o il trattamento con il volume e la concentrazione desiderati di farmaco, attivatore o inibitore. - Dopo 5 ore e 55 minuti di incubazione, estrarre l'RVA dall'incubatore di laboratorio a 37 °C e procedere con i trattamenti desiderati.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Risultati
La tecnica Doppler Blood Flow Imaging è stata utilizzata per valutare l'efficacia del nostro modello. In breve, abbiamo confrontato i dati del gruppo di controllo con i dati del gruppo RVA per determinare il successo della nostra creazione. La Figura 4A raffigura un flusso tipico associato all'animale di controllo, mentre la Figura 4B illustra i risultati ottenuti da un RVA. Il numero 1-8 rappresenta i vari eventi associati alle fasi I/R. In breve, il numero 1-3...
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Discussione
L'obiettivo della ricerca ischemia-riperfusione è quello di creare strategie terapeutiche che prevengano la morte cellulare e promuovano il recupero29,30. Per superare gli attuali vincoli nella ricerca I/R, abbiamo progettato un modello di embrione di pulcino Hook I/R per produrre un modello I/R affidabile e riproducibile. Per quanto ne sappiamo, il nostro è il primo modello I / R mai creato in un embrione di pulcino di 3 giorni per esperimenti I / R di routine, ...
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Dichiarazioni
Gli autori non dichiarano interessi concorrenti.
Ringraziamenti
Vogliamo esprimere la nostra gratitudine a Hari Shankar per i suoi input critici durante la videografia e il montaggio, Baqer Hussain per la voce fuori campo, Asghar Rizvi per il montaggio video, Mohammad Haider per le riprese video, Mohammad Danish Siddiqui per l'assistenza durante gli esperimenti.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| (-80° C) congelatore | Haier, | ||
| Tubo da centrifuga | TARSONS, India | 500010X | |
| 100mm Petri dish (sterile) | Tarsons, India | 460050 | |
| 18G Ago (18G&volte; 1,5 (1,25&volte; 38mm) | Ramsons, India | 13990 | |
| Siringa da 1 ml | DISPO VAN-26G | ||
| Ago (26G&volte; 1/2 (10,45x13mm) | DISPO VAN, india | 30722D | |
| 37° C incubatrice per uova con percentuale di umidità regolabile | Gentek, India | GL-100 | |
| 37° incubatore da laboratorio C | SCIENCE TECH, India | CB 101-14 | |
| 3-metiladenina (3-MA) | Sigma Aldrich, USA | M9281 | |
| Pipetta da pascolo da 3 ml | TARSONS, India | 940050 | |
| Bicchiere da 50 ml | TARSONS, | India-Siringa | |
| 5 ml | DISPO VAN, India | IP53 | |
| 70% etanolo | Merck Millipore, Stati Uniti | 64-17-5 | |
| Nastro adesivo/nastro per violoncello | Sunrise, | India-Ambra1 | |
| primers | Applied Biosystems, Foster city, USA | Hs00387943_m1 | |
| IgG anti-topo | , USA | 7076S | |
| Anti-Rabbit IgG | Jackson Immuno Research Laboratories, USA | 711-035-152 | |
| Atg7 | R& D Systems, USA | MAB6608 | |
| Atg7 primers | Applied Biosystems, città di Foster, USA | Hs00893766_m1 | |
| Autoclave Bag | Tarsons, India | 550022 | |
| Autoclave Machine | Local made, Lucknow, | India-Beclin-1 | |
| Proteintech, USA | 66665-1-Ig | ||
| Beta Actin | ImmunoTag, USA | ITT07018 | |
| Albumina sierica bovina | Himedia, Mumbai, India | TC194 | |
| Cloruro di calcio | Himedia, Mumbai, India | GRM534 | |
| Catalasi | ImmunoTag, USA | ITT5155 | |
| Salviette detergenti | Kimberly-Clark, India | 370080 | |
| Caspasi scissa3 | ImmunoTag, USA | ITT07022 | |
| di-sodio idrogeno fosfato eptaidrato | Himedia, Mumbai, India | GRM39611 | |
| Doppler misuratore di flusso sanguigno | Strumento Moors, Regno Unito | moorVMS-LDF1 | |
| Portauova | - | - | |
| Portauova | - | - | |
| GAPDH | ImmunoTag, USA | M1000110 | |
| Primer GAPDH | Applied Biosystems, Foster city, USA | ||
| Glycine | Himedia, Mumbai, India | MB013 | |
| Vassoio renale | HOSPITO-LC3A | ||
| / B | Tecnologia di segnalazione cellulare, USA | 4108S | |
| , Mumbai, India | M0252 | ||
| Micromanipolatore | Narishige, Giappone | M-152 | |
| N-acetil-L-cisteina (NAC) | Sigma Aldrich, USA | A7250 | |
| Naringenin | Sigma Aldrich, USA | 67604-48-2 | |
| NF-kβ | Thermo Fisher Scientific, USA | 51-0500 | |
| NLRP3 | ImmunoTag, USA | ITT07438 | |
| Pinza per naso | Produzione locale, Lucknow, | India-Pinze | |
| oculari | Stoelting, Germania | 52106-40 | |
| per iride oculare | Jaipur, India | Micro forbici Vannas per età dura angolate 8 cm / 3 1/8 " | |
| OHP pennarello | Camlin, | ||
| ImmunoTag, USA | ITT08329 | ||
| Forbice appuntita a lama affilata | Stoelting, Germania | 52132-11 | |
| Cloruro di potassio | Himedia, Mumbai, India | MB043 | |
| Fosfato di potassio monobasico anidro | Himedia, Mumbai, India | MB050 | |
| Inibitore della proteasi | Abcam, Stati Uniti | Ab65621 | |
| SOD-1 | ImmunoTag, USA | ITT4364 | |
| Cloruro di sodio | Fisher Scientific, Mumbai, India | 27605 | |
| Sodio dodecil solfato | Himedia, Mumbai, India | GRM886 | |
| Ago spinale 25GA; 3,50 POLLICI (90,51 X 90 mm) | Ramson, India | GS-2029 | |
| Microscopio operatorio stereo zoom | Olympus, Giappone | SZ2-STU3 | |
| Scartatore di siringhe | BIOHAZARD | 882210 | |
| Pinze dentate | Stoelting, Germania | 52102-30 | |
| Tris Base | G Biosciences, Stati Uniti | RC1217 | |
| Tris Acido cloridrico | Himedia, Mumbai, India | MB030 | |
| Tween 20 | G Biosciences, Stati Uniti | RC1227 | |
| Pollo Livornese Bianco 0 uova di giorno | - | - | |
| Z-Val-Ala-Asp(OMe)-FMK | MP Biomedicals, LLC, USA | FK009 |
Riferimenti
- Fauzia, E., et al. Chick Embryo: A Preclinical Model for Understanding Ischemia-Reperfusion Mechanism. Frontiers in Pharmacology. 21 (9), 1034(2018).
- Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nature Medicine. 17 (11), 1391-1401 (2011).
- Raza, S. S., et al. Neuroprotective effect of naringenin is mediated through suppression of NF-κB signaling pathway in experimental stroke. Neuroscience. 29 (230), 157-171 (2013).
- Raza, S. S., et al. Hesperidin ameliorates functional and histological outcome and reduces neuroinflammation in experimental stroke. Brain Research. 28 (1420), 93-105 (2011).
- Raza, S. S., et al. Silymarin protects neurons from oxidative stress associated damages in focal cerebral ischemia: a behavioral, biochemical and immunohistological study in Wistar rats. Journal of the Neurological Sciences. 15 (1-2), 45-54 (2011).
- Fan, L., Zhou, L. AG490 protects cerebral ischemia/reperfusion injury via inhibiting the JAK2/3 signaling pathway. Brain and Behavior. 11 (1), 01911(2021).
- Wu, M. Y., et al. Current Mechanistic Concepts in Ischemia and Reperfusion Injury. Cellular Physiology and Biochemistry. 46 (4), 1650-1667 (2018).
- Collard, C. D., Gelman, S. Pathophysiology, clinical manifestations, and prevention of ischemia-reperfusion injury. Anesthesiology. 94 (6), 1133-1138 (2001).
- Allen, D. D., et al. Cell lines as in vitro models for drug screening and toxicity studies. Drug Development and Industrial Pharmacy. 31 (8), 757-768 (2005).
- Schmeer, C., Gamez, A., Tausch, S., Witte, O. W., Isenmann, S. Statins modulate heat shock protein expression and enhance retinal ganglion cell survival after transient retinal ischemia/reperfusion in vivo. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (11), 4971-4981 (2008).
- Huang, K. Y., et al. A systematic review and meta-analysis of acupuncture for improving learning and memory ability in animals. BMC Complementary and Alternative Medicine. 16 (1), 297(2016).
- Sommer, C. J. Ischemic stroke: Experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
- Yang, W., Chen, J., Meng, Y., Chen, Z., Yang, J. Novel targets for treating ischemia-reperfusion injury in the liver. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1302(2018).
- Seabra, R., Bhogal, N. In vivo research using early life stage models. In Vivo. 24 (4), 457-462 (2010).
- Liu, H., et al. Adiponectin peptide alleviates oxidative stress and NLRP3 inflammasome activation after cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating AMPK/GSK-3beta. Experiments in Neurology. 329, 113302(2020).
- Aboutaleb, N., Jamali, H., Abolhasani, M., Pazoki Toroudi, H. Lavender oil (Lavandula angustifolia) attenuates renal ischemia/reperfusion injury in rats through suppression of inflammation, oxidative stress and apoptosis. Biomedicine and Pharmacotherapy. 110, 9-19 (2019).
- Wallert, M., et al. alpha-Tocopherol preserves cardiac function by reducing oxidative stress and inflammation in ischemia/reperfusion injury. Redox Biology. 26, 101292(2019).
- Ashafaq, M., et al. Catechin hydrate ameliorates redox imbalance and limits inflammatory response in focal cerebral ischemia. Neurochemical Research. 37 (8), 1747-1760 (2012).
- Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. Journal of Visualized Experiments. 20 (16), 759(2008).
- Abt, M. A., Grek, C. L., Ghatnekar, G. S., Yeh, E. S. Evaluation of lung metastasis in mouse mammary tumor models by quantitative real-time PCR. Journal of Visualized Experiments. (107), e53329(2016).
- Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments. Journal of Visualized Experiments. (62), e3923(2012).
- Wu, Y., et al. Cathelicidin aggravates myocardial ischemia/reperfusion injury via activating TLR4 signaling and P2X(7)R/NLRP3 inflammasome. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 139, 75(2020).
- Franke, M., et al. The NLRP3 inflammasome drives inflammation in ischemia/reperfusion injury after transient middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Behaviour and Immunity. 92, 223(2021).
- Lawrence, T. The nuclear factor NF-kappaB pathway in inflammation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 1 (6), 001651(2009).
- Liu, H., et al. Pterostilbene attenuates astrocytic inflammation and neuronal oxidative injury after ischemia-reperfusion by inhibiting NF-kappaB phosphorylation. Frontiers in Immunology. 10, 2408(2009).
- Prakash, R., et al. Sivelestat-loaded nanostructured lipid carriers modulate oxidative and inflammatory stress in human dental pulp and mesenchymal stem cells subjected to oxygen-glucose deprivation. Materials Science and Engineering: C Materials for Biological Applications. 120, 111700(2021).
- Prakash, R., et al. Oxidative stress enhances autophagy in stem cells through Erk1/2 signaling pathway - implications for neurotransplantations. Stem Cell Reviews and Reports. , (2021).
- Ahmad, A., et al. Gelatin-coated polycaprolactone nanoparticle-mediated naringenin delivery rescue human mesenchymal stem cells from oxygen glucose deprivation-induced inflammatory stress. ACS Biomaterials Science and Engineering. 5 (2), 683-695 (2019).
- Guan, X., et al. The neuroprotective effects of carvacrol on ischemia/reperfusion-induced hippocampal neuronal impairment by ferroptosis mitigation. Life Science. 235, 116795(2019).
- Jin, Z., Guo, P., Li, X., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. Neuroprotective effects of irisin against cerebral ischemia/ reperfusion injury via Notch signaling pathway. Biomedicine and Pharmacotherapy. 120, 109452(2019).
- Wainrach, S., Sotelo, J. R. Electron microscope study of the developing chick embryo heart. Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 55, 622-634 (1961).
- Joshi, V. C., Wilson, A. C., Wakil, S. J. Assay for the terminal enzyme of the stearoyl coenzyme A desaturase system using microsomes. Journal of Lipid Research. 18 (1), 32-36 (1977).
- Kain, K. H., et al. The chick embryo as an expanding experimental model for cancer and cardiovascular research. Development Dynamics. 243 (2), 216-228 (2014).
- Mann, R. A., Moore, K. L., Persaud, T. V. N. Limitations in the u~e of the early chick embryo 88 a teratological model. Teratology. 7, 22-23 (1973).
- Chen, T., Vunjak-Novakovic, G. In vitro models of ischemia-reperfusion injury. Regenerative English and Translation Medicine. 4 (3), 142-153 (2018).
- Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: A review. Biomedicine and Pharmacotherapy. 131, 110686(2020).
- Bromage, D. I., et al. Remote ischaemic conditioning reduces infarct size in animal in vivo models of ischaemia-reperfusion injury: a systematic review and meta-analysis. Cardiovascular Research. 113 (3), 288-297 (2017).
- Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M., Korthuis, R. J. Cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. 298, 229-317 (2012).
- Hogers, B., DeRuiter, M. C., Baasten, A. M., Gittenberger-de Groot , A. C., Poelmann, R. E. Intracardiac blood flow patterns related to the yolk sac circulation of the chick embryo. Circ Res. 76 (5), 871-877 (1995).
- Rezzola, S., et al. angiogenesis-inflammation cross talk in diabetic retinopathy: novel insights from the chick embryo chorioallantoic membrane/human vitreous platform. Frontiers in Immunology. 11, 581288(2020).
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Ristampe e permessi
