Articolo metodologico

Trapianto tracheale intrapolmonare murino: un modello per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree dopo il trapianto di polmone

DOI:

10.3791/65953

⸱

10 novembre 2023

 ,  ,  , 
1Latner Thoracic Research Laboratories, Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network, 2Temerty Faculty of Medicine, University of Toronto

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il modello murino di trapianto tracheale intrapolmonare (IPTT) è utile per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree (OAD) dopo il trapianto di polmone. Offre approfondimenti sul comportamento immunologico e angiogenico polmonare specifico nell'obliterazione delle vie aeree dopo allotrapianto con elevata riproducibilità. Qui descriviamo la procedura IPTT e i suoi risultati attesi.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il trapianto tracheale intrapolmonare murino (IPTT) viene utilizzato come modello di malattia obliterante delle vie aeree (OAD) dopo trapianto di polmone. Inizialmente riportato dal nostro team, questo modello è stato utilizzato nello studio dell'OAD grazie alla sua elevata riproducibilità tecnica e all'idoneità per lo studio di comportamenti immunologici e interventi terapeutici.

Nel modello IPTT, un innesto tracheale di roditore viene inserito direttamente nel polmone del ricevente attraverso la pleura. Questo modello è distinto dal modello di trapianto tracheale eterotopico (HTT), in cui gli innesti vengono trapiantati in siti sottocutanei o omentali, e dal modello di trapianto tracheale ortotopico (OTT) in cui la trachea del donatore sostituisce la trachea del ricevente.

L'implementazione di successo del modello IPTT richiede competenze anestesiologiche e chirurgiche avanzate. Le abilità anestetiche includono l'intubazione endotracheale del ricevente, l'impostazione di parametri ventilatori appropriati e l'estubazione opportunamente programmata dopo il recupero dall'anestesia. Le competenze chirurgiche sono essenziali per il posizionamento preciso dell'innesto all'interno del polmone e per garantire un'efficace sigillatura della pleura viscerale per prevenire perdite d'aria e sanguinamento. In generale, il processo di apprendimento dura circa 2 mesi.

A differenza dei modelli HTT e OTT, nel modello IPTT, le vie aeree allotrapianto sviluppano l'obliterazione delle vie aeree nel microambiente polmonare pertinente. Ciò consente ai ricercatori di studiare i processi immunologici e angiogenici specifici del polmone coinvolti nell'obliterazione delle vie aeree dopo il trapianto di polmone. Inoltre, questo modello è anche unico in quanto presenta organi linfoidi terziari (TLO), che si osservano anche negli allotrapianti polmonari umani. I TLO sono costituiti da popolazioni di cellule T e B e caratterizzati dalla presenza di venule endoteliali elevate che dirigono il reclutamento delle cellule immunitarie; pertanto, è probabile che svolgano un ruolo cruciale nell'accettazione e nel rigetto del trapianto. Concludiamo che il modello IPTT è uno strumento utile per studiare le vie immunitarie e profibrotiche intrapolmonari coinvolte nello sviluppo dell'obliterazione delle vie aeree nell'alloinnesto del trapianto di polmone.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il trapianto di polmone è stato stabilito come trattamento efficace per i pazienti con malattie respiratorie allo stadio terminale. Tuttavia, il tasso mediano di sopravvivenza per i pazienti sottoposti a trapianto di polmone umano è solo di circa 6 anni, con lo sviluppo di bronchiolite obliterante (OB), un tipo di malattia ostruttiva delle vie aeree (OAD), che è una delle principali cause di morte dopo il primo anno dopo il trapianto.

Diversi modelli animali sono stati utilizzati per studiare il meccanismo alla base dell'OAD. Uno di questi modelli è il trapianto tracheale eterotopico (HTT) modello2. In questo modello, gli innesti tracheali vengono impiantati nel tessuto sottocutaneo o nell'omento del ricevente. Si verifica la perdita indotta da ischemia delle cellule epiteliali dell'innesto tracheale, seguita da infiltrazione linfocitaria alloreattiva e apoptosi delle cellule epiteliali del donatore. I fibroblasti e i miofibroblasti migrano intorno alla trachea, producendo una matrice extracellulare. Infine, si verifica la completa obliterazione fibrosa del lume delle vie aeree. Il modello HTT è tecnicamente semplice, fornisce un ambiente in vivo e offre un'elevata riproducibilità.

Un altro modello per lo studio dell'OAD è il modello di trapianto tracheale ortotopico (OTT) di ratto, in cui gli innesti tracheali vengono interposti nella trachea del ricevente per mantenere la ventilazione fisiologica3. In questo modello, la deplezione indotta dall'ischemia delle cellule epiteliali del donatore provoca la loro sostituzione con cellule epiteliali riceventi all'interno della trachea, formando una via aerea non ostruita accompagnata da una moderata fibrosi. Sebbene questi modelli abbiano contribuito alla comprensione dell'obliterazione delle vie aeree dopo il trapianto di polmone, presentano limitazioni in termini di ricapitolazione del microambiente parenchimale polmonare.

Il nostro gruppo di ricerca ha introdotto il modello di trapianto tracheale intrapolmonare di ratto (IPTT), in cui gli innesti tracheali vengono impiantati nel polmone ricevente4 (Figura 1). Il modello IPTT mostra l'obliterazione fibrosa del lume delle vie aeree che si verifica all'interno del microambiente polmonare. Inoltre, è stato applicato con successo a topi che sono tecnicamente più impegnativi del ratto IPTT 5,6,7,8,9,10. Questo adattamento del modello IPTT murino ci ha permesso di approfondire gli intricati dettagli dell'ambiente immunologico polmonare dell'OAD dopo il trapianto di polmone utilizzando topi transgenici.

Il modello IPTT possiede alcune caratteristiche uniche. Uno è la neoangiogenesi, che è facilitata dalla circolazione polmonare e svolge un ruolo cruciale nell'obliterazione delle vie aeree 4,10. Inoltre, il modello IPTT presenta aggregati linfoidi, alcuni dei quali hanno venule endoteliali elevate che esprimono l'indirizzo del nodo periferico, indicando che si tratta di organi linfoidi terziari (TLO)7,8. I TLO assomigliano ai linfonodi e sono costituiti da cellule T, cellule B e, spesso, un centro germinativo accompagnato da cellule dendritiche follicolari11,12. I TLO sono stati riportati in varie malattie infiammatorie croniche, tra cui l'obliterazione delle vie aeree, rendendo il modello IPTT adatto per studiare il ruolo dei TLO nell'obliterazione delle vie aeree 7,8,11,12,13. Questo articolo presenta la metodologia del modello IPTT murino, con l'obiettivo di familiarizzare i ricercatori con questo modello e facilitare ulteriori indagini sull'obliterazione delle vie aeree dopo trapianto di polmone.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti gli animali sono stati trattati in conformità con le linee guida stabilite dal Canadian Council on Animal Care nella Guida alla cura e all'uso degli animali da esperimento. Il protocollo sperimentale è stato approvato dall'Animal Care Committee del Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network.

1. Chirurgia del donatore

NOTA: I topi BALB/c sono usati come esempio di donatori per l'esperimento. Tutte le procedure devono essere eseguite utilizzando una tecnica sterile.

  1. Prima della procedura, registrare il peso di ciascun mouse.
  2. Sopprimere il topo usando una camera di CO2 .
  3. Una volta confermata la morte, posiziona il topo in posizione supina e fissa gli arti con del nastro adesivo.
  4. Preparare l'area chirurgica sterilizzandola con alcol isopropilico al 70%.
    NOTA: Se necessario e come raccomandato dal comitato etico locale per gli animali, tagliare il pelo dal sito di incisione.
  5. Praticare un'incisione sulla linea mediana della pelle, partendo dal centro dell'addome e estendendosi fino alla regione cervicale anteriore.
  6. Accedi alla trachea ritraendo con cautela i cuscinetti adiposi, spostando lateralmente i muscoli della cinghia e separando la trachea dal tessuto connettivo circostante. Usa le pinze per creare spazio tra la trachea e l'esofago.
  7. Sollevare lo xifoide e tagliare il diaframma.
  8. Sollevare lo sterno, assicurando un percorso libero dallo sterno alla regione del collo inserendo un emostato. Blocca la gabbia toracica su entrambi i lati e taglia lo sterno, estendendosi attraverso i muscoli del collo.
  9. Rimuovere il timo e qualsiasi grasso o muscolo che ostruisce la trachea per esporre la biforcazione tracheale.
  10. Tagliare entrambi i bronchi principali e separare con cura le vie aeree dall'esofago.
  11. Tagliare la laringe e rimuoverla.
  12. Spruzzare la trachea sezionata con soluzione salina sterile o soluzione di conservazione con garza sterile imbevuta di soluzione salina sterile o di soluzione di conservazione e posizionarla su ghiaccio per preservarne la vitalità.

2. Intervento chirurgico del ricevente

NOTA: I topi C57BL/6 sono usati come esempio di riceventi per l'esperimento.

  1. Somministrare buprenorfina a rilascio prolungato per via sottocutanea alla dose di 1 mg/kg la mattina del giorno dell'intervento.
  2. Indurre l'anestesia in una camera di induzione utilizzando isoflurano al 5%.
  3. Una volta che il topo è leggermente anestetizzato, iniettare per via intraperitoneale un cocktail composto da (0,1 mg/g) di xilazina e (0,01 mg/g) di ketamina.
  4. Riportare il topo nella camera di induzione con il 2-3% di isoflurano mantenuto.
  5. Radere il pelo nel sito chirurgico. Inoltre, somministrare la bupivacaina come blocco di linea per via sottocutanea lungo il sito di insediamento pianificato alla dose di 7 mg/kg.
  6. Confermare l'assenza di risposta riflessa a un pizzicamento del dito prima dell'intubazione orotracheale. Intubare il topo per via orotracheale utilizzando un catetere endovenoso da 20 G e collegarlo a un ventilatore con un volume corrente di 500 μL, una frequenza respiratoria di 120 bpm, 100% di ossigeno e 2% di isoflurano. Utilizzare un supporto con una pinza applicata alla lingua, tenendo l'animale in posizione verticale con il collo esteso, per facilitare questa procedura.
  7. Attivare un termoforo e posizionare il mouse in posizione laterale destra sopra il pad, con la testa lontana dal chirurgo e la coda rivolta verso il chirurgo (Figura 2). Fissare gli arti con del nastro adesivo. Applicare un unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza durante l'anestesia.
  8. Strofinare l'area chirurgica con iodio povidone al 7,5%, sterilizzare con alcol isopropilico al 70% e strofinare nuovamente con iodio povidone al 10%. Applicare teli chirurgici sterili per coprire l'area chirurgica.
  9. Caricare la trachea del donatore in un catetere endovenoso da 16 G durante questo periodo (Figura 3C,D).
  10. Usa il bisturi per praticare un'incisione nella pelle del ricevente e cauterizzare il muscolo e il tessuto connettivo.
  11. Aprire il quinto o sesto spazio intercostale e tenere aperta la gabbia toracica utilizzando due divaricatori.
  12. Sezionare il legamento polmonare inferiore usando cotton fioc e forbici.
  13. Simulare la creazione del percorso per la trachea del donatore (Figura 3G,H).
  14. Fissare il tubo di deflusso del ventilatore occludendolo parzialmente con un rubinetto a tre vie per facilitare il gonfiaggio del polmone sinistro.
  15. Crea un percorso perforando il polmone sinistro con un ago da 20 G. Assicurarsi che la profondità della puntura sia approssimativamente equivalente alla lunghezza dell'alloinnesto tracheale. Selezionare il sito di puntura sul bordo del polmone (come indicato nella Figura 3I), assicurandosi che il percorso sia parallelo al piano del tavolo (come contrassegnato da un cerchio blu nella Figura 3J).
    NOTA: Un angolo di inserzione verso l'alto provocherà la penetrazione dello strato pleurico, mentre un angolo più profondo può portare a sanguinamento dai vasi principali (come contrassegnato dalle croci rosse nella Figura 3J).
  16. Inserire il catetere endovenoso da 16 G nel polmone sinistro ed estrudere la trachea del donatore nel polmone sinistro. Dopo l'inserimento dell'alloinnesto tracheale, rilasciare il rubinetto a tre vie per consentire un flusso espiratorio senza ostacoli attraverso il tubo di deflusso.
  17. Chiudere il sito di iniezione pleurica con una clip (Figura 3K,L). Posizionare la clip con precisione sul sito della puntura, con il bordo allineato in modo che corrisponda al contorno del bordo del polmone (indicato dal cerchio blu nella Figura 3L).
    NOTA: Una posizione errata per il sito di taglio può causare una sigillatura inefficace e perdite d'aria, mentre una profondità di taglio insufficiente può portare al distacco della clip dopo l'intervento chirurgico (come mostrato dalle croci rosse nella Figura 3L).
  18. Riempire la cavità toracica con soluzione salina e assorbire la soluzione salina con una garza.
  19. Rigonfiare il polmone sinistro e chiudere le costole utilizzando una tecnica di sutura corrente.
  20. Chiudere il muscolo e la pelle con punti di sutura interrotti.
  21. Somministrare meloxicam analgesico per via sottocutanea alla dose di 5 mg/kg al termine dell'intervento.
  22. Osservare il mouse ricevente finché non è attivo. Quindi, rimuovere il tubo tracheale e mettere il topo ricevente in una gabbia.
    NOTA: I topi riceventi devono essere alloggiati individualmente.
  23. Somministrare meloxicam (5 mg/kg) una volta al giorno tramite iniezione sottocutanea, a partire da 24 ore dopo l'intervento e continuare per 3 giorni dopo l'intervento.

3. Raccolta di campioni da topi riceventi

  1. Indurre l'anestesia in una camera di induzione utilizzando isoflurano al 5%.
  2. Confermare l'assenza di risposta riflessa al pizzicamento dell'alluce prima dell'intubazione orotracheale. Il metodo di intubazione e l'impostazione del respiratore sono gli stessi della chirurgia del ricevente.
  3. Posizionare il mouse in posizione supina e fissare gli arti.
  4. Preparare l'area chirurgica sterilizzandola con alcol isopropilico al 70%.
  5. Praticare un'incisione sulla linea mediana della pelle, partendo dal centro dell'addome e estendendosi fino alla regione cervicale anteriore.
  6. Dissanguare il topo attraverso la vena cava inferiore utilizzando una siringa da 1 ml collegata a un ago da 25 G, con conseguente eutanasia.
  7. Apri il torace e accedi alla trachea allo stesso modo di un topo donatore. Legare la trachea attorno al tubo di intubazione con seta 7-0.
  8. Rimuovi il timo, il grasso e i muscoli per esporre il cuore.
  9. Tagliare l'atrio sinistro, l'atrio destro e la vena cava inferiore. Perfondere i polmoni con 3 ml di soluzione fisiologica sterile attraverso il ventricolo destro.
  10. Per l'analisi istologica, gonfiare i polmoni con formalina al 10% tramite un tubo di intubazione.
  11. Estubare il tubo di ventilazione e legare la trachea con seta 7-0.
  12. Dividi la laringe e l'esofago. Tirarli in una direzione inferiore, quindi estrarre il blocco cardiaco e polmonare, mettendolo in formalina al 10%.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sulla base della nostra esperienza, la competenza in questo modello richiede in genere circa 2 mesi di formazione. Una volta raggiunta la competenza, le procedure del donatore richiedono in genere 15 minuti, mentre le procedure del ricevente richiedono circa 30 minuti. Il tasso di mortalità atteso per un operatore addestrato è dello 0%.

Nella Figura 4A, un allotrapianto tracheale mostra un'ostruzione completa con il tessuto fibroblastico e le cellule epiteliali so...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La procedura IPTT murina include passaggi critici. Per quanto riguarda l'anestesia, il primo passo cruciale è l'intubazione endotracheale. È essenziale tenere il topo ad un'altezza adeguata con le zampe sul tavolo per visualizzare le corde vocali e facilitare l'intubazione immediata. Inoltre, è necessaria un'attenta regolazione del volume respiratorio e della pressione positiva di fine espirazione (PEEP). In genere, un volume respiratorio di 500 μL e una PEEP di 2 cmH2O sono sufficienti per topi di peso 25-30 ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori di questo manoscritto non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori ringraziano Jerome Valero per la cura di questo manoscritto. La Figura 1 e la Figura 3I,J,L sono state create con BioRender.com.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
BALB/cJIl laboratorio Jackson8-10 settimane 25-30 gMaschio, donatore
BD 1 mL SiringaBecton Dickinson309659
BD PrecisionGlide Ago Aiguile BD
PrecisionGlide		Becton Dickinson305122
Bovie Change-A-Tip Deluxe ad alta temperaturaBovieDEL1
C57BL/6JIl laboratorio Jackson8-10 settimane 25-30 gMaschio, Ricevente
Dumont #5/45 ForcipeF· S· T11251-35
Ethicon Ligaclip Applicatori a clip multiple-EthiconLX107
Forcipe Graefe extra fineF· S· T11150-10
Glover Bulldog ClampIntegra320-127
Emostatici Halsted-MosquitoF· S· T13009-12
Clip di legatura in titanio Horizon Teleflex001201
Leica M651 Microscopio operatorio manuale per procedure microchirurgiche
Fissatore Magnetix con blocco a mollaCD+ LABSACD-001
Forbice microchirurgicaJarit277-051
Ventilatore perinatale per topi e ratti Modello 687Harvard55-0001
Perfadex PlusXVIVO19850
Punta divaricatrice smussata - 2,5 mmCD+ LABSACD-011
tavolo per piccoli animaliCD+ LABSACD-003
Surgipro Blue 24" CV-1 conico, unguentoCovidienVP702X
SystaneAlconn1444062
Sistema ElastomeroCD+ LABSACD-007
Terumo Surflo Catetere IV, 20 G x 1 inTerumo Medical CorporationSR-OX2025CA
VMT tavoloTop benson91803300
Leica a doppio braccio

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
  2. Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
  3. Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857(2000).
  4. Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
  5. Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
  6. Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
  7. Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467(2021).
  8. Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
  9. Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
  10. Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
  11. Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
  12. Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
  13. Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
  14. Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
  15. Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
  16. Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
  17. Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Allotrapianto trachealeobliterazione delle vie aereeallotrapianto polmonare cronicoorgani linfoidi terziaricomportamenti immunologiciobliterazione fibrosamodello di trapianto murino

Articoli correlati