È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Visualizzazione dei cambiamenti sul circuito Neuron-Glia con la tecnica di imaging del calcio

4.5K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/63338

⸱

8 aprile 2022

 ,  ,  , 
1Laboratory of Neurochemistry, Institute of Biophysics Carlos Chagas Filho, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 2Laboratory of Neuroenergetics and Inborn Errors of Metabolism, Institute of Medical Biochemistry Leopoldo de Meis, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 3Laboratory of Neurochemistry and Cell Biology, Institute of Life Sciences, Universidade Federal da Bahia

In questo articolo

Sommario

L'imaging cellulare del calcio è una metodologia versatile per studiare la segnalazione dinamica di singole cellule, su popolazioni miste in coltura o anche su animali risvegliati, basata sull'espressione di canali/recettori permeabili al calcio che danno firme funzionali uniche.

Abstract

Qui, riportiamo modelli selettivi in vitro di circuiti basati su glia (astrociti, oligodendrociti e microglia) e / o neuroni da tessuti periferici (gangli della radice dorsale) e centrali (corteccia, zona subventricolare, organoide) che sono dinamicamente studiati in termini di spostamenti di calcio. Il modello scelto per illustrare i risultati è la retina, un tessuto semplice con complesse interazioni cellulari. Il calcio è un messaggero universale coinvolto nella maggior parte dei ruoli cellulari importanti. Spieghiamo in un protocollo passo-passo come le cellule neuronali-gliali retiniche in coltura possono essere preparate e valutate, immaginando spostamenti di calcio. In questo modello, differenziamo i neuroni dalla glia in base alla loro risposta selettiva a KCl e ATP. I recettori e i canali permeabili al calcio sono espressi selettivamente in diversi compartimenti. Per analizzare le risposte al calcio, utilizziamo stampi fluorescenti raziometrici come Fura-2. Questa sonda quantifica la concentrazione libera di Ca2+ in base alle forme Ca2+-free e Ca2+-bound, presentando due diversi picchi, fondati sull'intensità di fluorescenza percepita su due lunghezze d'onda.

Introduzione

A causa delle proprietà universali del calcio come secondo messaggero, questo ione è coinvolto in un vasto numero di attività di segnalazione: trascrizione genica, nascita e morte, proliferazione, migrazione e differenziazione, trasmissione sinaptica e plasticità. Quindi, un metodo in grado di tracciare le dinamiche di attivazione del calcio con fedeltà e agilità fornirebbe un modo per osservare risposte spazio-temporali uniche. Tale metodo è la tecnica di imaging del calcio cellulare, che correla i dati funzionali degli spostamenti del calcio con fenotipi cellulari specifici in base alle loro risposte distinte.

Le sonde Ca2+ sono state sviluppate per la prima volta nel 1980, con miglioramenti successivi che hanno permesso a queste molecole di essere utilizzate in saggi di cellule vive1. Come indicatore chimico, Fura-2 è considerato lo standard per le misurazioni quantitative [Ca2+]i. L'estere acetosimetilico (AM) di questo indicatore (cioè Fura-2 AM) permea facilmente la membrana cellulare e può raggiungere concentrazioni intracellulari 20 volte superiori alla diluizione di incubazione (ad esempio, [5 μM]o/[100 μM]i). Un altro vantaggio di Fura-2 è che ha una buona resistenza al fotosbiancamento; pertanto, l'imaging di questo indicatore per periodi di tempo più lunghi non influenzerà notevolmente le sue capacità di fluorescenza. Infine, Fura-2 è sensibile a una vasta gamma di livelli di calcio, da ~ 100 nM a ~ 100 μM, e ha un Kd di ~ 145 nM, che è paragonabile al riposante [Ca2 +] i2. Successivamente, l'imaging del calcio cellulare è stato sviluppato con microscopi fluorescenti e metodi di calcolo migliori, insieme a sonde raziometriche che non sono influenzate dal carico del colorante.

Ogni cellula esprime diversi dispositivi di calcio (pompe, trasportatori, recettori e canali) che contribuiscono alla risposta finale come una particolare firma. Il consiglio importante è quello di trovare risposte selettive di diversi tipi di cellule correlate con la loro espressione fenotipica. Di conseguenza, ci sono almeno due diversi recettori che operano attraverso gli spostamenti del calcio: i recettori ionotropici che permeano Ca2 + in modo veloce e recettori metabotropici lenti accoppiati a vie di segnalazione e stock intracellulari che rilasciano Ca2 + attivato da secondi messaggeri, come l'inositolo trifosfato e l'ADP-ribosio ciclico3.

Ad esempio, le cellule progenitrici esprimono la nestin nella retina immatura e mostrano recettori GABAA depolarizzati dal GABA (o muscimolo)4. Ciò accade a causa del gradiente elettrochimico Cl- con alti livelli intracellulari di Cl− ; man mano che il tessuto si sviluppa, i trasportatori KCC2 passano dall'eccitazione sui progenitori all'inibizione sui neuroni GABAergici maturi5. D'altra parte, le cellule staminali che esprimono sox-2 nella zona subventricolare immatura (SVZ) dei roditori postnatali presentano anche recettori H1 metabotropici attivati dall'istamina che aumenta Il Ca2+ in modo lento6. Un secondo recettore metabotropico della famiglia par-1 (1) attivato dalla proteasi, attivato dalla trombina e a valle di G(q/11) e fosfolipasi C (PLC), fornisce lenti spostamenti di Ca2+ negli oligodendrociti (che esprimono O4 e PLP) generati da cellule staminali neurali SVZ multipotenti7.

In generale, i neuroni esprimono canali del calcio voltaggio-dipendenti e i principali recettori dei neurotrasmettitori permeabili al Ca2+, come i recettori glutamatergici (AMPA, NMDA, kainate) e periferici e centrali. Il cloruro di potassio viene solitamente utilizzato come agente depolarizzante per attivare i neuroni periferici, come i neuroni gangliari della radice dorsale8 o i neuroni centrali, come dalla zona subventricolare9 o retina10. D'altra parte, l'ATP è riconosciuto come il principale gliotrasmettitore (oltre alla D-serina), che attiva i membri P2X permeabili selettivi al Ca2 +, come P2X7 e P2X4. Entrambi i recettori presentano correnti di Ca2+ equivalenti, simili a quelle mostrate dai recettori NMDA riconosciuti come le più grandi correnti di Ca2+ attivate dai trasmettitori11. I recettori P2X7 sono altamente espressi sulle microglia, ma a una densità inferiore su astrociti e oligodendrociti, avendo un ruolo nel rilascio di citochine proinfiammatorie12. I recettori P2X7 sono espressi anche sulle cellule di Schwann13 e sulla glia di Müller nella retina14,15.

La retina è nota per mostrare quasi tutti i trasmettitori osservati nel cervello. Ad esempio, l'asse verticale (fotorecettori, cellule gangliari bipolari e retiniche) è principalmente glutamatergico, con AMPA permeabili al calcio o recettori kainate espressi in cellule OFF-bipolari e mgluR6 espresso in cellule ON-bipolari16. Curiosamente, tutti e tre i recettori si trovano anche nella glia di Müller, che sono accoppiati alle vie del calcio e dell'inositolo trifosfato17,18. L'asse inibitorio orizzontale, costituito da cellule orizzontali e amacrine, secerne non solo GABA, ma anche dopamina, acetilcolina e altri neurotrasmettitori classici. Le cellule amacrine sono i principali tipi di cellule presenti nelle colture retiniche aviarie, mostrando diversi tipi di canali gestiti dal calcio, come i canali del calcio glutamatergici, purinergici, nicotinici e voltaggio-dipendenti. Per questo motivo, questo è un ottimo modello per valutare le diverse proprietà degli spostamenti di calcio tra neuroni e glia.

Pertanto, la combinazione di diversi recettori e canali sommati a marcatori fenotipici selettivi durante lo sviluppo con distinti modelli di risposta agonista consente firme uniche in stelo, progenitore, neurone, astrocita, oligodendrocita e microglia che operano attraverso dispositivi di segnalazione selettiva.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutti gli esperimenti che coinvolgono animali sono stati approvati e condotti seguendo le linee guida del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università Federale di Rio de Janeiro, seguendo i "Principi di cura degli animali da laboratorio" (NIH, Bethesda, USA); numero di permesso IBCCF-035 per uova di gallina Livorno Bianca fecondate.

1. Preparazione delle soluzioni

  1. Preparare la soluzione di Krebs: (132 mM NaCl, 4 mM KCl, 1,4 mM MgCl2, 2,5 mM CaCl2, 6 mM glucosio, 10 mM HEPES, pH 7,4, 373 mOsm).
  2. Preparare tampone salino (soluzione libera di Ca2+ e Mg2+ - CMF): 76,55 g/L NaCl, 3,05 g/L KCl, 1,65 g/L Na2HPO4, 0,610 g/L KH2PO4, 21,95 g/L glucosio e 7,90 g/L NaHCO3.
  3. Preparare la soluzione di incubazione (con Fura-2 nella soluzione di Krebs:) 5 μM di estere fura-2-acetossimetilico (Fura-2), 0,1% di albumina sierica bovina priva di acidi grassi (BSA) e 0,02% di Poloxamer 407.
  4. Per la popolazione mista o la coltura gliale, preparare DMEM/F12 con il 10% di siero fetale di vitello (FCS) e 40 mg/L di gentamicina come mezzo.
  5. Per la coltura arricchita di neuroni, preparare DMEM / F12 con FCS all'1%, integratore di coltura cellulare neuronale, 40 mg / L e gentamicina come mezzo.

2. Dissezione della retina e preparazione della coltura cellulare

  1. Aprire l'embrione di pulcino di 8 giorni (E8) in cui si trova la cellula dell'aria.
  2. Rimuovere il contenuto dell'uovo in una capsula di Petri e procedere con l'eutanasia embrionale per decapitazione con un paio di pinzette.
  3. Portare la testa in una capsula di Petri pulita e versare una soluzione priva di calcio e magnesio (CMF) per lavarla.
  4. Rimuovere gli occhi, facendo attenzione a non danneggiarlo nel processo.
    NOTA: Cercare di evitare di tagliare o triturare gli strati dell'occhio prima di rimuoverlo dalla cavità oculare.
  5. Porta gli occhi su una capsula di Petri pulita contenente CMF.
  6. Iniziare la dissezione dell'occhio rimuovendo la lente.
  7. Fai 3 o 4 tagli longitudinali nell'occhio, a partire dal foro lasciato dalla lente. Fai tagli tirando le pinzette, tenendo l'occhio sclera in direzioni opposte.
  8. Rimuovere il corpo vitreo trasparente con cautela, assicurandosi che la retina non sia legata ad esso.
  9. Staccare la retina dall'epitelio pigmentato e rimuovere il tessuto rimanente.
  10. Tagliare la retina trasparente in piccoli pezzi.
  11. Trasferire la retina a un altro ricevente e centrifugare brevemente (~ 1.800 x g per 1 minuto) per rimuovere la CMF.
  12. Dissociare enzimaticamente la retina con 1 mL di tripsina allo 0,25%, incubandola a 37 °C per 10 min.
  13. Interrompere la reazione aggiungendo 1 mL di mezzo contenente il 10% di FCS.
  14. Lavare la retina 2 o 3 volte con il mezzo. Il lavaggio consiste in cicli di aggiunta del mezzo e rimozione mediante centrifugazione (~ 1.800 x g per 1 min).
  15. Aggiungere 2 ml di mezzo completo per retina e dissociare delicatamente meccanicamente la retina pipettandola su e giù.
    NOTA: Qui, gli investigatori possono scegliere quale tipo di cultura verrà preparata. Per una coltura neuronale arricchita, utilizzare DMEM-F12 + integratore neuronale + 1% FCS + antibiotici. Per la popolazione mista o glia purificata, utilizzare DMEM-F12 + 10% FCS + antibiotici.
  16. Contare le cellule e diluirle alla densità desiderata.
    NOTA: Idealmente, questa dovrebbe essere una coltura a bassa densità con ~ 2 x 106 celle o meno.
  17. Aggiungere 50 μL di sospensione cellulare a ciascun coperchio.
  18. Trattamento Coverslip
    1. Incubare i coverslip per almeno 1 ora (idealmente durante la notte) in 1 mL di 10-50 μg/mL di poli-L-lisina in acqua purificata sterilizzata a 37 °C.
    2. Rimuovere la soluzione di poli-L-lisina e lavare le coperture con acqua purificata sterilizzata 2-3 volte.
    3. Lascia asciugare le coperture in un armadio di sicurezza con luci UV accese. A questo punto, conservarli in un contenitore sigillato a 4 °C per un massimo di 1 mese.
    4. Fase facoltativa: per le colture arricchite di neuroni, aggiungere 50 μL di laminina 10-20 ng/mL in PBS o mezzo a ciascun coverslip per 2 ore a 37 °C. Dopo l'incubazione, rimuovere la soluzione di laminina in eccesso e il coverslip è pronto per l'uso.
  19. Incubare le cellule a 37 °C in un'atmosfera di CO2 del 5% fino a quando non si attaccano al vetro. Questo dovrebbe richiedere circa 1-2 ore.
  20. Aggiungere 1 mL di mezzo completo a ciascun pozzetto e restituire la piastra all'incubatrice fino al giorno dell'esperimento. Se necessario, cambiare il mezzo ogni 2-3 giorni.

3. Celle di carico con Fura-2 AM

  1. Ricostituire un flaconcino da 50 μg di Fura-2 AM con 50 μL di DMSO.
  2. Per preparare la soluzione di Fura-2 AM funzionante, aggiungere 3 μL di Poloxamer 407 al 10%, 7,5 μL di Fura-2 AM in DMSO e soluzione di Krebs q.s.p. a 1,5 mL.
  3. Sonicare la miscela per 7 minuti a bagnomaria.
  4. Lavare il coverslip con la coltura cellulare 3x con la soluzione di Krebs prima di incubarlo in Fura-2.
  5. Incubare a 37 °C e 5% CO2 per 30 min.
  6. Dopo l'incubazione, lavarlo di nuovo 3 volte e trasferirlo in un altro recipiente contenente Krebs e protetto dalla luce.
    NOTA: La soluzione Fura-2 AM funzionante rimane stabile per 24 ore se protetta dalla luce.

4. Imaging del calcio delle cellule

  1. Prima di ogni corsa, aggiungere silicio al supporto e alla camera del coperchio per evitare perdite durante l'esperimento.
  2. Lavare il fondo del coperchio con acqua distillata per evitare la cristallizzazione del sale sulla lente del microscopio.
  3. Metti il coverslip sul supporto, premendo delicatamente i bordi.
  4. Collegare il supporto e la camera al microscopio e iniziare a perfondere le cellule con la soluzione di Krebs.
    NOTA: la perfusione cellulare durante gli esperimenti di imaging del calcio a singola cellula viene calibrata su una portata di 0,5 ml / min e ci vogliono 8-10 s per sostituire completamente la soluzione della piattaforma.
  5. Dai un'occhiata alle celle e seleziona un campo visivo appropriato.
  6. Selezionare manualmente i corpi cellulari in base alla loro morfologia distinta.
  7. Prima di applicare qualsiasi stimolo, attendere la stabilizzazione al basale. Ogni stimolo dovrebbe richiedere circa 30 secondi.
    NOTA: Preparare tutte le soluzioni immediatamente prima di ogni esperimento.
  8. Valutare le variazioni di [Ca2+]i quantificando il rapporto tra la fluorescenza emessa a 510 nm dopo eccitazione alternata (750 millisecondi) a 340 e 380 nm.
  9. Elaborare i valori acquisiti utilizzando un software di analisi della fluorescenza.
  10. Esprimere i risultati sperimentali in una tabella in cui ogni riga rappresenta una singola cella e ogni riga un punto temporale.

5. Trattamento dei dati

  1. Utilizzando un software per fogli di calcolo, tracciare la variazione dei valori del rapporto di fluorescenza Fura-2 di singole celle separatamente o di tutte allo stesso tempo.
  2. Per quantificare il numero di cellule reattive a determinati stimoli, impostare un cutoff del 30% di aumento dei livelli basali di calcio

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Qui, abbiamo usato le cellule della retina in coltura dai pulcini embrionali del giorno 8 per studiare come i neuroni e la glia segnalano in termini di spostamenti di calcio. Le colture sono state preparate essenzialmente come descritto15,19 come cellule miste neurone-gliali (ad una densità di ≥ 1 x 106 cellula/piatto) in una fase di 7 giorni in vitro (Figura 1A). In alternativa, cellule neuronali arricchite preparate in c...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Abbiamo usato il tessuto retinico per dimostrare che le risposte calciche mediate da KCl o ATP sono chiaramente compartimentate in risposte neuronali e gliali, rispettivamente (Figura 1). Sebbene alcuni dati in letteratura implichino che i recettori P2X7 siano espressi in neuroni, che regolano l'attività neuronale e il rilascio di neurotrasmettitori sinaptici20, altri autori mettono in dubbio l'esistenza di recettori P2X7 neuronali. In effetti, i risultati attuali sos...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Sovvenzioni, sponsor e fonti di finanziamento: MH è destinatario di una borsa di studio CNPq di dottorato. HRF è destinatario di una borsa di studio postdoc supportata da CNPq (numero di sovvenzione HRF 152071/2020-2). RAMR è supportato da CNPq e FAPERJ (numeri di sovvenzione E-26/202.668/2018, E-26/010.002215/2019, 426342/2018-6 e 312157/2016-9 e INCT-INNT (Istituto Nazionale di Neuroscienze Traslazionali).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Vetrino coprioggetti da 15 mmPaul Marienfeld GmbH & Co. KG111550Supporto cella
510 nm filtro passa-lungoCarl Zeiss
ATPSigmaA1852
B-27 SupplementoGibco17504044Complemento
CaCl2Sigma-AldrichC8106
CoolSNAP digitale fotocameraRoper Scientific, Trenton, NJ
D-(+)-GlucosioNeon1466
DMEM/ F-12Gibco12400-24Terreno di coltura cellulare
Software Excel Siero
Sigma-AldrichF9665Microscopio
fluorescenzaAxiovert 200; Carl ZeissB 40-080
Fura-2 AMSonde molecolariF1221Indicatore raziometrico Ca2+
Gentamicina solfatoCalbiochem1405-41-0antibiotici
HEPESSigmaH4034
KClSigmaP5405
KH2PO4SigmaP5655
Lambda Apparecchio DG-4Sutter Instrument, Novato, CADG-4PLUS/OF30
LamininGibco23017-015Aiuta l'adesione cellulare
Software MetafluorUniversal Imaging Corp. West Chester, PA
MgCl2SigmaM4880
Na2HPO4Vetec129
NaClIsofar310
NaHCO3Vetec306
PH3Warner Intruments, Hamden, CT64-0286
Pluronic F-127Sonde molecolariP6866non ionico, tensioattivo
Poli-L-lisinaSigma-AldrichP8920Aiuta l'adesione cellulare
Tripsina-EDTA 0,25%Enzima di dissociazioneGibco25200056
fetale di vitello Microsoft a a completamento

Riferimenti

  1. Tsien, R. Y., Pozzan, T., Rink, T. J. Calcium homeostasis in intact lymphocytes: cytoplasmic free calcium monitored with a new, intracellularly trapped fluorescent indicator. Journal of Cell Biology. 94 (2), 325-334 (1982).
  2. Paredes, R. M., Etzler, J. C., Watts, L. T., Zheng, W., Lechleiter, J. D. Chemical calcium indicators. Methods. 46 (3), 143-151 (2008).
  3. Islam, M. S. Calcium Signaling: From Basic to Bedside. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1131, 1-6 (2020).
  4. De Melo Reis, R. A., et al. Functional identification of cell phenotypes differentiating from mice retinal neurospheres using single cell calcium imaging. Cellular and Molecular Neurobiology. 31 (6), 835-846 (2011).
  5. Ganguly, K., Schinder, A. F., Wong, S. T., Poo, M. GABA itself promotes the developmental switch of neuronal GABAergic responses from excitation to inhibition. Cell. 105 (4), 521-532 (2001).
  6. Schitine, C., et al. Ampakine CX546 increases proliferation and neuronal differentiation in subventricular zone stem/progenitor cell cultures. European Journal of Neuroscience. 35 (11), 1672-1683 (2012).
  7. Xapelli, S., et al. Modulation of subventricular zone oligodendrogenesis: a role for hemopressin. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 59(2014).
  8. Ribeiro-Resende, V. T., et al. Mice lacking GD3 synthase display morphological abnormalities in the sciatic nerve and neuronal disturbances during peripheral nerve regeneration. PLoS One. 9 (10), 108919(2014).
  9. Xapelli, S., et al. Activation of type 1 cannabinoid receptor (CB1R) promotes neurogenesis in murine subventricular zone cell cultures. PLoS One. 8 (5), 63529(2013).
  10. Kubrusly, R. C. C., et al. Neuro-glial cannabinoid receptors modulate signaling in the embryonic avian retina. Neurochemistry International. 112, 27-37 (2018).
  11. Egan, T. M., Khakh, B. S. Contribution of calcium ions to P2X channel responses. Journal of Neuroscience. 24 (13), 3413-3420 (2004).
  12. Illes, P. P2X7 Receptors Amplify CNS Damage in Neurodegenerative Diseases. International Journal of Molecular Sciences. 21 (17), (2020).
  13. Faroni, A., et al. Purinergic signaling mediated by P2X7 receptors controls myelination in sciatic nerves. Journal of Neuroscience Research. 92 (10), 1259-1269 (2014).
  14. Freitas, H. R., et al. Cannabinoids Induce Cell Death and Promote P2X7 Receptor Signaling in Retinal Glial Progenitors in Culture. Molecular Neurobiology. 56 (9), 6472-6486 (2019).
  15. Freitas, H. R., et al. Glutathione-Induced Calcium Shifts in Chick Retinal Glial Cells. PLoS One. 11 (4), 0153677(2016).
  16. Yang, X. L. Characterization of receptors for glutamate and GABA in retinal neurons. Progress in Neurobiology. 73 (2), 127-150 (2004).
  17. Reis, R. A., Kubrusly, R. C., de Mello, M. C., de Mello, F. G. Transient coupling of NMDA receptor with ip3 production in cultured cells of the avian retina. Neurochemistry International. 26 (4), 375-380 (1995).
  18. López-Colomé, A. M., Ortega, A., Romo-de-Vivar, M. Excitatory amino acid-induced phosphoinositide hydrolysis in Müller glia. Glia. 9 (2), 127-135 (1993).
  19. Ventura, A. L., de Mello, F. G., de Melo Reis, R. A. Methods of dopamine research in retina cells. Methods in Molecular Biology. 964, 25-42 (2013).
  20. Miras-Portugal, M. T., Sebastián-Serrano, Á, de Diego García, L., Díaz-Hernández, M. Neuronal P2X7 Receptor: Involvement in Neuronal Physiology and Pathology. Journal of Neuroscience. 37 (30), 7063-7072 (2017).
  21. Illes, P., Khan, T. M., Rubini, P. Neuronal P2X7 Receptors Revisited: Do They Really Exist. Journal of Neuroscience. 37 (30), 7049-7062 (2017).
  22. Schitine, C. S., et al. Functional plasticity of GAT-3 in avian Müller cells is regulated by neurons via a glutamatergic input. Neurochemistry International. 82, 42-51 (2015).
  23. Ferreira, D. D., Stutz, B., de Mello, F. G., Reis, R. A., Kubrusly, R. C. Caffeine potentiates the release of GABA mediated by NMDA receptor activation: Involvement of A1 adenosine receptors. Neuroscience. 281, 208-215 (2014).
  24. Faria, R. X., Freitas, H. R., Reis, R. A. M. P2X7 receptor large pore signaling in avian Müller glial cells. Journal of Bioenergetics and Biomembranes. 49 (3), 215-229 (2017).
  25. Passos, A., et al. Regulation of the Serotonergic System by Kainate in the Avian Retina. Cellular and Molecular Neurobiology. 39 (7), 1039-1049 (2019).
  26. de Melo Reis, R. A., Ventura, A. L., Schitine, C. S., de Mello, M. C., de Mello, F. G. Müller glia as an active compartment modulating nervous activity in the vertebrate retina: neurotransmitters and trophic factors. Neurochemical Research. 33 (8), 1466-1474 (2008).
  27. Harada, K., Kamiya, T., Tsuboi, T. Gliotransmitter Release from Astrocytes: Functional Developmental, and Pathological Implications in the Brain. Frontiers in Neuroscience. 9, 499. 9, 499(2015).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Coltura di cellule retinichecolorante Fura-2stimolazione con cloruro di potassiostimolazione con ATPcanali del calcio voltaggio-dipendentirecettore P2X7coltura cellulare mistamicroscopia a fluorescenza
Visualizzazione dei cambiamenti sul circuito Neuron-Glia con la tecnica di imaging del calcio
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.