Articolo metodologico

Preparazione del campione per l'analisi rapida dei lipidi nel cervello della Drosophila utilizzando la spettrometria di massa a desorbimento/ionizzazione laser assistita da matrice

DOI:

10.3791/63930

⸱

14 luglio 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Science Research Center, Neuroscience Initiative, the City University of New York, Graduate Center New York, 2Advanced Science Research Center, Structural Biology Initiative, the City University of New York, Graduate Center, 3National Institute of Neurological Disorders and Stroke, National Institutes of Health, 4The City College of New York, CUNY, 5Macaulay Honors College, CUNY, 6Graduate School of Public Health and Health Policy, The City University of New York, 7Princeton University, 8Ardrey Kell High School, 9The Borough of Manhattan Community College, CUNY, 10Gallatin School of Individualized Study, New York University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lo scopo di questo protocollo è quello di fornire una guida dettagliata sulla corretta preparazione del campione per l'analisi dei lipidi e dei metaboliti in piccoli tessuti, come il cervello di Drosophila , utilizzando l'imaging con spettrometria di massa a desorbimento/ionizzazione laser assistita da matrice (MALDI).

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il profilo lipidico, o lipidomica, è una tecnica consolidata utilizzata per studiare l'intero contenuto lipidico di una cellula o di un tessuto. Le informazioni acquisite dalla lipidomica sono preziose per studiare i percorsi coinvolti nello sviluppo, nella malattia e nel metabolismo cellulare. Molti strumenti e strumentazioni hanno aiutato i progetti di lipidomica, in particolare varie combinazioni di spettrometria di massa e tecniche di cromatografia liquida. L'imaging con desorbimento/spettrometria di massa a ionizzazione laser assistito da matrice (MALDI MSI) è recentemente emerso come una potente tecnica di imaging che integra gli approcci convenzionali. Questa nuova tecnica fornisce informazioni uniche sulla distribuzione spaziale dei lipidi all'interno dei compartimenti tissutali, che in precedenza era irraggiungibile senza l'uso di modifiche eccessive. La preparazione del campione dell'approccio MALDI MSI è fondamentale e, pertanto, è al centro di questo articolo. Questo articolo presenta un'analisi lipidica rapida di un gran numero di cervelli di Drosophila incorporati in composti a temperatura di taglio ottimale (OCT) per fornire un protocollo dettagliato per la preparazione di piccoli tessuti per l'analisi dei lipidi o dei metaboliti e delle piccole molecole attraverso MALDI MSI.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I lipidi sono coinvolti in una vasta gamma di processi biologici e possono essere classificati in cinque categorie in base alla loro diversità strutturale: acidi grassi, triacilgliceroli (TAG), fosfolipidi, lipidi sterolici e sfingolipidi1. Le funzioni fondamentali dei lipidi sono quelle di fornire fonti di energia per i processi biologici (cioè i TAG) e formare le membrane cellulari (cioè fosfolipidi e colesterolo). Tuttavia, ulteriori ruoli dei lipidi sono stati notati nello sviluppo e nelle malattie e sono stati ampiamente studiati in campo biomedico. Ad esempio, i rapporti hanno dimostrato che gli acidi grassi di diverse lunghezze possono avere ruoli terapeutici unici. Le catene corte di acidi grassi possono essere coinvolte nei meccanismi di difesa contro le malattie autoimmuni, le catene di acidi grassi di media lunghezza producono metaboliti che possono mitigare le convulsioni e le lunghe catene di acidi grassi generano metaboliti che possono essere usati per trattare i disturbi metabolici2. Nel sistema nervoso, il colesterolo e i fosfolipidi derivati dalla glia hanno dimostrato di essere vitali per la sinaptogenesi 3,4. Altri tipi di lipidi hanno mostrato risultati promettenti nelle applicazioni mediche, compresi gli sfingolipidi utilizzati nei sistemi di somministrazione di farmaci e i saccarolipidi utilizzati per supportare il sistema immunitario 5,6. I numerosi ruoli e le potenziali applicazioni terapeutiche dei lipidi in campo biomedico hanno reso la lipidomica, lo studio delle vie e delle interazioni dei lipidi cellulari, un campo critico e sempre più importante.

La lipidomica fa uso della chimica analitica per studiare il lipidoma su larga scala. I principali metodi sperimentali utilizzati in lipidomica si basano sulla spettrometria di massa (MS) accoppiata con varie tecniche cromatografiche e di mobilità ionica 7,8. L'uso della SM nell'area è vantaggioso grazie alla sua elevata specificità e sensibilità, velocità di acquisizione e capacità uniche di (1) rilevare lipidi e metaboliti lipidici che si verificano anche a livelli bassi e transitori, (2) rilevare centinaia di diversi composti lipidici in un singolo esperimento, (3) identificare lipidi precedentemente sconosciuti e (4) distinguere tra isomeri lipidici. Tra gli sviluppi della SM, tra cui la ionizzazione elettrospray di desorbimento (DESI), MALDI e la spettrometria di massa a ioni secondari (SIMS), MALDI MSI è emersa come una potente tecnica di imaging che integra gli approcci convenzionali basati sulla SM fornendo informazioni uniche sulla distribuzione spaziale dei lipidi all'interno dei compartimenti tissutali 9,10.

Il flusso di lavoro tipico della lipidomica consiste nella preparazione del campione, nell'acquisizione dei dati mediante la tecnologia della spettrometria di massa e nell'analisi dei dati11. Lo studio dei lipidi e dei metaboliti nei campioni ha portato alla nascita di tecniche per comprendere le condizioni fisiologiche e patologiche dei processi metabolici negli organismi. Mentre la comprensione delle interazioni biologiche è importante, la sensibilità dei lipidi e dei metaboliti li rende difficili da visualizzare e identificare senza coloranti o altre modifiche. Cambiamenti nei livelli o nella distribuzione dei metaboliti possono portare a cambiamenti fenotipici. Uno strumento utilizzato per la profilazione metabolomica è MALDI MSI, una tecnica di imaging in situ senza etichetta in grado di rilevare centinaia di molecole contemporaneamente. L'imaging MALDI consente la visualizzazione di metaboliti e lipidi nei campioni preservandone l'integrità e la distribuzione spaziale. La tecnologia precedente per la profilazione dei lipidi prevedeva l'uso di sostanze chimiche radioattive per mappare individualmente i lipidi, mentre l'imaging MALDI rinuncia a questo e consente il rilevamento simultaneo di una gamma di lipidi.

Il metabolismo lipidico e l'omeostasi svolgono importanti funzioni nella fisiologia cellulare, come il mantenimento e lo sviluppo del sistema nervoso. Un aspetto essenziale del metabolismo lipidico del sistema nervoso è la spola lipidica tra neuroni e cellule gliali, che è mediata da lipoproteine trasportatrici molecolari, tra cui lipoproteine a bassissima densità (VLDL), lipoproteine a bassa densità (LDL) e lipoproteine ad alta densità (HDL)12. Le lipoproteine contengono apolipoproteine (Apo), come ApoB e ApoD, che funzionano come blocchi strutturali del carico lipidico e come ligandi per i recettori delle lipoproteine. La diafonia neurone-glia dei lipidi coinvolge molteplici attori come ApoD, ApoE e ApoJ derivati dalla glia e i loro recettori LDL neuronali (LDLR)13,14. In Drosophila, l'apolipopforina, un membro della famiglia ApoB, è un importante vettore lipidico emolinfatico15. L'apolipophorina ha due recettori della lipoforina strettamente correlati (LpR), LpR1 e LpR2, che sono omologhi delle LDLR15,16 dei mammiferi. In studi precedenti, la lipocalina secreta da astrociti Glial Lazarillo (GLaz), un omologo di Drosophila di ApoD umano, e il suo recettore neuronale LpR1 sono stati scoperti per mediare in modo cooperativo lo shuttling lipidico neurone-glia, regolando così la morfogenesi dei dendriti17. Pertanto, è stato ipotizzato che la perdita di LpR1 avrebbe causato una diminuzione del contenuto lipidico complessivo nel cervello di Drosophila. MALDI MSI sarebbe uno strumento adatto per profilare il contenuto lipidico in piccoli tessuti di cervelli di Drosophila mutante e wild-type LpR1−/−, come dimostrato in questo studio.

Nonostante la crescente popolarità di MALDI MSI, l'alto costo e la complessità sperimentale dello strumento spesso ne impediscono l'implementazione nei singoli laboratori. Pertanto, la maggior parte degli studi MALDI MSI sono condotti utilizzando strutture di base condivise. Come per altre applicazioni di MALDI MSI, un attento processo di preparazione dei campioni per la lipidomica è fondamentale per ottenere risultati affidabili. Tuttavia, poiché la preparazione del vetrino del campione viene tipicamente eseguita in singoli laboratori di ricerca, esiste la possibilità di variazioni nell'acquisizione di MALDI MSI. Per combattere questo, questo articolo mira a fornire un protocollo dettagliato per la preparazione del campione di piccoli campioni biologici prima della misurazione di MALDI MSI utilizzando l'analisi lipidica di un ampio gruppo di cervelli adulti di Drosophila in modalità ionica positiva come esempio11,17. Tuttavia, alcune classi di fosfolipidi e la maggior parte dei piccoli metaboliti sono favorevolmente rilevati dall'imaging MALDI in modalità ioni negativi, che è stata descritta in precedenza11. Pertanto, con questi due studi di esempio, speriamo di fornire protocolli dettagliati di preparazione del campione di varie combinazioni: tessuto grande indipendente contro tessuto piccolo incorporato, montaggio a disgelo contro montaggio a slitta calda e modalità ioni positivi contro modalità ioni negativi.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Incorporamento della testa di mosca

NOTA: l'intera procedura richiede ~ 45-60 minuti.

  1. Preparare la fase ottimale del composto della temperatura di taglio (composto OCT) con una superficie piana.
    1. Aggiungere OCT in un criomold di plastica (15 mm x 15 mm x 5 mm) a metà della profondità del criomold ed evitare la formazione di bolle. Lasciare lo stampo su una superficie piana per diversi minuti, quindi trasferirlo su ghiaccio secco.
    2. Mantenere il criomold piatto sul ghiaccio secco e lasciare che l'OCT formi una superficie piatta e uniforme. Attendere che lo Strumento di personalizzazione di Office sia completamente solidificato nello stampo. Utilizzare immediatamente gli stadi OCT congelati o conservarli a -80 °C.
  2. Anestetizzare le mosche adulte usando CO 2 (cioè un tampone CO2 ).
    1. Preparare una capsula di Petri contenente un pezzo di salvietta da laboratorio. Utilizzare acqua per inumidire parte della salvietta per ridurre l'elettricità statica. Tenere la salvietta mezza bagnata e metà asciutta.
    2. Sotto l'ambito di dissezione 1, utilizzare una pinza per tagliare la testa della mosca. Raccogliere 4-5 teste ogni volta e metterle sulla zona asciutta della salvietta da laboratorio.
      NOTA: La raccolta di 4-5 teste richiede ~ 2 minuti.
  3. Trasferire lo stadio OCT dal ghiaccio secco all'oscilloscopio di dissezione.
    1. Prendi lo stadio OCT dal ghiaccio secco al microscopio 2, trasferisci immediatamente le testine allo stadio OCT e disponile rapidamente, il che richiede ~ 30 s per evitare la fusione dell'OCT. Lasciare ~ 1 mm di spazio vuoto intorno a ciascun cervello di mosca per garantire un supporto adeguato dall'OCT e 4-5 mm di spazio vuoto dal bordo del blocco per fornire spazio adeguato per gestire la sezione. Se la proboscide è troppo lunga, rimuovere la punta; Se non è troppo lungo, tienilo intatto. Rimetti lo stadio OCT sul ghiaccio secco e lascialo riposare per ~ 3 minuti per assicurarti che lo stadio OCT rimanga congelato e solido.
    2. Quando lo stadio OCT è tornato sul ghiaccio secco e in attesa di solidificazione, raccogliere un altro giro di teste. Ripetete i passaggi 1.2 e 1.3 per trasferire ulteriori campioni sullo spazio rimanente sullo stage.
      NOTA: Otto teste sono solitamente preparate per ogni genotipo e quattro genotipi sono utilizzati in una fase OCT in questo laboratorio.
    3. Utilizzare due microscopi a dissezione, affiancati, per evitare di cambiare messa a fuoco e aumentare il tempo necessario per trasferire e disporre le testine sullo stadio OCT e per ridurre il rischio di fusione dello stadio OCT.
  4. Dopo che tutte le teste di mosca sono allineate, lasciare che lo stadio OCT si sieda sul ghiaccio secco per altri 5-10 minuti.
  5. Prendere lo stadio OCT lontano dal ghiaccio secco, metterlo su una superficie piana (banco) e quindi, rapidamente, aggiungere una grande quantità di composto OCT per coprire tutti i campioni e riempire l'intero criostampo, che richiede ~ 3 s.
  6. Trasferire immediatamente il criomold nel ghiaccio secco e congelare l'intero blocco OCT contenente i tessuti incorporati. Lasciare riposare la fase OCT sul ghiaccio secco per altri 5-10 minuti. Etichettare i campioni sul margine del criostampo.
  7. Conservare i campioni congelati a -80 °C fino al momento del sezionamento.

2. Criosezionamento del tessuto

NOTA: Quando si maneggiano i vetrini di ossido di indio-stagno (ITO), indossare sempre i guanti per evitare la contaminazione dei tessuti. Si consiglia inoltre di indossare una maschera per evitare di respirare direttamente sul vetrino.

  1. Confermare il lato rivestito ITO testando la conduttività delle guide ITO utilizzando un voltmetro impostato sulla resistenza. Contrassegnare il lato con una misurazione della resistenza come lato a cui aderire il tessuto. Etichettarlo e impostare sempre una salvietta da laboratorio sul fondo del vetrino per evitare la contaminazione del vetrino.
  2. Lasciare che i tessuti si equilibrino nella camera del criostato per 30-45 minuti.
    1. Per evitare lo scioglimento dell'OCT, posizionare tutti gli strumenti necessari come una pinza e un pennello da artista a punta sottile nella camera del criostato in anticipo per preraffreddarli.
  3. Pulire il criostato, preferibilmente con etanolo al 70%. Pulire la piastra del rotolo e il palcoscenico e rimuovere le lame usate. Utilizzare salviette pulite aggiuntive per assicurarsi che l'etanolo sia evaporato e che tutte le superfici siano asciutte prima dell'inizio del sezionamento.
  4. Regolare la temperatura della camera del criostato e della testa del campione in base al tipo di tessuto (ad esempio, -14 °C per il fegato, -20 °C per il muscolo e -25 °C per la pelle10; -18 °C per le teste di mosca in questo protocollo).
  5. Montare il tessuto sul supporto del campione utilizzando OCT. Fare attenzione a utilizzare abbastanza OCT per coprire la base del blocco OCT e montare il blocco il più piatto possibile.
  6. Posiziona una lama pulita sul palco e bloccala. Posizionare la testa del provino verso il palcoscenico secondo necessità per ottenere l'angolo di taglio desiderato.
    1. Posizionare il blocco del campione in un orientamento in cui tutti i genotipi/gruppi di trattamento siano posizionati verticalmente rispetto alla lama.
      NOTA: Ciò garantisce un piano di taglio uniforme ed evita la contaminazione incrociata da diversi gruppi. Se si taglia un blocco diverso di tessuto, passare a una nuova lama tra i campioni per evitare la contaminazione incrociata.
  7. Iniziare a tagliare in sezioni spesse (50-100 μm) fino a trovare la regione di interesse (ad esempio, la regione desiderata del cervello).
    1. Spazzola costantemente i pezzi extra con un pennello d'artista preraffreddato per mantenere pulito il palcoscenico.
  8. Modificare lo spessore delle sezioni a 10-12 μm una volta raggiunta la regione desiderata.
    1. Regolare leggermente la temperatura della camera secondo necessità. Ad esempio, impostare una temperatura più elevata se la sezione tende a sfaldarsi o a sfaldarsi facilmente.
      NOTA: la temperatura consigliata per i blocchi OCT è -18 °C.
  9. Raccogliere con cura la sezione desiderata e aderirla alla diapositiva ITO. Eseguire questa operazione nella camera del criostato.
    1. Prendi un vetrino ITO a temperatura ambiente e posizionalo sopra la sezione, avvicinati alla sezione delicatamente e rapidamente affinché la sezione aderisca al vetrino senza lasciare tracce sullo stadio del criostato.
      NOTA: lo Strumento di personalizzazione di Office si scioglierà e si aggrappa alla diapositiva.
  10. Mettere da parte il vetrino in un rack o in una salvietta da laboratorio al di fuori del criostato tra le collezioni di più sezioni.
  11. Se si desidera il confronto tra diversi campioni della stessa coorte, posizionare le sezioni di più campioni su un singolo vetrino per l'analisi simultanea e la variazione minima. Se necessario, separare due vetrini, poiché il supporto del bersaglio MALDI può ospitare due vetrini in una singola corsa.
  12. Trasportare i vetrini in una scatola sottovuoto in un essiccatore con essiccante come strato inferiore. Asciugare i vetrini sotto vuoto per 30-60 minuti.
    NOTA: In alternativa, se il laboratorio non è dotato di un essiccatore sottovuoto, i vetrini devono essere mantenuti a -20 °C durante tutto il processo fino allo stoccaggio a -80 °C entro 24 ore o alla spedizione su ghiaccio secco per evitare il deterioramento dei lipidi o dei metaboliti.
  13. Procedere alla deposizione della matrice. Utilizzare acido 2,5-diidrossibenzoico (DHB) in metanolo/acqua (70/30, v/v) come matrice.
  14. Se i vetrini non vengono eseguiti immediatamente, conservare i vetrini a -80 °C (fino a 1 mese per le sezioni cerebrali di mosca e 6 mesi per le sezioni di cervello di roditori), oppure spedire immediatamente il campione alle strutture principali MALDI con ghiaccio secco adeguato. Per uno stoccaggio e una spedizione ottimali, posizionare i vetrini in un trasportatore di vetrini e sigillare saldamente l'apertura con pellicola di cera. Sigillare con un sacchetto con cerniera, metterlo in un altro sacchetto con cerniera contenente essiccante ed etichettare l'esterno.
    NOTA: Fare riferimento al lavoro precedente per le fasi successive della scansione dei vetrini, della deposizione della matrice e delle procedure di imaging MALDI11.
  15. Eseguire la deposizione della matrice utilizzando lo spruzzatore automatico a matrice HTX M5 e una soluzione da 40 mg/ml di DHB in metanolo/acqua (70/30, v/v). Spruzzare la matrice con una portata personalizzata di 0,12 mL/min e una temperatura dell'ugello di 85 °C per 10 passaggi. Utilizzare una pressione del gas N2 di 10 psi.
    NOTA: Se la pressione del gas N2 nello spruzzatore viene abbassata al di sotto di 5 psi, un meccanismo di sicurezza nello spruzzatore spegnerà immediatamente il riscaldatore per evitare danni allo spruzzatore con una velocità di spruzzatura di 1.300 mm / min, una distanza tra i binari di 2 mm, una portata di 3 L / min e un'altezza dell'ugello di 40 mm.
  16. Utilizzare uno strumento MALDI time of flight (TOF) MS (vedere la Tabella dei materiali) in modalità ioni positivi per acquisire uno spettro di massa all'interno degli intervalli di massa da m / z 50-1.000.
    1. Per calibrare lo strumento, individuare 0,5 μL di emulsione di fosforo rosso in acetonitrile sui vetrini ITO e utilizzare i suoi spettri per calibrare lo strumento nell'intervallo di massa 50-1.000 m/z applicando una curva di calibrazione quadratica2.
    2. Impostare i diametri dello spot laser su Medio, poiché è il profilo del fascio modulato per una larghezza raster di 40 μm, e raccogliere i dati di imaging sommando 500 scatti a una frequenza di ripetizione laser di 1.000 Hz per posizione dell'array.
    3. Utilizzare un software (vedere la tabella dei materiali) per registrare ed elaborare i dati spettrali. Eseguire l'analisi dei dati di imaging utilizzando la normalizzazione del quadrato medio (RMS) per generare immagini ioniche con una larghezza del contenitore di ±0,10 Da. Allineare gli spettri sia dell'OCT che del tessuto cerebrale dallo stesso esperimento utilizzando il software per valutare i picchi sovrapposti e l'interferenza di soppressione ionica dell'OCT (Figura supplementare S1). Dopo l'esperimento, elaborare i vetrini MALDI contenenti i campioni di tessuto mediante colorazione con ematossilina ed eosina (H & E), come descritto in precedenza11.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La perdita del recettore neuronale LpR1 della lipocalina secreta da astrociti Glial Lazarillo (GLaz), un omologo di Drosophila di ApoD umano, è stata ipotizzata per essere in grado di causare una diminuzione del contenuto lipidico complessivo nel cervello di Drosophila. Per testare questo, MALDI MSI è stato utilizzato per profilare i lipidi nel cervello di Drosophila mutante e wild-type LpR1-/−, che viene elaborato di seguito.

L'esperimento è stat...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Come dimostrato nello studio sulle variazioni nella composizione lipidica nei cervelli mutanti e wild-type di Drosophila, MALDI MSI può essere una preziosa tecnica di imaging label-free per l'analisi in situ dei modelli di distribuzione molecolare all'interno degli organi di piccoli insetti. Infatti, poiché i lipidi sono distribuiti sia nel tessuto cerebrale che nei corpi grassi delle teste di Drosophila, gli approcci lipidomici convenzionali basati sulla cromatografia liquida e sulla spettrome...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yuki X. Chen, Kelly Veerasammy e Mayan Hein sono supportati dal programma di ricerca estiva CUNY della Sloan Foundation (CSURP). Jun Yin è supportato dal programma di ricerca intramurale del National Institutes of Health Project Number 1ZIANS003137. Il supporto per questo progetto è stato fornito da un premio PSC-CUNY a Ye He e Rinat Abzalimov, finanziato congiuntamente da The Professional Staff Congress e The City University di New York.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Acido 2,5-diidrossibenzoico (DHB)Millipore Sigma Aldrich85707-1G-F
Andwin Scientific CRYOMOLD 15X15X5Fisher ScientificNC9464347
Andwin Scientific  Tissue-Tek CRYO-OCT CompoundFisher Scientific14-373-65
Pennello per artisti MSC #5 1/8 X 9/16 TRIM RED SABLEFisher Scientific50-111-2302
velocità autoflex MALDI-TOF MS systemBruker Daltonics IncMALDI-TOF MS instrument
BD  Siringa con punte Luer-LokFisher Scientific14-823-16E
BD  Vacutainer Aghi per siringa per uso generaleFisher Scientific23-021-020
Bruker Daltonics  VETRINI MALDI IMAGNGFisher ScientificNC0380464
Drierite, con indicatore, 8 mesh, ACROS OrganicsAC219095000
Epson Perfection V600 Photo ScannerAmazonPerfection V600
Fisherbrand  Busta per vetrini a 5 postiFisher ScientificHS15986
Fisherbrand  Multimetro digitale Auto-RangeFisher Scientific01-241-1
FlexImaging v3.0Bruker Daltonics IncSoftware di analisi delle immagini Bruker MS
Metanolo di grado HPLCFisher ScientificMMX04751
Acqua di grado HPLCFisher ScientificW5-1
HTX M5 SpruzzatoreHTX Technologies, LLCMatrice riscaldata automatica spruzzatore
Kimberly-Clark Professional  Kimtech Science Kimwipes Tergicristalli per compiti delicatiFisher Scientific06-666A
MSC  Sacchetto per congelatore ZiplocFisher Scientific50-111-3769
SCiLS Lab (2015b)SCiLS LabSoftware di analisi dati MSI MALDI avanzato
Thermo Scientific  CryoStar NX50 CriostatoFisher Thermo Scientific95-713-0
Thermo Scientific  Nalgene Essiccatore in policarbonato trasparente design classicoFisher Scientific08-642-7

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Park, J., et al. Bioactive lipids and their derivatives in biomedical applications. Biomolecules & Therapeutics. 29 (5), 465-482 (2021).
  2. Augustin, K., et al. Mechanisms of action for the medium-chain triglyceride ketogenic diet in neurological and metabolic disorders. Lancet Neurology. 17 (1), 84-93 (2018).
  3. Baldwin, K. T., Eroglu, C. Molecular mechanisms of astrocyte-induced synaptogenesis. Current Opinion in Neurobiology. 45, 113-120 (2017).
  4. Mauch, D. H., et al. Cns synaptogenesis promoted by glia-derived cholesterol. Science. 294 (5545), 1354-1357 (2001).
  5. Hannun, Y. A., Obeid, L. M. Sphingolipids and their metabolism in physiology and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 19 (3), 175-191 (2018).
  6. Zhou, F., Ciric, B., Zhang, G. X., Rostami, A. Immunotherapy using lipopolysaccharide-stimulated bone marrow-derived dendritic cells to treat experimental autoimmune encephalomyelitis. Clinical and Experimental Immunology. 178 (3), 447-458 (2014).
  7. Carrasco-Pancorbo, A., Navas-Iglesias, N., Cuadros-Rodriguez, L. From lipid analysis towards lipidomics, a new challenge for the analytical chemistry of the 21st century. Part I: Modern lipid analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 28 (3), 263-278 (2009).
  8. Navas-Iglesias, N., Carrasco-Pancorbo, A., Cuadros-Rodriguez, L. From lipids analysis towards lipidomics, a new challenge for the analytical chemistry of the 21st century. Part II: Analytical lipidomics. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 28 (4), 393-403 (2009).
  9. Yang, K., Han, X. Lipidomics: Techniques, applications, and outcomes related to biomedical sciences. Trends in Biochemical Sciences. 41 (11), 954-969 (2016).
  10. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of tissue specimens by matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry in biological and clinical research. Chemical Reviews. 113 (4), 2309-2342 (2013).
  11. Veerasammy, K., et al. Sample preparation for metabolic profiling using MALDI mass spectrometry imaging. Journal of Visualized Experiments. (166), e62008(2020).
  12. Tracey, T. J., Steyn, F. J., Wolvetang, E. J., Ngo, S. T. Neuronal lipid metabolism: Multiple pathways driving functional outcomes in health and disease. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 10(2018).
  13. Jackson, C. L., Walch, L., Verbavatz, J. M. Lipids and their trafficking: An integral part of cellular organization. Developmental Cell. 39 (2), 139-153 (2016).
  14. Wang, H., Eckel, R. H. What are lipoproteins doing in the brain. Trends in Endocrinology and Metabolism. 25 (1), 8-14 (2014).
  15. Palm, W., et al. Lipoproteins in Drosophila melanogaster-Assembly, function, and influence on tissue lipid composition. PLoS Genetics. 8 (7), 1002828(2012).
  16. Parra-Peralbo, E., Culi, J. Drosophila lipophorin receptors mediate the uptake of neutral lipids in oocytes and imaginal disc cells by an endocytosis-independent mechanism. PLoS Genetics. 7 (2), 1001297(2011).
  17. Yin, J., et al. Brain-specific lipoprotein receptors interact with astrocyte derived apolipoprotein and mediate neuron-glia lipid shuttling. Nature Communications. 12 (1), 2408(2021).
  18. Tuthill, B. F., Searcy, L. A., Yost, R. A., Musselman, L. P. Tissue-specific analysis of lipid species in Drosophila during overnutrition by UHPLC-MS/MS and MALDI-MSI. Journal of Lipid Research. 61 (3), 275-290 (2020).
  19. Kaya, I., Jennische, E., Lange, S., Malmberg, P. Multimodal chemical imaging of a single brain tissue section using ToF-SIMS, MALDI-ToF and immuno/histochemical staining. Analyst. 146 (4), 1169-1177 (2021).
  20. Phan, N. T., Fletcher, J. S., Ewing, A. G. Lipid structural effects of oral administration of methylphenidate in Drosophila brain by secondary ion mass spectrometry imaging. Analytical Chemistry. 87 (8), 4063-4071 (2015).
  21. Dienel, G. A. Metabolomic and imaging mass spectrometric assays of labile brain metabolites: Critical importance of brain harvest procedures. Neurochemical Research. 45 (11), 2586-2606 (2020).
  22. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: Practical aspects of sample preparation. Journal of Mass Spectrometry. 38 (7), 699-708 (2003).
  23. Phan, N. T., Mohammadi, A. S., Dowlatshahi Pour, M., Ewing, A. G. Laser desorption ionization mass spectrometry imaging of Drosophila brain using matrix sublimation versus modification with nanoparticles. Analytical Chemistry. 88 (3), 1734-1741 (2016).
  24. Niehoff, A. C., et al. Analysis of Drosophila lipids by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometric imaging. Analytical Chemistry. 86 (22), 11086-11092 (2014).
  25. Enomoto, Y., Nt An, P., Yamaguchi, M., Fukusaki, E., Shimma, S. Mass spectrometric imaging of GABA in the Drosophila melanogaster adult head. Analytical Sciences. 34 (9), 1055-1059 (2018).
  26. Yang, E., Gamberi, C., Chaurand, P. Mapping the fly malpighian tubule lipidome by imaging mass spectrometry. Journal of Mass Spectrometry. 54 (6), 557-566 (2019).
  27. Blanksby, S. J., Mitchell, T. W. Advances in mass spectrometry for lipidomics. Annual Review of Analytical Chemistry. 3, 433-465 (2010).
  28. Han, X. Lipidomics for studying metabolism. Nature Reviews Endocrinology. 12 (11), 668-679 (2016).
  29. Wang, M., Wang, C., Han, X. Selection of internal standards for accurate quantification of complex lipid species in biological extracts by electrospray ionization mass spectrometry-What, how and why. Mass Spectrometry Reviews. 36 (6), 693-714 (2017).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Analisi lipidomicaspettrometria di massa MALDIprofilazione lipidicacriosezionamentodeposizione della matriceinclusione in OCTomeostasi lipidica cerebrale

Articoli correlati