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Articolo metodologico

Un modello eterotopico di trapianto di cuore di ratto utilizzando cuori di donatori di morte circolatoria

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DOI:

10.3791/63844

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18 maggio 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiothoracic Surgery, Department of Surgery, Virginia Commonwealth University, 2Pauley Heart Center, Virginia Commonwealth University Health System, 3Department of Surgery, McGuire Veterans Administration Medical Center, 4Department of Pharmacotherapy and Outcome Science, School of Pharmacy, Virginia Commonwealth University, 5Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Virginia Commonwealth University

In questo articolo

Sommario

Qui, descriviamo la preparazione e i dettagli tecnici del trapianto di cuore eterotopico murino utilizzando un cuore di donatore a morte circolatoria.

Abstract

L'obiettivo di questo protocollo è quello di mettere a punto un modello di trapianto di cuore eterotopico di ratto con donazione dopo morte circolatoria (DCD) di cuori da donatore. Esistono due configurazioni per questo protocollo: la configurazione del donatore di cuore e la configurazione del ricevente. Nella configurazione del donatore di cuore, i ratti Sprague Dawley sono anestetizzati, intubati endotrachealmente e ventilati. L'arteria carotide destra è incannulata per erogare eparina e l'agente paralitico vecuronio-bromuro. Il processo DCD viene avviato terminando la ventilazione. Dopo 20 minuti, il cuore è esposto e l'aorta distale al ramo brachiocefalico è bloccata. A 25 minuti dall'interruzione del ventilatore, la soluzione ghiacciata dell'Università del Wisconsin (UW) viene perfusa attraverso il catetere carotideo per lavare il cuore. Il cuore viene prelevato dividendo l'aorta, l'arteria polmonare, le vene cave e le vene polmonari e conservato in una soluzione UW per l'impianto. Nella configurazione del ricevente, il ratto Lewis viene anestetizzato con isoflurano. La buprenorfina a lento rilascio viene somministrata per via sottocutanea per facilitare un recupero postoperatorio senza intoppi. Attraverso un'incisione addominale sulla linea mediana, l'aorta infra-renale e la vena cava inferiore vengono isolate e bloccate con un clamp vascolare atraumatico. L'aorta cardiaca e l'arteria polmonare del donatore vengono suturate rispettivamente all'aorta addominale e alla vena cava riceventi, con un 8-0 Prolene. Il morsetto vascolare viene rimosso per riperfondere il cuore. La parete addominale viene chiusa e il ratto viene recuperato. Dopo un intervallo prestabilito (da 24 ore a 2 settimane), il ratto ricevente viene anestetizzato, il cuore trapiantato viene esposto e un catetere a palloncino viene inserito nel ventricolo sinistro attraverso l'apice per registrare la pressione sviluppata e il dP/dt utilizzando un sistema di acquisizione dati. Il tessuto cardiaco viene raccolto per l'istologia, l'immunologia o l'analisi molecolare. Un modello di trapianto di cuore di ratto da donatore DCD consentirà ulteriori studi sugli approcci cardioprotettivi per migliorare i risultati del trapianto di cuore da donatori di DCD.

Introduzione

Un piccolo modello animale di trapianto di cuore (HTx) è fondamentale per condurre ricerche che studiano le condizioni fisiopatologiche che colpiscono il cuore trapiantato. L'HTx eterotopica in un modello murino, come descritto da Oto e Lindsey, ha permesso ai ricercatori di studiare i cambiamenti fisiopatologici osservati nelle condizioni di ischemia e riperfusione1. Tradizionalmente, i cuori dei donatori per il trapianto sono stati procurati da donatori a cuore battente, noti anche come donatori di donazione dopo la morte cerebrale (DBD); tuttavia, c'è stato un aumento sproporzionato del numero di pazienti che necessitano di HTx2. Più recentemente, i cuori di donatori di morte circolatoria, noti anche come donatori di donazione dopo morte circolatoria (DCD), sono stati utilizzati per il trapianto in contesti sperimentali3. La principale distinzione tra i cuori dei donatori DBD e DCD è che, in quest'ultimo, i cuori sono sottoposti a ischemie di durata variabile, precludendone l'uso nella pratica di routine dell'HTx.

La letteratura precedentemente descritta sull'HTx eterotopica murina ha utilizzato solo le condizioni di donatore a cuore battente 4,5,6. Il trapianto di cuore DCD eterotopico richiede sottili modifiche, senza le quali il cuore trapiantato non batterà7. Questo protocollo ha lo scopo di condividere con i lettori una tecnica raffinata di DCD HTx nei ratti. L'ischemia miocardica globale è innata nella donazione di organi DCD. Un impianto sperimentale che imita l'ischemia miocardica globale è stato studiato solo nel modello ex vivo 5. I risultati degli studi ex vivo potrebbero non essere applicabili al lavoro DCD HTx poiché esistono differenze significative tra i modelli di ischemia globale in vivo (DCD) ed ex vivo 5. I risultati, o la loro mancanza, degli interventi per mitigare l'ischemia miocardica di riperfusione nei modelli ex vivo potrebbero non essere riproducibili nel modello DCD HTx. Pertanto, è essenziale simulare la DCD HTx umana in un modello animale, i cui risultati possono avere un valore traslazionale più elevato. Il modello DCD HTx qui descritto consentirà al ricercatore di simulare da vicino il DCD HTx clinico e fornirà l'opportunità di mitigare il danno da riperfusione attraverso interventi sia nel cuore del donatore che nel ricevente. Dopo il recupero del ratto ricevente, la funzione, l'istopatologia e l'immunologia del cuore trapiantato possono essere studiate a intervalli variabili dal momento del trapianto.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con le linee guida istituzionali e la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio, pubblicata dal National Institutes of Health (NIH Publication No. 86-23, rivista nel 2011)8. Le seguenti procedure sono state approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali della Virginia Commonwealth University. Tutte le procedure sono state eseguite seguendo le linee guida OSHA (Occupational Safety and Health Administration) e le tecniche sterili raccomandate9. I ratti Sprague Dawley sono stati alloggiati in condizioni di umidità controllata a una temperatura di 23 °C e 12 ore di cicli buio/luce.

1. Allestimento del laboratorio

NOTA: Assegnare uno spazio dedicato per condurre interventi chirurgici sterili di sopravvivenza ai roditori con un microscopio operatorio. Mantenere calda la temperatura ambiente della sala operatoria; L'uso di cuscinetti riscaldanti sia per l'intervento chirurgico che per il processo di recupero è essenziale per mantenere la temperatura corporea del ratto ricevente.

  1. Tenere a portata di mano le forniture essenziali (Tabella dei materiali), tra cui siringhe, soluzione fisiologica normale allo 0,9% (NaCl), agenti anestetici (isoflurano, ketamina/xilazina), eparina, bromuro di vecuronio, soluzione di conservazione, un secchiello per il ghiaccio e agente analgesico (buprenorfina a lento rilascio).
  2. Disporre ordinatamente gli strumenti microchirurgici (Figura 1A, B) sul campo chirurgico. Tieni a portata di mano un kit di sterilizzazione flash per pulire immediatamente gli strumenti essenziali contaminati.

2. Preparazione del donatore di DCD di ratto in vivo

  1. Anestetizzare il ratto per l'intubazione tracheale e l'incannulamento carotideo. Sedare il ratto Sprague Dawley (8-12 settimane) in una camera di isoflurano al 3%, quindi anestetizzarlo con ketamina/xilazina (100/10 mg/kg, per via intramuscolare).
  2. Per esporre la trachea e l'arteria carotide destra, posizionare un ratto completamente anestetizzato in posizione supina e pulire la parte anteriore del collo e del torace con alcol e soluzione di povidone. Fai un'incisione a forma di V con la punta della V vicino alla mascella del ratto nella linea mediana e ogni arto della V rivolto verso la spalla corrispondente. Separare la pelle dal tessuto sottocutaneo e capovolgere la pelle sul torace per esporre i muscoli della cinghia del collo (Figura 2A).
    1. Intubare il ratto separando i muscoli della cinghia della linea mediana (sternomastoideo e sternoioide) con una pinza per esporre la trachea (Figura 2B). Circondi la trachea con una seta 5-0 e aprila dividendo parzialmente il tessuto muscolare tra gli anelli tracheali.
    2. Inserire un 14 G di Angiocath nella trachea e fissarlo con la seta 5-0 (Figura 2C). Collegare l'angiocath a un ventilatore (1 ml/kg a 90 respiri/min).
    3. Per l'incannulamento dell'arteria carotide destra, identificare l'arteria carotide comune (si trova parallelamente e immediatamente sul lato destro della trachea), isolarla accuratamente per tutta la lunghezza del collo e legare l'estremità distale (cranica) con una seta 5-0.
    4. Attaccare un emostatico all'estremità libera della fascetta per la trazione per facilitare l'incannulamento dell'arteria carotide.
    5. Mobilizzare l'aspetto più prossimale dell'arteria carotide (verso la base del collo) e bloccarlo utilizzando un emostatico vascolare. Sotto un microscopio operatorio, utilizzare le forbici per micro-iride per aprire l'arteria carotide dividendola parzialmente anteriormente all'estremità più distale. Incannulare l'arteria carotide con un angiocath da 22 G e fissarla con una fascetta di seta 5-0 (Figura 2D).
    6. Collegare un adattatore per rubinetto di flusso a tre vie all'angiocath per una facile somministrazione di farmaci o soluzione per cardioplegia nell'arteria carotide e collegarlo a un sensore di pressione per monitorare la frequenza cardiaca e la pressione durante il processo DCD (Figura 2D). Si dovrebbe notare un riflusso pulsatile di sangue quando il morsetto vascolare prossimale viene rilasciato.
    7. Una volta fissato, collegare il catetere dell'arteria carotidea al sensore di pressione ed erogare eparina (1.000 U/Kg) e vecuronio bromuro (4 mg/kg).
    8. Avvio del processo DCD: Lasciare circolare il bromuro di vecuronio per 1 minuto. Fai attenzione a eventuali segni di sofferenza degli animali e, se necessario, somministra ulteriore anestesia. Arrestare il ventilatore (ipossia/ischemia) per avviare il processo DCD. Osservare l'assenza di attività respiratoria.
      NOTA: Il tempo ischemico DCD inizia dal momento in cui il supporto del ventilatore viene ritirato. Nei ratti, 25 minuti di ischemia sono stati identificati come il periodo di tempo massimo che provoca una lesione significativa ma reversibile7. I tracciati della pressione dimostreranno che, dal momento dell'interruzione del supporto ventilatorio a ~3,5 min, la pressione sistemica scende al di sotto di 50 mmHg, una pressione ritenuta insufficiente per perfondere efficacemente il cuore (Figura 3).
  3. Prelievo di cuore da donatore: allocare ~4-7 minuti per procurare il cuore e somministrare la cardioplegia fredda. Per raggiungere il tempo di ischemia target di 25 minuti, iniziare l'approvvigionamento del cuore dopo 18-21 minuti dalla fine del supporto ventilatorio.
    NOTA: Modificare la durata del tempo di approvvigionamento in base all'esperienza della persona che esegue l'appalto.
    1. Dividere la parete addominale lungo il margine costale partendo dal livello dello xifoide, quindi dividere la gabbia toracica parallelamente allo sterno su entrambi i lati fino alle clavicotole per eseguire toracotomie anteriori bilaterali (Figura 4A). Utilizzare un microscopio operatorio a basso ingrandimento (5x) per facilitare questo passaggio.
    2. Capovolgere la parete toracica divisa incernierata sulle clavicole verso la testa e fissarla con un emostatico (Figura 4B).
    3. Circondi la vena cava inferiore (IVC) con una seta 5-0, quindi dividila parzialmente con micro forbici vicino alla cupola del fegato (Figura 4C). L'IVC parzialmente aperto consente l'uscita della cardioplegia poiché distende il lato destro del cuore.
    4. Sezionare il piano tra l'aorta ascendente e l'arteria polmonare (PA), quindi isolare il tronco polmonare attraverso il seno trasverso con una pinza curva a punta smussata fino alla sua biforcazione. Dividere con cura l'arteria polmonare vicino al suo punto di biforcazione con micro forbici (Figura 4C).
    5. Circondare l'arco aortico con una dissezione smussata. Questo per consentire l'accesso a un piccolo morsetto vascolare ad angolo retto da posizionare attraverso l'arco aortico distale fino all'origine dell'arteria innominata.
    6. Alla scadenza di 25 minuti dalla terminazione del ventilatore, bloccare l'arco aortico ed erogare manualmente la cardioplegia (10 ml di soluzione dell'Università del Wisconsin a 4 °C, in 2-3 minuti) attraverso il catetere carotideo (Figura 4D).
    7. Usando le micro forbici, dividere l'aorta ascendente distalmente prima dell'arco aortico (Figura 4E).
    8. Lega l'IVC verso il cuore con seta 5-0 e dividilo distalmente.
    9. Legare le vene polmonari e la vena cava superiore (SVC) insieme alla seta 5-0 (Figura 4F). Poiché queste cravatte trattengono una grande quantità di tessuto, una cravatta a mano è preferita a una cravatta strumentale. Tirare delicatamente il cuore verso il basso verso l'addome con un batuffolo di cotone per facilitare la legatura della vena polmonare senza raggruppare le appendici atriali nella legatura.
    10. Dividi le vene polmonari con le micro forbici dell'iride, raccogli il cuore e mettilo in una soluzione fisiologica fredda come il ghiaccio (Figura 4G).

3. Trapianto di cuore eterotopico DCD di ratto in vivo

  1. Sedare il ricevente in una camera di isoflurano (induzione al 3%), tagliare i peli sull'addome e pulire la regione con povidone e alcol. Non anticoagulare il ricevente; Ciò porterà a un sanguinamento eccessivo dalle anastomosi e al fallimento del trapianto.
  2. Posiziona il ratto supino su un termoforo. Posizionare una sonda tra il ratto e il termoforo per monitorare la temperatura. Mantenere la temperatura corporea del ratto a 38 °C. Posizionare due provette da centrifuga pre-sterilizzate da 50 ml riempite con soluzione salina calda o perle di vetro su entrambi i lati dell'addome del ratto per facilitare il mantenimento del ratto al caldo.
  3. Nonostante i passaggi sopra menzionati, se la temperatura corporea scende al di sotto di 37,5 °C, aumentare la temperatura ambiente (RT) e coprire tutte le aree esposte del corpo con un foglio di alluminio autoclavato per lasciare un'area sufficiente per eseguire un intervento chirurgico addominale.
  4. Indurre l'anestesia generale con isoflurano al 3% attraverso un cono nasale e diminuire gradualmente fino al 2%.
  5. Aprire l'addome lungo la linea-alba (Figura 5A) ed esporre lo spazio di lavoro posizionando dei divaricatori della parete addominale (Figura 5B).
  6. Utilizzando applicatori sterili con punta di cotone, spostare il colon dilatato o pieno e posizionarlo in una garza calda e umida alla sinistra dell'operatore, irrigando periodicamente con soluzione fisiologica calda (38 °C) (Figura 5C). Spostare il colon da parte offre più spazio per i cuori DCD perché sono molto rigidi e richiedono spazio extra per adattarsi all'addome.
  7. Aprire il retroperitoneo nella linea mediana con una dissezione smussata utilizzando tamponi di cotone. Esporre l'aorta infrarenale e l'IVC.
  8. Utilizzando un morsetto vascolare multi-angolo pediatrico atraumatico, isolare 3-5 mm dell'aorta infra-renale e dell'IVC per l'anastomosi (Figura 5D).
  9. Entrare nell'aorta con un ago da 30 G montato su una siringa da 1 cm3 riempita con soluzione fisiologica normale miscelata con 100 unità di eparina. Sciacquare con 0,2-0,3 mL della soluzione (Figura 5E). Tamponare la soluzione in eccesso con gli applicatori sterili con punta di cotone, poiché l'eparina potrebbe essere assorbita e causare sanguinamento dalle linee di sutura.
  10. Usando le micro forbici, apri l'aorta lungo l'asse lungo in modo che corrisponda alle dimensioni dell'aorta del donatore. L'IVC non è aperto a questo punto e non tentare di creare un piano tra l'IVC e l'aorta; Questo porterà a sanguinamento.
  11. Il corretto orientamento del cuore del donatore durante l'anastomosi è fondamentale (Figura 5F). Orientare il cuore del donatore per l'anastomosi in modo tale che la superficie anteriore del ventricolo destro sia rivolta verso il soffitto, l'apice sia rivolto verso la destra dell'operatore e l'aorta del donatore sia leggermente più bassa dell'arteria polmonare. Questo orientamento si traduce in una minore tensione sull'anastomosi dell'arteria polmonare.
    1. Anastomosi aortica: utilizzare un cacciaago a punta appuntita e una pinzetta di precisione per l'anastomosi microvascolare. Esegui anastomosi con 8-0 Sutura monofilamento su un ago conico da 4 mm caricato su un portaago con punta da 0,3 mm con il blocco del caccia-ago rimosso, per evitare traumi accidentali ai tessuti durante il blocco e lo sblocco.
    2. Posizionare una sutura di soggiorno a ore 6 sull'anastomosi aortica. Questo viene fatto per fornire una linea di sutura simmetrica ed emostatica. Quindi, iniziare l'anastomosi a ore 12 con l'esterno verso l'interno sull'aorta donatrice e dall'interno verso l'esterno sull'aorta ricevente (Figura 6A, B). Conservare solo 5-7 cm di sutura di lavoro e troncare il resto.
    3. Muoversi in senso antiorario, percorrere brevi distanze verso la posizione delle 6, quindi completare l'anastomosi in senso antiorario fino alla posizione delle ore 12 ruotando il cuore verso sinistra (Figura 6C).
    4. Verificare la presenza di eventuali linee di sutura allentate prima di legare.
      NOTA: Un'anastomosi sicura dovrebbe essere simmetrica e deve avvicinarsi all'intima donatrice e ricevente senza spazi vuoti.
    5. Anastomosi dell'arteria polmonare: liberare l'arteria polmonare dall'aorta e orientarla per l'anastomosi verso l'IVC senza torsioni. Preparare il volume di sangue del ricevente per riempire il cuore del donatore ed evitare l'ipotensione iniettando 3-5 ml di soluzione fisiologica normale per via sottocutanea (nuca).
    6. Monitorare il pattern respiratorio del ratto e ridurre l'isoflurano dal 2,0% all'1,5% poiché l'anastomosi dell'arteria polmonare è vicina al completamento.
    7. Aprire il cefalo IVC in relazione all'anastomosi aortica con micro forbici dell'iride (Figura 6C). Utilizzare 0,2-0,3 ml di soluzione fisiologica per lavare l'IVC. Si vedrà un piccolo numero di coaguli di sangue; Sciacquali accuratamente.
    8. A differenza dell'anastomosi aortica, iniziare l'anastomosi polmonare senza sutura di soggiorno; Ostacolerà l'esposizione. Iniziare dalla posizione delle ore 12 con l'ago che si muove dall'esterno verso l'interno sull'arteria polmonare del donatore e dall'interno verso l'esterno sull'IVC ricevente. Legare la sutura e completare prima l'anastomosi della parete posteriore in senso orario.
    9. Una volta raggiunta la posizione delle 6, continuare a suturare in senso orario fino a raggiungere la posizione delle ore 12, quindi legarla all'estremità corta della sutura della legatura precedente. Fare attenzione a non stringere l'anastomosi poiché qualsiasi restringimento limiterà il drenaggio venoso dal cuore. In media, ci vogliono 30 minuti o meno per completare entrambe le anastomosi.
    10. Posizionare piccoli pezzi di emostatico riassorbibile sopra l'anastomosi per contenere il sanguinamento dai fori dell'ago.
    11. Sbloccare i recipienti e aggiungere altri emostatici riassorbibili sui fori dell'ago, se necessario (Figura 6E). Il cuore trapiantato inizia a battere con fibrillazioni occasionali prima di riprendere la respirazione ritmica. Lasciare l'emostatico assorbibile in posizione per 5 minuti, purché il cuore batta e non ci siano sanguinamenti evidenti.
    12. Una volta soddisfatti dell'emostasi (~3-5 min), utilizzare applicatori sterili con punta di cotone per rimuovere l'emostatico assorbibile in eccesso, irrigare con soluzione fisiologica e riportare l'intestino nella cavità addominale (Figura 6F). Posiziona l'omento sopra l'anastomosi per aiutare con l'emostasi.
    13. Chiudere la parete addominale in due strati con monocryl 5-0 su un ago da taglio da 13 mm chiudendo prima la linea alba e poi chiudendo la cute (Figura 6G, H).

4. Recupero e monitoraggio

  1. Al termine della chiusura addominale, gira il ratto sulla pancia su un cuscinetto caldo per il recupero. Continuare l'isoflurano attraverso un cono nasale all'1% per 5 minuti, quindi fermarsi.
  2. Una volta che la respirazione spontanea è regolare, sposta il ratto in una gabbia di recupero pulita e posizionalo su un tappetino caldo per continuare il processo di recupero. I movimenti improvvisi del ratto comporteranno il rischio di sanguinamento o una torsione dell'anastomosi. Un analgesico a lunga durata d'azione somministrato prima dell'inizio dell'intervento chirurgico facilita notevolmente il processo di recupero regolare.

5. Approvvigionamento e trapianto del cuore battente di controllo

  1. Procurarsi cuori di donatori a cuore battente (CBD) di controllo per valutare la qualità del cuore del donatore in assenza di ischemia.
    NOTA: Il donatore di CBD viene sottoposto a tutti i passaggi descritti per il cuore DCD, ad eccezione della cessazione del supporto ventilatorio. I cuori di CBD vengono procurati mentre battono e completamente supportati da un ventilatore. La somministrazione della cardioplegia arresta il cuore e l'approvvigionamento e il trapianto vengono completati nello stesso modo descritto per i cuori DCD.

6. Valutazione della funzione cardiaca trapiantata:

  1. A un intervallo predeterminato dal momento del trapianto di cuore (da 24 ore a 14 giorni), anestetizzare il ratto ricevente (isoflurano per inalazione al 3%), posizionarlo su un cuscinetto caldo supino e aprire l'incisione addominale per esporre il cuore trapiantato.
  2. Posizionare un catetere a palloncino attraverso l'apice del ventricolo sinistro per misurare la pressione sviluppata (DP), il max +dP/dt e il min -dP/dt.
    NOTA: Qui è stata utilizzata una stazione PowerLab come sistema di acquisizione dati per la registrazione della pressione sanguigna.

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Risultati

Da 24 a 14 giorni dopo il trapianto di cuore eterotopico, l'addome può essere riaperto e il cuore può essere esposto per misurare la pressione sviluppata dal ventricolo sinistro. Un catetere a palloncino viene inserito nel ventricolo sinistro del cuore DCD (o CBD) per misurare la pressione sviluppata (DP), il max +dP/dt e il min -dP/dt. La Figura 7 mostra un esempio di DP, +dP/dt e -dP/dt attesi di un cuore DCD rispetto a un cuore CBD 24 ore dopo il trapianto. Rispetto ai cuori CBD, il DP de...

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Discussione

Per un HTx eterotopico di ratto DCD di successo, è fondamentale stabilire una configurazione meticolosa e ponderata dell'esperimento. La configurazione dettagliata prende in considerazione diversi fattori, tra cui 1) la selezione di ratti giovani come donatori di DCD, 2) l'utilizzo dell'isoflurano come agente anestetico di scelta, 3) l'efficace somministrazione di cardioplegia al cuore del donatore, 4) la conservazione del cuore del donatore in una soluzione ghiacciata, 5) la limitazione...

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Dichiarazioni

Gli autori di questo manoscritto non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato da una borsa di studio per la revisione del merito assegnata al Dr. Mohammed Quader (1I01 BX003859) e da fondi del Pauley Heart Center a Mohammed Quader e al Dr. Stefano Toldo.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Sutura in nylon 5-0 monofilamento in poliammideAros SurgicalSP17A05N-45
Sutura in seta 5-0Specialità chirurgicheSutura monofilamento SP116
8-0Autoclave Aros SurgicalT06A08N14-13
SterisAmsco Lab 250
BD con ago staccabile Siringhe da 1 mLScientific14-820-28
Siringa BD con punte Luer-Lok (senza ago) Siringhe da 10 ml FisherScientific14-823-16E
Soluzione per celle frigorifere della Belzer University of WisconsinBridge to Life Northbrook IL USAAdenosina 1,34 g/L, Allopurinolo 0,136 g/L, Glutatione 0,922 g/L, Acido lattobionico (come lattone) 35,83 g/L, Solfato di magnesio eptaidrato 1,23 g/L, Pentafrazione 50 g/L, Idrossido di potassio 5,61 g/L, Fosfato di potassio monobasico 3,4 g/L, Raffinosio pentaidrato 17,83 g/L
Buprenorfin SR LabZoopharm LLC
Debakey Pinza vascolare multi-angolo pediatrica atraumaticaAesculapF341T
Exel International Safelet monouso Cateteri per flebo 14 GFisher Scientific14-841-10
Exel International Safelet monouso I.V. Cateteri 22 GFisher Scientific14-841-20
Catetere Fogarty misura 4FEdwands Lifesciences120404F
Pinze con punte curveAccurato Chirurgico e Scientific Instruments CorporationASSI.228
Pompa di riscaldamento GaymarBraintree Scientific, Braintree, MA, USATP700
Germinator-500Braintree Scientific Iniezione
sodio di eparina, USP 1.000 U/mLPfizerNDC 0069-0137-01
Micro-forbici a iride con punte dritteAccurato Chirurgico & Scientific Instruments CorporationASSI.5253
Isoflurano USPPatterson VeterinarioNDC 14043070406
Ketamina HCl 100 mg/mLHenry ScheinNDC 6745710810
Lidocaina HCl 2%Aspen Veterinario07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/PACKFisher Scientific NC0650323sterile applicatori con punta in cotone
Microforbici, punte ad angolo retto e curveBraintree ScientificSC-MS 154
Porta aghiAccurato Chirurgico & Società di Strumenti ScientificiASSI. BSL158con il meccanismo di blocco rimosso
Soluzione salina normaleBaxter Forniture
Stazione PowerLabAD Instruments, Denver, COsistema di acquisizione dati
Idrossido di sodio/acidoregolare la soluzione a pH 7,4
Sprague Dawley ratsmaschio, 8... 16 settimane di età, < 400 g di peso
Microscopio operatorioLeikaModello M525 F40
SurgicelEthiconemostatico assorbibile
Sonda di temperatura Therma Impermeabile Tipo T Termocoppia ad alta precisioneThermoworksTHS-232-107
Pinzetta con punta ad alta precisioneExcelta17-456-109
Vecuronio BromuroSigma-AldrichPHR1627diluito in PBS per 100 mg/mL
VenteliteHarvard Apparatus, Holliston, MA, USA
Xilazina 100 mg/mLPivetal AnasedNDC 04606675002
Siringa da insulina Fisher di per infusione cloridrico

Riferimenti

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