Method Article

Modello elettromagnetico controllato a testa chiusa di lieve lesione cerebrale traumatica nei topi

DOI:

10.3791/64556

⸱

September 28th, 2022

 ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, University of Kentucky, 2Department of Neuroscience, University of Kentucky, 3Sanders-Brown Center on Aging, University of Kentucky

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il protocollo descrive una lieve lesione cerebrale traumatica in un modello murino. In particolare, viene spiegato un protocollo passo-passo per indurre un lieve trauma cranico chiuso della linea mediana e la caratterizzazione del modello animale.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modelli animali altamente riproducibili di lesioni cerebrali traumatiche (TBI), con patologie ben definite, sono necessari per testare gli interventi terapeutici e comprendere i meccanismi di come un TBI altera la funzione cerebrale. La disponibilità di più modelli animali di TBI è necessaria per modellare i diversi aspetti e gravità del TBI osservati nelle persone. Questo manoscritto descrive l'uso di un trauma cranico chiuso della linea mediana (CHI) per sviluppare un modello murino di trauma cranico lieve. Il modello è considerato lieve perché non produce lesioni cerebrali strutturali basate sul neuroimaging o sulla perdita neuronale grossolana. Tuttavia, un singolo impatto crea abbastanza patologia che il deterioramento cognitivo è misurabile almeno 1 mese dopo l'infortunio. Un protocollo passo-passo per indurre un CHI nei topi utilizzando un impattatore elettromagnetico guidato stereotassicamente è definito nel documento. I vantaggi del modello CHI della linea mediana lieve includono la riproducibilità dei cambiamenti indotti da lesioni con bassa mortalità. Il modello è stato caratterizzato temporalmente fino a 1 anno dopo la lesione per cambiamenti neuroimaging, neurochimici, neuropatologici e comportamentali. Il modello è complementare ai modelli a cranio aperto di impatto corticale controllato utilizzando lo stesso dispositivo di impatto. Pertanto, i laboratori possono modellare sia TBI diffusi lievi che TBI focali da moderati a gravi con lo stesso impattatore.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La lesione cerebrale traumatica (TBI) è causata da una forza esterna sul cervello, spesso associata a cadute, lesioni sportive, violenza fisica o incidenti stradali. Nel 2014, i Centers for Disease Control and Prevention hanno stabilito che 2,53 milioni di americani hanno visitato il pronto soccorso per cercare assistenza medica per incidenti correlati al TBI1. Poiché il TBI lieve (mTBI) rappresenta la maggior parte dei casi di TBI, negli ultimi decenni sono stati adottati più modelli di mTBI, che includono caduta di peso, trauma cranico chiuso guidato da pistone e impatto corticale controllato, lesione rotazionale, lieve lesione da percussione fluida e modelli di lesioni da esplosione 2,3. L'eterogeneità dei modelli mTBI è utile per affrontare le diverse caratteristiche associate all'mTBI osservate nelle persone e per aiutare a valutare i meccanismi cellulari e molecolari associati alla lesione cerebrale.

Tra i modelli comunemente usati di trauma cranico chiuso, uno dei primi e più utilizzati è il metodo della caduta di peso, in cui un oggetto viene lasciato cadere da un'altezza specifica sulla testa dell'animale (anestetizzato o sveglio)2,4. Nel metodo di caduta del peso, la gravità della lesione dipende da diversi parametri, tra cui craniotomia eseguita o meno, testa fissa o libera, e la distanza e il peso dell'oggetto che cade 2,4. Uno svantaggio di questo modello è l'elevata variabilità nella gravità della lesione e l'alto tasso di mortalità associato alla depressione respiratoria 5,6. Un'alternativa comune è quella di fornire l'impatto utilizzando un dispositivo pneumatico o elettromagnetico, che può essere fatto direttamente sulla dura esposta (impatto corticale controllato: CCI) o sul cranio chiuso (trauma cranico chiuso: CHI). Uno dei punti di forza della lesione guidata dal pistone è la sua elevata riproducibilità e bassa mortalità. Tuttavia, la CCI richiede craniotomia 7,8 e una craniotomia stessa induce infiammazione9. Invece, nel modello CHI, non c'è bisogno di craniotomia. Come già affermato, ogni modello ha delle limitazioni. Uno dei limiti del modello CHI descritto in questo documento è che l'intervento chirurgico viene eseguito utilizzando un telaio stereotassico e la testa dell'animale è immobilizzata. Mentre l'immobilizzazione completa della testa assicura la riproducibilità, non tiene conto del movimento dopo l'impatto che potrebbe contribuire alla lesione associata a un mTBI.

Questo protocollo descrive un metodo di base per eseguire un impatto CHI con un dispositivo di impatto elettromagnetico disponibilein commercio 10 in un mouse. Questo protocollo dettaglia i parametri esatti coinvolti per ottenere una lesione altamente riproducibile. In particolare, lo sperimentatore ha un controllo preciso sui parametri (profondità della lesione, tempo di permanenza e velocità di impatto) per definire con precisione la gravità della lesione. Come descritto, questo modello CHI produce una lesione che si traduce in patologia bilaterale, sia diffusa che microscopica (cioè attivazione cronica della glia, danno assonale e vascolare) e fenotipi comportamentali 11,12,13,14,15. Inoltre, il modello descritto è considerato lieve in quanto non induce lesioni cerebrali strutturali basate sulla risonanza magnetica o lesioni macroscopiche sulla patologia anche 1 anno dopo la lesione16,17.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli esperimenti eseguiti sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Università del Kentucky, e durante lo studio sono state seguite sia le linee guida ARRIVE che la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.

1. Configurazione chirurgica

NOTA: I topi sono alloggiati in gruppi di 4-5 / gabbia, l'umidità nella stanza dell'alloggiamento è mantenuta al 43% -47% e la temperatura è mantenuta a 22-23 ° C. Ai topi viene dato accesso ad libitum a cibo e acqua ed esposti a un ciclo luce/buio di 12 ore / 12 ore (7:00/19:00).

  1. Utilizzare un'area chirurgica designata, come un cappuccio o una sala operatoria dedicata, per eseguire la chirurgia animale.
  2. Assicurarsi che l'area chirurgica includa una piastra riscaldante, un telaio stereotassico dotato di un impattatore elettromagnetico e una maschera per anestesia progettata per somministrare gas isoflurano (vedere Figura 1A).
  3. Assicurarsi che il chirurgo o il personale coinvolto nell'intervento chirurgico indossino un camice pulito, una maschera facciale, guanti e un cappuccio chirurgico.
  4. Utilizzare strumenti chirurgici sterili, applicatori sterili con punta di cotone e tamponi di garza. Utilizzare uno sterilizzatore a perline calde per sterilizzare gli strumenti tra i topi durante il giorno dell'intervento.
  5. Utilizzare una camera di induzione per anestesia per preparare il topo per l'intervento chirurgico in un'area pre-operatoria.
  6. Utilizzare cuscinetti riscaldanti per mantenere la temperatura dell'animale, pulire le gabbie post-operatorie per il mouse e timer per registrare il riflesso di raddrizzamento del topo dopo l'intervento chirurgico.

2. Procedura pre-operatoria

  1. Preparare l'apparato di supporto della testa (vedi figura 1B).
    1. Rimuovere la cresta terminale arrotolata da una lampadina a pipetta in lattice da 1 mL (estremità gonfiabile) (vedere figura 1C).
    2. Fissare la lampadina al tubo usando il parafilm (vedere Figura 1C).
    3. Collegare il tubo a una siringa da 10 mL utilizzando un rubinetto. Riempia la siringa con acqua (vedere Figura 1C).
      NOTA: La lampadina in lattice da 1 mL verrà posizionata sotto la testa del mouse per spostare la forza d'impatto lontano dalle orecchie. Cerca di rimuovere quanta più aria possibile dalla lampadina prima dell'uso in modo che la lampadina sia riempita principalmente con acqua e non aria.
  2. Configurazione del dispositivo d'impatto.
    1. Selezionare la punta della sonda da 5 mm, avvitarla al pistone in basso al centro dell'attuatore (all'interno del cilindro più grande) e serrare delicatamente la sonda senza applicare una forza eccessiva. Stringere nuovamente la punta tra gli impatti (vedere Figura 1B).
    2. Prima di accendere il dispositivo di ricostruzione, assicurarsi che l'interruttore Estend/Retract sia posizionato in posizione Center Off. Quindi, collegare il cavo sull'attuatore al jack sul pannello anteriore della scatola di controllo del dispositivo d'urto e il cavo del sensore al jack sul pannello anteriore. Quindi, accendere l'interruttore di alimentazione sul pannello posteriore (vedere la Figura 1D).
      NOTA: l'interruttore a levetta Estend/Retract deve rimanere in posizione centrale Off quando non è in uso.
    3. Impostare la velocità d'impatto ruotando la manopola grande sul lato sinistro della scatola di controllo fino a quando sul display appare una velocità d'impatto di 5,0 ± 0,2 m/s (vedere la Figura 1D).
    4. Impostare il contatore di permanenza su 100 ms ruotando i quadranti fino a quando il dwell non legge 0,01 (vedere la Figura 1D).
      NOTA: la permanenza è il tempo di contatto prima che si verifichi la retrazione automatica.
    5. Posizionare l'attuatore del dispositivo d'urto su un impacco di ghiaccio per evitare che il cilindro di plastica si espanda, bloccando il cilindro in posizione, impedendo il movimento del cilindro e l'erogazione di impatti futuri (vedere Figura 1E).
  3. Preparare il mouse per la chirurgia.
    1. Ispezionare visivamente il topo prima dell'intervento chirurgico ed eliminare il topo dallo studio se si osserva una delle seguenti condizioni: cattive condizioni del mantello, letargia o scarso peso (<20 g) per un topo di 4 mesi.
    2. Anestetizzare il topo con isoflurano al 4% -5% in ossigeno al 100% utilizzando una camera di induzione posta su una piastra riscaldante per 1-2 minuti.
    3. Rasare la pelliccia dal sito operativo usando un tagliacapelli elettrico.
    4. Pulire la testa con tamponi sterili per la preparazione all'alcool e applicare un anestetico topico sul cuoio capelluto rasato almeno 15 minuti prima dell'inizio dell'intervento.
    5. Riportare il topo in una gabbia di contenimento pulita prima dell'intervento. Iniziare l'intervento chirurgico dopo almeno 15 minuti di applicazione topica dell'anestetico (tempo di induzione).
      NOTA: Il tempo per l'anestesia potrebbe variare a seconda dell'anestetico utilizzato nella procedura.
  4. Verificare ancora una volta che la cornice stereotassica, il dispositivo d'urto e il display stereotassico digitale (vedere la Figura 1F) siano pronti per l'uso.
  5. Riportare il mouse nella camera di induzione dell'isoflurano con isoflurano al 4%-5% in ossigeno al 100% per circa 3 minuti.
  6. Fissare il mouse nella fase di testa.

3. Procedura chirurgica

  1. Fissare il mouse nella struttura stereotassica utilizzando barre auricolari coniche in resina acetalica leggera, una barra del morso e una maschera per anestesia del topo (vedere Figura 1G,H). Il gas isoflurano viene erogato al 2%-3% nell'aria ambiente a 100-200 ml/min. Monitorare attentamente la respirazione del mouse per garantire la profondità dell'anestesia e regolare il livello di gas secondo necessità.
  2. Applicare lubrificante per gli occhi sterile sugli occhi per prevenire l'essiccazione corneale.
  3. Sterilizzare il cuoio capelluto con tamponi di povidone-iodio e tamponi sterili di alcool tre volte.
  4. Assicurati che il mouse sia profondamente anestetizzato verificando la mancanza di una risposta al pizzico del piede.
  5. Praticare un'incisione del cuoio capelluto della linea mediana di circa 1 cm tra gli occhi e il collo usando un bisturi, esponendo il cranio (vedi Figura 1I).
  6. Lasciare asciugare il cranio per 1-2 minuti.
  7. Identificare il bregma (il punto di intersezione delle suture coronale e sagittale) e lambda (l'intersezione delle suture sagittali e lambdoidi) (vedi Figura 1J).
    NOTA: Un atlante del cervello del topo potrebbe essere utilizzato come riferimento.
  8. Posizionare l'apparato di supporto della testa sotto la testa e gonfiare il bulbo con acqua fino a quando non preme contro il fondo della testa del topo ma non solleva la testa lontano dalla barra del morso.
    NOTA: Questo passaggio è essenziale per ridurre possibili problemi all'orecchio dal CHI. Qualsiasi animale con danni all'orecchio dalle barre auricolari, con conseguente rotolamento o sanguinamento, deve essere eliminato dallo studio e sottoposto a eutanasia.
  9. Spostare il dispositivo d'urto in posizione sopra la testa dell'animale.
  10. Estendere il dispositivo di simulazione posizionando l'interruttore a levetta Estendi /Retrazione (sulla casella di controllo del dispositivo di ricostruzione) su Estendi.
    NOTA: assicurarsi di verificare che la punta sia completamente estesa tirando verso il basso la punta.
  11. Allineare il dispositivo d'urto fino a centrarlo sul bregma (vedi Figura 1K).
  12. Reimpostare le coordinate x e y stereotassiche digitali nel lettore stereotassico su 0 (sul controllo touch screen)
  13. Allineare la sonda sul luogo dell'impatto spostando la sonda dal bregma alle coordinate target: mediale-laterale = 0,0 mm, antero-posteriore = −1,6 mm.
  14. Aggancia il sensore di contatto all'orecchio dell'animale.
    1. Abbassare lentamente la punta della sonda con la sonda estesa fino al primo contatto con la superficie. Fermati al segnale acustico.
    2. Reimpostare le coordinate z stereotassiche digitali nel lettore stereotassico su 0.
  15. Ispezionare attentamente se la punta è a filo con il cranio (piani mediale-laterale e anteriore-posteriore).
    NOTA: Il posizionamento della punta della sonda è il passo più cruciale di questo processo per prevenire fratture del cranio e danni all'orecchio.
  16. Ritrarre il dispositivo di simulazione posizionando l'interruttore a levetta sulla casella di controllo in posizione Retract. La punta si ritira e non ha più contatto con la testa dell'animale fino al momento dell'impatto.
  17. Impostare la profondità d'impatto regolando la profondità dorsale-ventrale a -1,2 mm.
    NOTA: la profondità dell'impatto influisce sulla gravità della lesione. La profondità deve essere titolata per diverse età, pesi e ceppi di topi alla gravità della lesione desiderata. Potrebbe essere necessario regolare/rititolare la profondità nel tempo per mantenere una gravità costante della lesione. La gravità può essere valutata neuropatologicamente: microglia e astrociti (IHC), e comportamentale: il labirinto d'acqua del braccio radiale e il test di evitamento attivo.
  18. Monitorare attentamente la respirazione del mouse per garantire la profondità dell'anestesia e regolare il livello del gas secondo necessità.
    NOTA: Spesso, la percentuale di gas isoflurano deve essere abbassata o spenta per 10-20 s prima dell'impatto. Osserva attentamente che la respirazione acceleri leggermente. Se la respirazione è troppo lenta al momento dell'impatto, l'animale può morire entro i primi 60 secondi dopo l'impatto da apnea. Ciò può essere evitato regolando la profondità dell'anestesia nei secondi precedenti l'impatto.
  19. Indurre l'impatto premendo l'interruttore a levetta destro per l'impatto. La punta della sonda scende alla velocità visualizzata, quindi rimane giù per il tempo di permanenza impostato e si ritrae.
    NOTA: i topi fittizi ricevono una manipolazione identica ai topi CHI, ma l'impatto non viene fornito.
  20. Avviare il timer immediatamente dopo l'impatto CHI per registrare i tempi di raddrizzamento (tempo per tornare dalla posizione laterale alla posizione prona) o avviare il timer quando il mouse viene rimosso dal frame stereotassico per i topi fittizi. Il tempo medio del riflesso raddrizzante è di 5-15 min.
    NOTA: I tempi del riflesso di raddrizzamento possono variare in base allo sforzo e all'età del mouse.
  21. Valutare i topi per fratture del cranio visibili, emorragie e apnea. Escludere i topi con una frattura del cranio depressa o emorragia visibile dallo studio.
    NOTA: Ci sono livelli graduati di fratture del cranio. Gli animali con fratture craniche decompresse, in cui l'osso preme in modo osservabile nel tessuto cerebrale, vengono eutanizzati (CO2 prima e decapitazione usata come metodo secondario). Se la punta del dispositivo d'urto è impostata correttamente, questi tipi di fratture del cranio sono estremamente rari. Se si verifica una frattura del cranio, la presentazione più comune è una piccola goccia di sangue sul cranio e una leggera sgrossatura tattile del cranio, spesso lungo la sutura che collega la punta posteriore dell'osso nasale. Questi topi sono noti come possibile frattura del cranio nei registri, ma non sono normalmente esclusi dallo studio.
  22. Rimuovere l'animale dalla cornice stereotassica.
  23. Chiudere il cuoio capelluto pinzando la pelle insieme.
    NOTA: Suture riassorbibili o non assorbibili potrebbero essere utilizzate per chiudere il cuoio capelluto in alternativa alle graffette.
  24. Applicare un triplo unguento antibiotico con un applicatore sterile con punta di cotone all'incisione chiusa.
  25. Riportare il mouse in una gabbia di contenimento pulita per il recupero. Metà della gabbia di recupero si trova su una piastra riscaldante (impostazione bassa), fornendo la possibilità di allontanarsi dal calore quando è sveglio e mantenendo la temperatura dell'animale mentre è incosciente (vedi Figura 1L).
    NOTA: il mouse è posizionato su un lato nella gabbia di recupero. Per evitare il soffocamento, mettere l'animale in una gabbia di recupero senza lettiera o su un fazzoletto se la lettiera è nella gabbia.
  26. Riportare l'interruttore a levetta Estend/Retract in posizione Center/Off .
    NOTA: la corrente continuerà a funzionare se l'interruttore viene lasciato in posizione di estensione o di ritrazione, causando il rigonfiamento del pistone. Il dispositivo di simulazione non sarà quindi funzionante fino a quando il pistone non si raffredda.
  27. Rimuovere il dispositivo di simulazione dal supporto e posizionarlo delicatamente sull'impacco di ghiaccio.
    NOTA: Mantenere il dispositivo d'urto su un impacco di ghiaccio aiuta a ridurre il potenziale gonfiore del dispositivo d'urto.
  28. Monitorare l'animale fino a quando non si verifica il riflesso di raddrizzamento e documentare il tempo fino al raddrizzamento (vedere Figura 1M).
    NOTA: il riflesso di raddrizzamento è definito come il momento in cui il mouse ritorna in posizione prona. La gabbia deve essere lasciata indisturbata; Il mouse potrebbe correggere se la gabbia viene toccata, spostata o esposta a alcuni rumori.
  29. Riportare i topi nella loro gabbia di casa quando sono svegli e vigili. Di solito, entro 1 ora dopo l'infortunio, gli animali sono pienamente coscienti e deambulanti. Inoltre, aggiungi del cibo umido sul fondo della gabbia.

4. Assistenza post-operatoria

  1. Monitorare gli animali per 5 giorni dopo l'intervento.
  2. Registra il loro peso e qualsiasi cambiamento fisico / comportamentale come la frequenza respiratoria (funzione respiratoria qualitativa), l'andatura, le condizioni del corpo e del pelo, mangiare, bere, defecare e minzione.
  3. Osservare il mouse per qualsiasi segno di disagio e la ferita chirurgica per gonfiore, essudati o bordi rossi, ordeiscenza. Contattare un veterinario se l'animale mostra segni di dolore e disagio (vocalizzazioni, non si muove, ipotermia, non beve o mangia).
  4. Rimuovere le graffette 7-10 giorni dopo l'intervento chirurgico in anestesia e su una piastra elettrica.
    NOTA: Se vengono utilizzati punti di sutura non assorbibili, devono essere rimossi 7-10 giorni dopo l'intervento chirurgico in anestesia.

5. Pulizia

  1. Pulire e sterilizzare l'area chirurgica e gli strumenti.
  2. Pulire la punta della sonda dopo ogni utilizzo e alla fine della giornata con tamponi per la preparazione dell'alcool.
    NOTA: Il dispositivo d'urto è calibrato in fabbrica e risulta stabile nel tempo e nell'uso. Non è necessaria alcuna calibrazione di routine. Tuttavia, il dispositivo d'urto e il telaio stereotassico devono essere ispezionati regolarmente. Inoltre, i perimetri degli endpoint del modello, come il raddrizzamento del tempo riflesso, la mortalità e la neuropatologia, dovrebbero essere monitorati per valutare la possibile deriva sperimentale.

6. Criteri di esclusione

  1. Escludere gli animali prima dell'intervento chirurgico con cattive condizioni di salute, come scarso peso <20 g per un topo di 4 mesi, letargia e cattive condizioni del mantello.
  2. Escludere gli animali con complicazioni durante l'intervento chirurgico come una frattura del cranio depressa, un'emorragia visibile correlata alla chirurgia o sanguinamento dell'orecchio.
  3. Escludere dallo studio gli animali con i seguenti sintomi post-chirurgici: incapacità di mangiare e / o di muoversi normalmente, vocalizzazioni insolite, perdita di peso o incapacità della ferita di guarire normalmente dopo l'intervento chirurgico.
    NOTA: questo modello potrebbe essere utilizzato come modello ripetitivo di trauma cranico lieve. Se i topi ricevono il secondo intervento chirurgico a 24 ore di distanza dal primo, le graffette o la sutura potrebbero essere rimosse e la stessa incisione potrebbe essere utilizzata per esporre il cranio. Una nuova incisione deve essere fatta se trascorre un tempo più lungo tra gli interventi chirurgici.

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Results

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Questo dispositivo di impatto elettromagnetico stereotassico è versatile. Viene utilizzato sia per un impatto corticale controllato a cranio aperto (CCI) o per un intervento chirurgico di trauma cranico chiuso (CHI). Inoltre, la gravità della lesione può essere modulata modificando i parametri della lesione come la velocità dell'impatto, il tempo di permanenza, la profondità dell'impatto, la punta del dispositivo d'urto e l'obiettivo della lesione. Qui è descritto un intervento chirurgico CHI utilizzando un impattatore d...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diversi passaggi sono coinvolti nella ricreazione di un modello di lesione coerente utilizzando il modello descritto. In primo luogo, è fondamentale fissare correttamente l'animale nella cornice stereotassica. La testa dell'animale non dovrebbe essere in grado di muoversi lateralmente e il cranio dovrebbe essere completamente piatto con bregma e lambda che leggono le stesse coordinate. Posizionare correttamente le barre auricolari è l'aspetto più difficile di questo intervento chirurgico, e questo può essere appreso solo...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato supportato in parte dal National Institutes of Health con i numeri di premio R01NS120882, RF1NS119165 e R01NS103785 e il numero di premio del Dipartimento della Difesa AZ190017. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta le opinioni ufficiali del National Institutes of Health o del Dipartimento della Difesa.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Applicatore Autoclip da 9 mmBraintree scientificACS- APLSurgery
Dispositivo di rimozione Autoclip da 9 mmBraintree scientificACS- RMVSurgery
Autoclip da 9 mm, Confezione da 1.000 clipBraintree scientificACS- CSSurgery (Staples)
Software Aperio ImageScope Leica BioSystemsNA IHC
BladeFLASK Blade RemoverFisher Scientific22-444-275Chirurgia
Applicatore di punte in cotoneVWR89031-270Chirurgia
Cornice stereotassica digitale del mouseStoelting51730DChirurgia
Dumont #7 PinzeRobozRS-5047Chirurgia
Barre auricolariStoelting51649Chirurgia
EthoVision XT 11.0 Noldus Information TechnologyNARAWM 
Fiber-LiteDolan-Jeffer IndustriesUN16103-DGChirurgia
Fisherbrand Lampadina per piccole pipetteFisher Scientific03-448-21Apparato di supporto per la testa
Gemini Avoidance SystemSan Diego InstrumentsNACuscinetto riscaldante per evitamento attivo
Sunbeam 732500000UPreparazione chirurgica
HRP capra coniugata anti-coniglio IgG Laboratori di ricerca immunologica Jackson111-065-144 IHC
Camera di induzioneKent ScientificVetFlo-0530XSPreparazione chirurgica
Isoflurano, USPCovetrusNDC: 11695-6777-2Chirurgia
Supporto per testa per anestesia gassosa di topoStoelting51609M
Chirurgia Neuropactor Impactor stereotassicoStrumenti per neuroscienzen/aChirurgia: Formalmente distribuito da Lecia come impact one
NexGen Mouse 500Allentown n/aPost-operatorio, gabbia di supporto
ParafilmBemisPM992Apparecchio di supporto per
la testa Peanut - Tagliacapelli professionaleWhal8655-200 Preparazione alla chirurgia
Soluzione di iodio povidone USP, 10% (p/v), 1% (p/v) disponibile Iodio, per laboratorioRicca3955-16Chirurgia
Puralube Vet Unguento, unguento oftalmico di petrolati, lubrificante oculare sterileDechra17033-211-38Chirurgia
Coniglio anti-GFAP DakoZ0334IHC
Coniglio anti-IBA1 Wako019-19741IHC
Labirinto d'acqua a braccio radiale a 8 bracciMazeEngineersn/aRAWM 
BilanciaOHAUS CS serieBAL-101Preparazione chirurgica
Bisturi Manico #7 Solido 6.25" RobozRS-9847Spray
Alcohol Prep Pads (alcol isopropilico 70% v/v)Fisher Brand22-363-750Preparazione chirurgica
Sistema di anestesia a basso flusso SumnoSuiteKentScientific SS-01Surgery
Siringa da 10 ml Chirurgia Luer-Lok TipBD Bard-Parker302995Apparecchio di supporto per la testa
TimerFisher Scientific6KED8Chirurgia
Crema anestetica topicaL.M.X 4NDC 0496-0882-15Preparazione alla chirurgia
Triplo unguento antibioticoMajorNDC 0904-0734-31post-operatorio
MasterFlex96410-16Apparecchio di supporto per la testa
Vaporizzatore Sistema di anestesia a canale singoloKent ScientificVetFlo-1210SPreparazione alla chirurgia
Tubo

References

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