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Articolo metodologico

Sostituzione della valvola polmonare transcatetere dal pericardio autologo con uno stent Nitinol autoespandibile in un modello di pecora adulta

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DOI:

10.3791/63661

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8 giugno 2022

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1Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Charité University Medicine Berlin, 2Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Deutsches Herzzentrum Berlin, 3DZHK (German Centre for Cardiovascular Research) and BMBF (German Ministry of Education and Research), 4BIH (Berlin Institute of Health), 5BCRT (BIH Center of Regenerative Therapies)

In questo articolo

Sommario

Questo studio dimostra la fattibilità e la sicurezza dello sviluppo di una valvola polmonare autologa per l'impianto nella posizione della valvola polmonare nativa utilizzando uno stent Nitinol autoespandibile in un modello di pecora adulta. Questo è un passo verso lo sviluppo della sostituzione della valvola polmonare transcatetere per i pazienti con disfunzione del tratto di efflusso ventricolare destro.

Abstract

La sostituzione della valvola polmonare transcatetere è stata stabilita come un valido approccio alternativo per i pazienti affetti da disfunzione del tratto di deflusso ventricolare destro o della valvola bioprotesica, con eccellenti esiti clinici precoci e tardivi. Tuttavia, le sfide cliniche come il deterioramento della valvola cardiaca stentata, l'occlusione coronarica, l'endocardite e altre complicazioni devono essere affrontate per l'applicazione a vita, in particolare nei pazienti pediatrici. Per facilitare lo sviluppo di una soluzione permanente per i pazienti, la sostituzione della valvola polmonare autologa transcatetere è stata eseguita in un modello di pecora adulta. Il pericardio autologo è stato raccolto dalle pecore tramite minitoracotomia anterolaterale sinistra in anestesia generale con ventilazione. Il pericardio è stato posizionato su un modello di valvola cardiaca modellante 3D per la reticolazione non tossica per 2 giorni e 21 ore. L'ecocardiografia intracardiaca (ICE) e l'angiografia sono state eseguite per valutare la posizione, la morfologia, la funzione e le dimensioni della valvola polmonare nativa (NPV). Dopo il taglio, il pericardio reticolato è stato cucito su uno stent Nitinol autoespandibile e crimpato in un sistema di consegna auto-progettato. La valvola polmonare autologa (APV) è stata impiantata in posizione NPV tramite cateterizzazione della vena giugulare sinistra. ICE e angiografia sono stati ripetuti per valutare la posizione, la morfologia, la funzione e le dimensioni dell'APV. Un APV è stato impiantato con successo nella pecora J. In questo documento, la pecora J è stata selezionata per ottenere risultati rappresentativi. Un APV da 30 mm con uno stent di Nitinol è stato impiantato con precisione nella posizione NPV senza alcun cambiamento emodinamico significativo. Non c'è stata alcuna perdita paravalvolare, nessuna nuova insufficienza della valvola polmonare o migrazione della valvola polmonare stentata. Questo studio ha dimostrato la fattibilità e la sicurezza, in un follow-up di lungo periodo, dello sviluppo di un APV per l'impianto nella posizione NPV con uno stent Nitinol autoespandibile tramite cateterizzazione della vena giugulare in un modello di pecora adulta.

Introduzione

Bonhoeffer et al.1 hanno segnato l'inizio della sostituzione della valvola polmonare transcatetere (TPVR) nel 2000 come una rapida innovazione con progressi significativi verso la riduzione al minimo delle complicanze e la fornitura di un approccio terapeutico alternativo. Da allora, l'uso di TPVR per il trattamento del tratto di efflusso ventricolare destro (RVOT) o della disfunzione della valvola bioprotesica è aumentato rapidamente 2,3. Ad oggi, i dispositivi TPVR attualmente disponibili sul mercato hanno fornito risultati soddisfacenti a lungo e breve termine per i pazienti con disfunzione RVOT 4,5,6. Inoltre, vari tipi di valvole TPVR, tra cui valvole cardiache decellularizzate e valvole cardiache guidate da cellule staminali, sono in fase di sviluppo e valutazione, e la loro fattibilità è stata dimostrata in modelli preclinici di animali di grandi dimensioni 7,8. La ricostruzione della valvola aortica utilizzando un pericardio autologo è stata segnalata per la prima volta dal Dr. Duran, per il quale tre rigonfiamenti consecutivi di diverse dimensioni sono stati utilizzati come modelli per guidare la modellatura del pericardio in base alle dimensioni dell'anulus aortico, con un tasso di sopravvivenza dell'84,53% al follow-up di 60 mesi9. La procedura di Ozaki, che è considerata una procedura di riparazione della valvola piuttosto che una procedura di sostituzione della valvola, comporta la sostituzione dei foglietti della valvola aortica con il pericardio autologo trattato con glutaraldeide; tuttavia, rispetto alla procedura del Dr. Duran, è migliorata significativamente nella misurazione della valvola malata con un modello per tagliare il pericardio fisso10 e risultati soddisfacenti non sono stati ottenuti solo dai casi adulti ma anche dai casi pediatrici11. Attualmente, solo la procedura di Ross può fornire un sostituto della valvola vivente per il paziente che ha una valvola aortica malata con evidenti vantaggi in termini di evitare anticoagulazione a lungo termine, potenziale di crescita e basso rischio di endocardite12. Ma possono essere necessari nuovi interventi per l'autotrapianto polmonare e il ventricolo destro al condotto dell'arteria polmonare dopo una procedura chirurgica così complessa.

Le attuali valvole bioprotesiche disponibili per uso clinico si degradano inevitabilmente nel tempo a causa delle reazioni graft-versus-host ai tessuti xenogenici suini o bovini13. La calcificazione, la degradazione e l'insufficienza correlate alle valvole potrebbero richiedere interventi ripetuti dopo diversi anni, specialmente nei pazienti giovani che avrebbero bisogno di sottoporsi a sostituzioni multiple della valvola polmonare nel corso della loro vita a causa della mancanza di crescita delle valvole, una proprietà inerente agli attuali materiali bioprotesici14. Inoltre, le valvole TPVR attualmente disponibili, essenzialmente non rigenerative, presentano importanti limitazioni come complicanze tromboemboliche e sanguinanti, nonché una durata limitata a causa del rimodellamento avverso dei tessuti che potrebbe portare alla retrazione del foglietto illustrativo e alla disfunzione valvolare universale15,16.

Si ipotizza che lo sviluppo di una valvola polmonare autologa (APV) nativa montata su uno stent Nitinol autoespandibile per TPVR con le caratteristiche di autoriparazione, rigenerazione e capacità di crescita garantirebbe prestazioni fisiologiche e funzionalità a lungo termine. E il pericardio autologo trattato con reticolante non tossico può svegliarsi dalle procedure di raccolta e produzione. A tal fine, questo studio preclinico è stato condotto per impiantare una valvola polmonare autologa stentata in un modello di pecora adulta con l'obiettivo di sviluppare sostituti valvolari interventistici ideali e una metodologia procedurale a basso rischio per migliorare la terapia transcatetere della disfunzione RVOT. In questo articolo, la pecora J è stata selezionata per illustrare la procedura TPVR completa che include la pericardiectomia e l'impianto della vena trans giugulare di una valvola cardiaca autologa.

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Protocollo

Questo studio preclinico approvato dal comitato legale ed etico dell'Ufficio regionale per la salute e gli affari sociali, Berlino (LAGeSo). Tutti gli animali (Ovis aries) hanno ricevuto cure umane in conformità con le linee guida delle Società europee e tedesche di scienza degli animali da laboratorio (FELASA, GV-SOLAS). La procedura è illustrata eseguendo la sostituzione autologa della valvola polmonare in una pecora femmina J di 3 anni, 47 kg.

1. Gestione preoperatoria

  1. Ospitare tutte le pecore sperimentali nella stessa stanza contenente paglia per 1 settimana dal giorno di arrivo al giorno della pericardiectomia per mantenere la compagnia sociale (Figura 1A).
  2. Privare le pecore del cibo ma non dell'acqua per 12 ore prima della pericardiectomia e dell'impianto.
  3. Pre-medicare la pecora con un'iniezione intramuscolare di midazolam (0,4 mg/kg), butorfanolo (0,4 mg/kg) e glicopirrolato (0,011 mg/kg o 200 mcg) 20 minuti prima dell'intubazione.

2. Induzione dell'anestesia generale

  1. Posizionare in modo asettico un catetere per via endovenosa (IV) di sicurezza 18 G, una porta di iniezione e una porta T nella vena cefalica (Figura 1B).
  2. Indurre l'anestesia mediante iniezione endovenosa di propofol (20 mg/ mL, 1-2,5 mg / kg) e fentanil (0,01 mg / kg) per effetto.
  3. Le indicazioni di un adeguato livello di sedazione includono il rilassamento della mascella, la perdita di deglutizione e il riflesso papillare. Dopo la sedazione, intubare la pecora con un tubo endotracheale di dimensioni appropriate (Figura 1C). Rasare le pecore e poi trasferirle in sala operatoria (OR).

3. Gestione dell'anestesia intraoperatoria per pericardiectomia e impianto

  1. Utilizzare un ventilatore meccanico a pressione per avviare la ventilazione intermittente a pressione positiva (IPPV) con il 100% di ossigeno nella sala operatoria.
  2. Collegare la pecora alla piattaforma del dispositivo anestetico e ventilare le pecore durante l'anestesia in modalità pressione (volume di marea (TV) = 8-12 ml / kg, frequenza respiratoria (RF) = 12-14 respiri / min). Regolare il televisore e l'RF per mantenere l'anidride carbonica di fine marea (EtCO2) tra 35-45 mmHg e la pressione parziale arteriosa di CO2 (PaCO2) al di sotto di 50 mmHg.
  3. Mantenere l'anestesia combinata con isoflurano (per effetto, concentrazione di mantenimento suggerita 1,5%-2,5%) in ossigeno con una portata di 1 L / min (frazione ispirata di ossigeno (FiO2) = 75%), combinata con un'infusione continua (CRI) di fentanil (5-15 mcg / kg / h) e midazolam (0,2-0,5 mg / kg / h).
  4. Posizionare un catetere IV di sicurezza 18 G nell'arteria auricolare per la misurazione della pressione sanguigna invasiva (IBP).
  5. Collegare la pecora alla piattaforma di anestesia multifunzione per il monitoraggio emodinamico, che visualizza la misurazione diretta della pressione sanguigna invasiva (IBP) nell'arteria auricolare (azzerata a livello del cuore), la temperatura corporea con una sonda rettale, un elettrocardiogramma piombo-IV, saturazione pletismografica di ossigeno (SpO2), TV, RF, EtCO2, frequenza cardiaca (HR) e FiO2.
  6. Posizionare un tubo gastrico per evacuare il gas e i liquidi in eccesso dal reticolorumen in preparazione per la pericardiectomia. Dotare il tubo gastrico di un filo guida marcatore come riferimento per l'impianto.
  7. Posizionare un catetere urinario foley attraverso l'uretra all'interno della vescica collegata a una sacca per l'urina. Distendere il palloncino foley con un minimo di 5 mL di soluzione salina (0,9% NaCl).
  8. Eseguire un test di coagulazione attivato (ACT: 240-300 s) 30 minuti prima dell'impianto per confermare una sufficiente eparinizzazione prima e antagonizzazione dopo l'impianto. Eseguire l'analisi dei gas del sangue arterioso (AIG) per analizzare l'ambiente interno 30 minuti prima della pericardiectomia e dell'impianto e ogni ora durante le due procedure.
  9. Somministrare i seguenti antibiotici, vale a dire, sulbactam / ampicillina (20 mg / kg) 30 minuti tramite flebo endovenoso prima della pericardiectomia e dell'impianto. Assicurare un'infusione continua di cristalloidi (5 ml/kg/h, soluzione elettrolitica isotonica bilanciata) e amido idrossietilico (HES, 30 ml/h) durante la pericardiectomia e l'impianto.

4. Pericardiectomia

  1. Preparazione per pericardiectomia
    1. Posizionare la pecora sul tavolo operatorio nella posizione reclinata laterale destra con un'elevazione di 30° sul lato sinistro, quindi fissare gli arti con imbracature e cinghie.
    2. Sterilizzare il sito chirurgico (pericardiectomia: superiormente alla clavicola sinistra, anteriormente allo sterno, inferiormente al livello del diaframma e posteriormente alla linea medioclavicolare sinistra) con clorexidina-alcool prima di eseguire la minitoracotomia. Coprire le aree rimanenti con drappeggi sterili (Figura 2A).
    3. Fai un'incisione cutanea di 5 cm nella quarta posizione parasternale intercostale usando una lama chirurgica #10 in anestesia generale.
    4. Sezionare il muscolo pettorale maggiore-pettorale minore-serrato anteriore attraverso la minitoracotomia laterale sinistra (m-LLT) in incisioni di 5 cm di lunghezza consecutivamente e separatamente nel terzo e quarto spazio intercostale per un'esposizione ideale (Figura 2B).
    5. Effettuare l'incisione di almeno 2 cm di sfalsamento dallo sterno per prevenire lesioni all'arteria toracica interna sinistra e alle vene. Interrompere il ventilatore per 10 s per prevenire lesioni polmonari prima di aprire il torace.
    6. Utilizzare diverse garze sterili per comprimere il polmone sinistro per una migliore esposizione del campo chirurgico dopo aver posizionato uno spandi costole (Figura 2C). Visualizzare il pericardio e il timo in campo chirurgico (Figura 2D).
  2. Iniziare la pericardiectomia nel punto di attacco del pericardio e del diaframma e raccogliere il tessuto pericardico tra i due nervi frenici, fino alle vene innominate, fino al diaframma.
    1. Comprimere il polmone sinistro come indicato nel passaggio 4.1.5 per esporre l'attacco della pleura diaframma-pericardio-mediastino. Tagliare la pleura mediastinica sinistra all'attacco della pleura diaframma-pericardio-mediastino facendo un'incisione di 1 cm di lunghezza usando una forbice chirurgica. Estendere l'incisione verso l'alto nelle vene innominate lungo la linea che è di 1 cm di sfalsamento dal nervo frenico sinistro (Figura 2E).
    2. Ripetere la procedura per la parte destra del pericardio elevando l'apice a sinistra usando le dita. Sezionare il grasso timico e pericardico dallo sterno.
    3. Incontra le due incisioni del pericardio davanti all'aorta. Bloccare a croce l'intersezione di pericardio e timo dalle due incisioni pericardiche davanti all'aorta tenendole saldamente in posizione e legando manualmente sei nodi chirurgici usando una sutura non riassorbibile 4-0.
    4. Evitare lesioni del nervo frenico e delle strutture vascolari sottostanti, durante la raccolta del pericardio. Sezionare il tessuto adiposo compreso il timo dalla superficie del pericardio durante la pericardiectomia. Utilizzare uno strumento di cauterizzazione (ad esempio, elettrotomo, Bovie) per l'emostasi.
  3. Posizionare il pericardio raccolto sulla piastra sterile con una scala centimetrica per rimuovere il tessuto adiposo in eccesso, quindi lavarlo due volte in NaCl allo 0,9% (Figura 2F). Ricontrollare tutte le aree chirurgiche per l'emostasi.
  4. Suturare la pleura mediastinica destra aperta al bordo pericardico destro residuo con 3-0 polidioxanone in modo di corsa due volte. Gonfiare manualmente il polmone destro al volume più grande usando una sacca respiratoria e tenere premuto per 10 s prima di chiudere il torace destro. Suturare la pleura mediastinica sinistra aperta al margine pericardico sinistro residuo con 3-0 polidioxanone in modo da correre due volte.
  5. Chiudere le incisioni toraciche sinistre in quattro strati come descritto di seguito.
    1. Suturare i muscoli intercostali e il serrato anteriore con 2- 0 polidioxanone in modo semplice interrotto o crociato, pettorale maggiore-pettorale minore con 3-0 polidioxanone in modo corrente, il sottocute con 3-0 polidioxanone in modo crociato e la pelle con nylon 3-0 in modo semplice interrotto. Posizionare tutte le suture a intervalli di 1 cm.
    2. Gonfiare manualmente il polmone sinistro al volume più grande usando un palloncino che respira e tenere premuto per 10 s prima di chiudere i muscoli intercostali.
  6. Coprire l'incisione con una garza sterile e comprimerla manualmente per 5 minuti per prevenire l'emorragia dopo l'eparinizzazione per il nuovo impianto della valvola cardiaca. Quindi bendare il sito chirurgico.
  7. Interrompere gli anestetici per via endovenosa e l'isoflurano quando si esegue la sutura cutanea per ridurre la profondità della sedazione.
  8. Rimuovere il tubo gastrico e il catetere urinario dopo il ritorno della respirazione spontanea. Quindi trasferire le pecore con pulsossimetria nella sala di recupero sulla barella.
  9. Rimuovere il tubo endotracheale quando il riflesso della deglutizione, il riflesso papillare e la normale respirazione spontanea si riprendono. Somministrare 0,5 mg/kg di meloxicam per via sottocutanea una volta al giorno prima dell'impianto.
  10. Una volta che l'anestesia è completamente invertita (cioè quando la pecora è in grado di stare in piedi in modo indipendente), le pecore possono avere accesso al cibo e all'acqua.

5. Preparazione della valvola cardiaca autologa tridimensionale

  1. Tagliare il pericardio rimuovendo il tessuto adiposo (Figura 3A, B, C), quindi posizionarlo sullo stampo della valvola cardiaca modellante 3D. (A causa di una domanda di brevetto in sospeso, le cifre non possono essere fornite in questo passaggio.)
  2. Mettere il pericardio e il modello di valvola cardiaca modellante 3D in un incubatore con un reticolante non tossico (30 ml) per 2 giorni e 21 ore (Figura 3D; a causa della domanda di brevetto in sospeso, non è possibile fornire cifre e informazioni dettagliate sul reticolante non tossico in questo passaggio).

6. Preparazione dell'APV

  1. Lavare due volte la valvola cardiaca reticolata in NaCl allo 0,9% e suturarla in uno stent di Nitinol (30 mm di diametro, 29,4 mm di altezza, 48 cellule rombiche) in modo discontinuo dopo 2 giorni e 21 ore. Utilizzare polipropilene 5-0 per suturare la valvola cardiaca in posizione utilizzando da sei a otto nodi per allineare i punti di attacco tra la valvola cardiaca e lo stent. (A causa di una domanda di brevetto, le cifre non possono essere fornite in questo passaggio.)
  2. Tagliare i tre bordi liberi della valvola polmonare autologa aperti con una lama chirurgica n. 15 (Figura 4A,B). Tenere la valvola polmonare stentata con una pinzetta chirurgica, sollevare e lasciare l'APV in NaCl allo 0,9% per testarne l'apertura e la chiusura e per valutare se le tre commesse necessitano di ulteriori tagli per ottenere un'apertura più ampia dell'orifizio.
  3. Incubare l'APV in un incubatore per 30 minuti per la sterilizzazione in 47,6 ml di PBS con lo 0,8% di amfotericina B (0,4 ml) e il 4,0% di penicillina/streptomicina (2 ml). Crimpare la valvola cardiaca stentata nella testa di un sistema di erogazione (DS) utilizzando un crimper commerciale per due test (Figura 4C-D) e inserirlo nel sistema di erogazione (Figura 4E).

7. Impianto della valvola polmonare autologa transcatetere attraverso la vena giugulare sinistra

  1. Anestetizzare le pecore per l'impianto APV come illustrato nei passaggi da 1 a 3.
  2. Accesso ai vasi: radere le pecore e sterilizzare il campo chirurgico, che comprende superiormente al bordo inferiore della mandibola, anteriormente alla linea mediana anteriore, inferiormente al bordo superiore della clavicola sinistra e posteriormente alla linea mediana posteriore utilizzando un antisettico povidone-iodio prima di eseguire l'impianto. Coprire le restanti aree non rasate e non sterilizzate con drappeggi sterili.
    1. Contrassegnare la vena giugulare sinistra sul collo e utilizzando la tecnica Seldinger posizionare il filo guida nella vena giugulare sinistra. Ingrandire il punto di puntura con una lama n. 10, posizionare una guaina da 11 F nella vena giugulare sinistra per la sonda ICE e il sistema di erogazione (Figura 5A,B). Posizionare una sutura a cordone di borsa attorno all'introduttore della guaina con una sutura non assorbibile 4-0.
  3. Ecocardiografia intracardiaca (ICE)17
    1. Eseguire ICE prima e immediatamente dopo l'impianto utilizzando un catetere ad ultrasuoni da 10 Fr (Figura 5C). Valuta i parametri tra cui le dimensioni e le funzioni della valvola NPV, APV e tricuspide mediante 2D, colore, onda pulsata e Doppler continuo nell'asse corto e lungo.
    2. Valutare il grado di rigurgito valvolare nella vena contratta mediante valutazione semi-quantitativa18 tramite ICE (Figura 6).
  4. Angiografia19: Eseguire l'angiografia utilizzando un braccio a C portatile e uno schermo funzionale per guidare l'impianto misurando i diametri dell'arteria polmonare RVOT, NPV, bulbo polmonare e sopravalvolare, nonché per valutare l'APV dopo l'impianto (Figura 7A-D).
  5. Emodinamica20: Misurare e registrare la pressione dell'arteria ventricolare e polmonare destra prima e dopo l'impianto utilizzando un catetere a coda di maiale a 145 ° da 5,2 F. Misurare la pressione arteriosa sistemica attraverso l'arteria auricolare.
  6. Impianto
    1. Istituzione del tratto TPVR: posizionare un filo guida angolato da 0,035 pollici all'arteria polmonare destra sotto la guida della fluoroscopia. Quindi, posizionare un catetere a coda di maiale 5.2 Fr nella vena giugulare sinistra e farlo avanzare nell'arteria polmonare destra con la guida del filo guida precedentemente posizionato sotto fluoroscopia.
    2. Recuperate il filo guida angolato dalla vena giugulare sinistra. Posizionare un catetere a palloncino angiografico 5 Fr Berman nella vena giugulare sinistra e farlo avanzare nell'arteria polmonare destra utilizzando la guida del filo guida.
    3. Pre-modellare il filo guida ultra-rigido da 0,035 pollici in un cerchio di circa 8-10 cm di lunghezza con un diametro pari alla distanza dal punto centrale della valvola tricuspide al punto centrale della valvola polmonare secondo la misurazione della fluoroscopia e farlo avanzare nell'arteria polmonare destra sotto la guida del catetere a palloncino (Figura 8A). Assicurarsi che il filo non interferisca con le corde della valvola tricuspide.
    4. Dilatare la pelle con una lama n. 11 e dilatare la vena giugulare sinistra utilizzando dilatatori commerciali da 16 Fr a 22 Fr in sequenza (Figura 8B). Chiudere l'incisione con una sutura a cordone di polidiossanone 3-0 dopo la dilatazione (Figura 8C). Eseguire l'angiografia per garantire la posizione desiderata della parte portante dello stent del DS come descritto in19.
    5. Contrassegnare la giunzione sinotubulare della valvola polmonare alle fasi cardiache end-sistolica e end-diastolica durante l'angiografia polmonare come il bordo distale della zona di atterraggio e il piano basale della valvola polmonare come il bordo prossimale della zona di atterraggio.
    6. Riaprire e ispezionare la valvola autologa stentata per danni indotti dalla crimpatura. Ri-crimpare l'APV e inserirlo nella testa del DS (Figura 8D). Far avanzare il DS caricato tramite il filo guida preformato attraverso il tratto di afflusso ventricolare destro (RVIT) e l'RVOT fino alla posizione NPV (Figura 8E, F e Figura 9A).
    7. Ritrarre il tubo di copertura del DS e dispiegare l'APV lentamente e direttamente sopra il VAN nella zona di atterraggio alla fine della fase diastolica sotto guida fluoroscopica (Figura 9A-C). Prestare attenzione quando il DS caricato attraversa la giunzione tra l'RVIT e l'RVOT al fine di prevenire lesioni miocardiche e fibrillazione ventricolare. La posizione ottimale per l'APV è quando la parte centrale dello stent viene posizionata sul VAN.
    8. Ritrarre accuratamente la punta del DS nel tubo di copertura dopo la distribuzione e recuperare il DS dalle pecore (Figura 9D). Ripetere ICE (Figura 6D-F), angiografia (Figura 7C-D) e misurazioni emodinamiche per il post-esame delle dimensioni e delle funzioni dell'APV impiantato. Chiudere l'incisione sul lato sinistro del collo con la sutura a cordone di borsa pre-posizionata e comprimerla manualmente.

8. Farmaci perimpianto

  1. Prima dell'impianto, somministrare alla pecora eparina alla dose di 5000 UI per mantenere un tempo di coagulazione attivato (ACT) di 240-300 s. Utilizzare i test ACT durante l'intera procedura. Ripetere i test ACT ogni 30 minuti dopo l'inizio della procedura per confermare sia l'eparinizzazione sufficiente prima che l'antagonizzazione dopo l'impianto.
  2. Prima dell'impianto di APV, somministrare il 10% di magnesio alla dose di 0,02 mol/L e amiodarone alla dose di 3-5 mg/kg per prevenire le aritmie cardiache.
  3. Somministrare sulbactam/ampicillina (20 mg/kg) per via endovenosa per prevenire l'infezione e l'endocardite all'inizio della procedura di pericardiectomia e impianto.

9. Gestione postoperatoria

  1. Eseguire un follow-up postoperatorio giornaliero per 5 giorni, controllando le condizioni generali delle pecore in termini di frequenza cardiaca e ritmo, profondità respiratoria, ritmo respiratorio e suono del respiro (per controllare la polmonite postoperatoria), segni di dolore e altre anomalie. Controllare la ferita per gonfiore postoperatorio, infiammazione, arrossamento, sanguinamento e secrezione.
  2. Continuare l'anticoagulazione per 5 giorni con dalteparina 5000 UI o un'altra eparina a basso peso molecolare somministrata per via sottocutanea una volta al giorno. Somministrare 1 mg/kg di meloxicam per iniezione sottocutanea per analgesia postoperatoria per 5 giorni.
  3. Eseguire un esame del sangue di laboratorio, tra cui ematologia, funzionalità epatica, funzionalità renale e chimica del siero per valutare le condizioni fisiche della pecora.

10. Follow-up

  1. Eseguire ICE, risonanza magnetica cardiaca (cMRI), angiografia e registrare l'emodinamica ogni 3-6 mesi dopo l'impianto per un massimo di 21 mesi. Eseguire ICE e angiografia come illustrato sopra.
  2. Eseguire la cMRI per valutare la frazione di rigurgito (RF) su uno scanner MRI 3.0 T utilizzando un metodo cine-MRI standard21 con elettrocardiogramma- gated. Eseguire la tomografia computerizzata cardiaca finale (TC) per valutare la posizione dello stent e la deformazione del cuore destro durante l'intero ciclo cardiaco, come illustrato nel nostro precedente studio22.

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Risultati

Nelle pecore J, gli APV (30 mm di diametro) sono stati impiantati con successo nella "zona di atterraggio" del RVOT.

Nelle pecore J, l'emodinamica è rimasta stabile per tutta la minitoracotomia anterolaterale sinistra in anestesia generale con ventilazione, così come nella risonanza magnetica di follow-up e nell'ICE (Tabella 1, Tabella 2 e Tabella 3). Il pericardio autologo di 9 cm x 9 cm è stato raccolto e tagliato rimuovendo il tessuto extra...

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Discussione

Questo studio rappresenta un importante passo avanti nello sviluppo di una valvola polmonare vivente per TPVR. In un modello di pecora adulta, il metodo è stato in grado di dimostrare che un APV derivato dal pericardio della pecora può essere impiantato con uno stent Nitinol autoespandibile tramite cateterizzazione della vena giugulare. Nella pecora J, la valvola polmonare autologa stentata è stata impiantata con successo nella corretta posizione polmonare utilizzando un sistema di consegna universale auto-proge...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse finanziari da divulgare.

Ringraziamenti

Estendiamo il nostro sincero apprezzamento a tutti coloro che hanno contribuito a questo lavoro, sia i membri passati che quelli presenti. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni del Ministero federale tedesco per gli affari economici e l'energia, EXIST - Transfer of Research (03EFIBE103). Yimeng Hao è supportato dal China Scholarship Council (CSC: 202008450028).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
10 % MagnesioInresa Arzneimittel GmbHPZN: 000911260,02 mol/ L, 10X10 ml
10 Fr Catetere a ultrasuoniSiemens Healthcare GmbHSKU   10043342RHACUSON AcuNav™ catetere a ultrasuoni
3D SlicerSlicer SlicerSlicer 4.13.0-2021-08-13Software: 3D Slicer piattaforma di elaborazione delle immagini
Adobe Illustrator AdobeAdobe Illustrator 2021Software
AmiodaroneSanofi-Aventis Deutschland GmbHPZN: 45993823- 5 mg/ kg, 150 mg/ 3 ml
Amplatz filo guida ultra-rigidoCOOK MEDICAL LLC, USANumero di parte di riferimento: THSF-35-145-AUS0,035 pollici, 145 cm
Piattaforma per dispositivi anesteticiDrä gerwerk AG & Co. KGaA8621500Drä ger Atlan A350
ARROW Berman Catetere a palloncino angiograficoTeleflex Medical Europe LtdLOTTO: 16F16M00705Fr, 80 cm (X)
ButorphanolRichter Pharma AGVnr5319430,4 mg/kg
C-ArmBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, Paesi BassiCAN / CSA-C22.2 NO.601.1-M90
Strumento di crimpaturaEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9600CRCrimper
CTSiemens Healthcare GmbH−Piattaforma CT
DilatatoreEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9100DKSA14- 22 Fr
Ethicon SutureEthiconLOT:MKH2594- 0 filo monofilo liscio, non riassorbibile
Ethicon SutureEthiconLOT:DEE2743-0, 45 cm
Introduttore rapido di emostasiST. JUDE MEDICAL Minnetonka MNNumero di lotto: 345829711 Fr
FentanylJanssen-Cilag Pharma GmbHDE/H/1047/001-0020,01mg/kg
FragminPfizer Pharma GmbH, Berlino, GermaniaPZN: 5746520Dalteparin 5000 UI/ d
Schermo funzionaleBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, Paesi BassiID del sistema: 44350921Medical Electral wquipment
GlycopyrroniumbromidAccord Healthcare B.VPZN116491230,011mg/kg
Filo guida MTERUMO COPORATION JAPANREF*0,89 mm, 180 cm
Hemochron Celite ACTInternational Technidyne Corporation, Edison, USANJ 08820-2419
ACT HeparinMerckle GmbHPZN: 3190573Heparin-Natrium 5.000  Cioè/0,2  ml
Amido idrossietilico (Haes-steril 10 %)Fresenius Kabi Deutschland GmbHCodice ATC: B05A500 ml, 30 ml/h
Imeron 400 MCTBracco ImagingPZN002299782.0– 2,5 ml/kg, Agente di contrasto
IsofluranoCP-Pharma Handelsges. CodiceATCvet GmbH: QN01AB06250 ml, MAC: 1 %
Jonosteril Infusionslö sungFresenius Kabi Deutschland GmbHPZN: 5416121000 ml
KetaminaActavis Group PTC EHFART.-Nr. 799-7622– 5 mg/kg/h
MeloxicamBoehringer Ingelheim Vetmedica GmbHM21020A-0920 mg/ mL, 50 ml
MidazolamHameln pharma plus GMBHMIDAZ501000,4 mg/kg
MRIPhilips Healthcare−Ingenia Elition X, 3.0T
Cloruro di sodio (NaCl)B. Braun Melsungen AGPZN /EAN:04499344 / 40305390773610,9 %, 500 ml
Catetere a spiraleCordis, Miami Lakes, FL, USAREF: 533-534A5,2 Fr 145 °, 110 cm
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116449520mg/ml, 1... 2,5 mg/kg
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116444310mg/ml, 2,5– Catetere IV di sicurezza da 8,0 mg/kg/h
con porta di iniezioneB. Braun Melsungen AGLOT: 20D03G8346Catetere da 18 G con porta di iniezione
Sulbactam- ampicillinaPfizer Pharma GmbH, Berlino, GermaniaPZN: 48431323 g, 2.000 mg/ 1.000 mg
Sulbactam/ ampicillinaInstituto Biochimico Italiano G Lorenzini S.p.A. Via Fossignano 2, Aprilia (LT) Codice ATC italiano: J01CR0120 mg/kg, 2 g/1 g
Lama chirurgicaBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN: 35484415 #
Lama chirurgicaBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN: 35484411 #
SutureJohnson & JohnsonHersteller Artikel Nr. EH7284H5-0 polipropilene
per apparecchiature elettriche mediche GA35183M

Riferimenti

  1. Bonhoeffer, P., et al. Percutaneous replacement of pulmonary valve in a right-ventricle to pulmonary-artery prosthetic conduit with valve dysfunction. Lancet. 356 (9239), 1403-1405 (2000).
  2. Georgiev, S., et al. Munich comparative study: Prospective long-term outcome of the transcatheter melody valve versus surgical pulmonary bioprosthesis with up to 12 years of follow-up. Circulation. Cardiovascualar Interventions. 13 (7), 008963(2020).
  3. Plessis, J., et al. Edwards SAPIEN transcatheter pulmonary valve implantation: Results from a French registry. JACC. Cardiovascular Interventions. 11 (19), 1909-1916 (2018).
  4. Bergersen, L., et al. Harmony feasibility trial: Acute and short-term outcomes with a self-expanding transcatheter pulmonary valve. JACC. Cardiovascular Interventions. 10 (17), 1763-1773 (2017).
  5. Cabalka, A. K., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement using the melody valve for treatment of dysfunctional surgical bioprostheses: A multicenter study. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (4), 1712-1724 (2018).
  6. Shahanavaz, S., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement with the sapien prosthesis. Journal of the American College of Cardiology. 76 (24), 2847-2858 (2020).
  7. Motta, S. E., et al. Human cell-derived tissue-engineered heart valve with integrated Valsalva sinuses: towards native-like transcatheter pulmonary valve replacements. NPJ Regenerative Medicine. 4, 14(2019).
  8. Uiterwijk, M., Vis, A., de Brouwer, I., van Urk, D., Kluin, J. A systematic evaluation on reporting quality of modern studies on pulmonary heart valve implantation in large animals. Interactive Cardiovascular Thoracic Surgery. 31 (4), 437-445 (2020).
  9. Duran, C. M., Gallo, R., Kumar, N. Aortic valve replacement with autologous pericardium: surgical technique. Journal of Cardiac Surgery. 10 (1), 1-9 (1995).
  10. Sá, M., et al. Aortic valve neocuspidization with glutaraldehyde-treated autologous pericardium (Ozaki Procedure) - A promising surgical technique. Brazilian Journal of Cardiovascular Surgery. 34 (5), 610-614 (2019).
  11. Karamlou, T., Pettersson, G., Nigro, J. J. Commentary: A pediatric perspective on the Ozaki procedure. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 161 (5), 1582-1583 (2021).
  12. Mazine, A., et al. Ross procedure in adults for cardiologists and cardiac surgeons: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (22), 2761-2777 (2018).
  13. Kwak, J. G., et al. Long-term durability of bioprosthetic valves in pulmonary position: Pericardial versus porcine valves. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 160 (2), 476-484 (2020).
  14. Ou-Yang, W. B., et al. Multicenter comparison of percutaneous and surgical pulmonary valve replacement in large RVOT. The Annals of Thoracic Surgery. 110 (3), 980-987 (2020).
  15. Reimer, J., et al. Implantation of a tissue-engineered tubular heart valve in growing lambs. Annals of Biomedical Engineering. 45 (2), 439-451 (2017).
  16. Schmitt, B., et al. Percutaneous pulmonary valve replacement using completely tissue-engineered off-the-shelf heart valves: six-month in vivo functionality and matrix remodelling in sheep. EuroIntervention. 12 (1), 62-70 (2016).
  17. Whiteside, W., et al. The utility of intracardiac echocardiography following melody transcatheter pulmonary valve implantation. Pediatric Cardiology. 36 (8), 1754-1760 (2015).
  18. Lancellotti, P., et al. Recommendations for the echocardiographic assessment of native valvular regurgitation: an executive summary from the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 14 (7), 611-644 (2013).
  19. Kuang, D., Lei, Y., Yang, L., Wang, Y. Preclinical study of a self-expanding pulmonary valve for the treatment of pulmonary valve disease. Regenerative Biomaterials. 7 (6), 609-618 (2020).
  20. Arboleda Salazar, R., et al. Anesthesia for percutaneous pulmonary valve implantation: A case series. Anesthesia and Analgesia. 127 (1), 39-45 (2018).
  21. Cho, S. K. S., et al. Feasibility of ventricular volumetry by cardiovascular MRI to assess cardiac function in the fetal sheep. The Journal of Physiology. 598 (13), 2557-2573 (2020).
  22. Sun, X., et al. Four-dimensional computed tomography-guided valve sizing for transcatheter pulmonary valve replacement. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (179), e63367(2022).
  23. Knirsch, W., et al. Establishing a pre-clinical growing animal model to test a tissue engineered valved pulmonary conduit. Journal of Thoracic Disease. 12 (3), 1070-1078 (2020).
  24. Zhang, X., et al. Tissue engineered transcatheter pulmonary valved stent implantation: current state and future prospect. International Journal of Molecular Sciences. 23 (2), 723(2022).
  25. Al Hussein, H., et al. Challenges in perioperative animal care for orthotopic implantation of tissue-engineered pulmonary valves in the ovine model. Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 17 (6), 847-862 (2020).
  26. Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
  27. Schmidt, D., et al. Minimally-invasive implantation of living tissue engineered heart valves: . a comprehensive approach from autologous vascular cells to stem cells. Journal of the American College of Cardiology. 56 (6), 510-520 (2010).

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