Articolo metodologico

Un modello suino di insufficienza respiratoria acuta con un'infusione continua di acido oleico

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DOI:

10.3791/65963

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8 marzo 2024

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1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University, 3Department of Surgery, Vanderbilt University Medical Center

In questo articolo

Sommario

L'infusione continua di acido oleico nell'arteria polmonare di un maiale adulto anestetizzato induce un'insufficienza respiratoria acuta, consentendo una sperimentazione controllata durante lo spenso respiratorio acuto.

Abstract

Questo protocollo delinea un modello di distress respiratorio acuto che utilizza l'infusione di acido oleico somministrata centralmente nei suini dello Yorkshire. Prima della sperimentazione, ogni suino è stato sottoposto ad anestesia generale, intubazione endotracheale e ventilazione meccanica ed è stato dotato di cateteri di accesso vascolare centrale della vena giugulare bilaterale. L'acido oleico è stato somministrato attraverso un catetere arterioso polmonare dedicato a una velocità di 0,2 ml/kg/h. L'infusione è durata 60-120 minuti, inducendo distress respiratorio. Durante l'esperimento, sono stati monitorati vari parametri tra cui la frequenza cardiaca, la frequenza respiratoria, la pressione arteriosa, la pressione venosa centrale, la pressione dell'arteria polmonare, la pressione di incuneamento capillare polmonare, l'anidride carbonica di fine espirazione, le pressioni di picco delle vie aeree e le pressioni di plateau. Intorno ai 60 minuti, sono state osservate diminuzioni della pressione arteriosa parziale dell'ossigeno (PaO2) e della frazione di emoglobina satura di ossigeno (SpO2). Durante l'infusione si è verificata un'instabilità emodinamica periodica, accompagnata da aumenti acuti della pressione arteriosa polmonare. Dopo l'infusione, l'analisi istologica del parenchima polmonare ha rivelato cambiamenti indicativi di danno parenchimale e processi patologici acuti, confermando l'efficacia del modello nel simulare lo scompenso respiratorio acuto.

Introduzione

L'utilizzo di modelli suini nella ricerca traslazionale ha un'importanza significativa per far progredire la nostra comprensione della medicina umana1. I modelli suini, grazie alle loro somiglianze fisiologiche e anatomiche con l'uomo, forniscono una piattaforma preziosa per lo studio di malattie complesse e interventi terapeutici1. Nel contesto dell'insufficienza respiratoria acuta, i modelli suini offrono un'opportunità unica per indagare i meccanismi fisiopatologici, valutare le strategie di trattamento e valutare i potenziali interventi 1,2,3. La capacità di replicare aspetti chiave della fisiologia respiratoria umana e delle risposte a vari stimoli in modelli suini consente una valutazione completa delle modalità terapeutiche prima di passare agli studi sull'uomo 1,2,3. Questo paradigma di ricerca consente ai ricercatori di colmare il divario tra le indagini precliniche e l'applicazione clinica, facilitando lo sviluppo di nuove terapie e migliorando i risultati dei pazienti1. Pertanto, la creazione di un modello suino di insufficienza respiratoria acuta efficiente, efficace e riproducibile funge da strumento cruciale per far progredire la conoscenza delle malattie respiratorie e guidare lo sviluppo di interventi efficaci in medicina umana1.

Il distress respiratorio, una condizione medica critica, ha assistito a progressi limitati nella diagnosi e nella gestione negli ultimi tre decenni4. Le metriche di valutazione e triage attualmente impiegate, che includono i sintomi soggettivi, i risultati dell'esame fisico, la SpO2 e la frequenza respiratoria, spesso mostrano limitazioni nel rilevare le condizioni polmonari acute in una fase precoce 5,6,7. Questa inadeguatezza non solo ostacola un triage efficiente e l'allocazione delle risorse, ma non riesce nemmeno a fornire un monitoraggio efficace e quantitativo della progressione della malattia e della risposta al trattamento nei pazienti con malattie polmonari croniche. Il panorama emergente delle condizioni respiratorie croniche, come il long COVID, insieme all'onere delle insufficienze respiratorie acute sulle risorse ospedaliere, sottolinea l'urgente necessità di espandere la ricerca traslazionale e promuovere l'innovazione nella gestione delle malattie respiratorie.

L'infusione diretta di acido oleico nel flusso sanguigno di un maiale è stata riconosciuta come un metodo robusto per indurre distress respiratorio acuto8. L'acido oleico, un acido grasso monoinsaturo, ha dimostrato la capacità di innescare lesioni polmonari significative e compromettere la funzione respiratoria quando viene introdotto nella circolazione polmonare8. Dopo l'infusione, l'acido oleico provoca vasocostrizione, con conseguente aumento della pressione arteriosa polmonare e della resistenza, con conseguente alterazione dello scambio gassoso e dell'ossigenazione9. Inoltre, l'acido oleico favorisce l'attivazione delle vie infiammatorie, tra cui il rilascio di mediatori pro-infiammatori e il reclutamento di cellule immunitarie, che contribuiscono allo sviluppo di lesioni polmonari e distress respiratorio10. Tutto ciò si traduce in una grave ipossiemia, aumento della pressione arteriosa polmonare e accumulo di acqua polmonare extravascolare11. La valutazione istologica del parenchima polmonare ha dimostrato una lesione indistinguibile dal distress respiratorio acutoumano 9.

Questo articolo descrive in dettaglio un metodo che prevede la somministrazione diretta di acido oleico nell'arteria polmonare per indurre distress respiratorio acuto, evitando una grave compromissione emodinamica non trattabile. Si prevede che il metodo descritto sarà uno strumento prezioso per i futuri ricercatori che esploreranno i meccanismi fisiopatologici alla base dell'insufficienza respiratoria acuta e valuteranno potenziali interventi terapeutici e innovazioni.

Protocollo

Il protocollo ha ricevuto l'approvazione dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Vanderbilt University (protocollo M1800176-00) e ha aderito rigorosamente alle linee guida del National Institute of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. In questo esperimento sono stati utilizzati maiali Yorkshire maschi e femmine, del peso di circa 40-45 kg. Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali). La pratica attuale non prevede lo screening di eventuali condizioni mediche preesistenti nei suini acquisiti. Sebbene sia riconosciuto che questa pratica potrebbe potenzialmente interferire o mascherare i risultati desiderati, è considerata improbabile secondo il fornitore e questa limitazione è accettata.

1. Preparazione degli animali

  1. Anestesia e ventilazione
    1. Anestetizzare il maiale con iniezione intramuscolare di ketamina (2,2 mg/kg) / xilazina (2,2 mg/kg) / telazol (4,4 mg/kg) e posizionare l'animale in posizione supina (sdraiata) sul tavolo operatorio.
    2. Mantenere l'anestesia generale iniziando l'anestetico per inalazione, isoflurano all'1%.
    3. Esporre le corde vocali attraverso la bocca utilizzando un laringoscopio e intubare12 con un tubo endotracheale da 6,5 mm (vedi Tabella dei materiali). Gonfiare il bracciale della provetta con 3-5 ml di aria utilizzando una siringa senza ago inserito.
      NOTA: Eseguire immediatamente la capnografia con anidride carbonica (CO2) dopo l'incannulamento tracheale per garantire il corretto posizionamento del tubo e misurare la CO2 con la ventilazione indicando una ventilazione appropriata.
    4. Utilizzare un catetere endovenoso (IV) da 18 G a 24 G posizionato nella vena dell'orecchio centrale o marginale sul lato posteriore del padiglione auricolare per somministrare farmaci intraoperatori (se necessario) ed eutanasia al maiale.  Fissare il catetere endovenoso con nastro adesivo da 1 pollice.
    5. Impostare la ventilazione meccanica su impostazioni di ventilazione a volume controllato con un volume corrente di 8 ml/kg.
      NOTA: Il monitoraggio dell'anestesia viene condotto durante l'esperimento. I segni vitali, la risposta allo stimolo, la presenza/assenza di movimento, la lassità del tono della mandibola, i cambiamenti della frequenza cardiaca, la CO2 di fine espirazione e la variazione della frequenza respiratoria sono monitorati da un tecnico di laboratorio animale indipendente. Sulla base di queste valutazioni, vengono apportate modifiche alla dose di anestetico per via inalatoria. Viene eseguita la somministrazione analgesica di buprenorfina tramite bolo. Regolare la frequenza respiratoria sul ventilatore meccanico per mantenere una CO2 di fine espirazione di 35-40 mmHg per tutta la durata dell'esperimento.
  2. Incannulamento e monitoraggio
    1. Disinfettare l'intero collo anteriore con una soluzione scrub di clorexidina al 2%, seguita da uno spruzzo di soluzione di providone-iodio al 5%.
    2. Esporre chirurgicamente le vene giugulari interne ed esterne (IJ ed EJ) destra e sinistra e le arterie carotidi (CA) con un'incisione verticale, di circa 7-8 cm, immediatamente laterale alla trachea su entrambi i lati utilizzando una lama n. 23 allo sterno13.
      NOTA: Per l'accesso vascolare è stato scelto un approccio chirurgico di riduzione a causa delle sfide di una tecnica di Seldinger percutanea ecoguidata14 nei suini. La pelle dura e le dimensioni vascolari rendono più fattibile un approccio ridotto. I vasi cervicali sono preferiti per i cateteri arteriosi polmonari bilaterali (PAC), sebbene l'accesso femorale sia un'opzione. La scelta della vena giugulare (IJ o EJ) è a discrezione del proceduralist. Chiunque abbia il diametro maggiore può essere incannulato e utilizzato per il cateterismo cardiaco.
    3. Sezionare i muscoli e il tratto della cinghia secondo necessità utilizzando le forbici per tessuti Kelly e i divaricatori Lahey13 (vedere la Tabella dei materiali).
    4. Dopo l'esposizione, posizionare due cannule da 8,5 Fr e due PAC utilizzando la tecnica di Seldinger14.
      NOTA: Il catetere della vena giugulare destra e il PAC sono dedicati alla somministrazione del volume e al monitoraggio emodinamico. Per la somministrazione dell'acido oleico vengono utilizzati il catetere della vena giugulare sinistra e il corrispondente PAC. Il posizionamento del doppio PAC è confermato mediante fluoroscopia.
    5. Utilizzando la tecnica di Seldinger, posizionare una linea arteriosa nel CA destro per il monitoraggio invasivo della pressione sanguigna durante l'esperimento.
    6. Collegare tutte le apparecchiature di monitoraggio desiderate. Monitora la frequenza cardiaca (FC) con gli elettrocateteri di telemetria. Monitorare la pressione arteriosa sistolica (SBP), la pressione arteriosa diastolica (DBP) e la pressione arteriosa media (MAP) collegando un trasduttore di pressione al catetere CA. Monitora la pressione arteriosa polmonare media (MPAP) e la pressione venosa centrale (CVP) utilizzando un trasduttore di pressione/sistema amplificatore indipendente.
      NOTA: Calcolare la pressione del polso come differenza tra SBP e DBP e la variabilità della pressione del polso (PPV) calcolando la differenza tra la pressione del polso di picco all'inspirazione e l'espirazione durante il ciclo respiratorio. Eseguire la termodiluizione della gittata cardiaca (CO) utilizzando la calibrazione della temperatura/volume del volume specifica del dispositivo. Per ottenere una pressione di incuneamento capillare polmonare (PCWP), gonfiare il palloncino PAC con 1,5 mL di aria, far avanzare il catetere fino alla visualizzazione di entrambe le onde "v" e "a", che rappresentano un flusso sanguigno limitato da destra a sinistra, e registrare la PCWP come valore di pressione dell'onda "a" alla fine dell'espirazione16.
    7. Per monitorare la produzione di urina, posizionare un catetere di Foley (vedi Tabella dei materiali) nell'uretra del maiale. Per i suini maschi è necessario il cateterismo sovrapubico chirurgico17.
    8. Somministrare cristalloidi (PlasmaLyte, vedere la Tabella dei materiali) a una velocità di 100 mL per 10 minuti per ottenere una PCWP di 8-12 mmHg (euvolemia) prima di iniziare l'assunzione di acido oleico. Controllare la PCWP ogni 100 mL fino a raggiungere i 10 mmHg.

2. Infuso di acido oleico

  1. Preparazione dell'acido oleico
    1. Preparare la soluzione di acido oleico (16%) combinando 16 mL di acido oleico con 84 mL di soluzione fisiologica normale.
      NOTA: Maneggiare l'acido oleico con cura, assicurandosi che il personale indossi guanti, occhiali di sicurezza e maschere protettive per evitare il contatto diretto con la pelle, l'inalazione o l'esposizione agli occhi. È necessaria un'agitazione frequente per prevenire la separazione e se si verifica la separazione può essere aggiunto dimetilsolfossido di rame.
    2. Adescare la soluzione di acido oleico in una linea di fluido EV e collegarla alla porta distale del catetere dell'arteria polmonare giugulare sinistra (vedere la Tabella dei materiali).
  2. Iniziazione dell'acido oleico
    1. Iniziare l'infusione di acido oleico a una velocità di 0,2 ml/kg/h, segnando l'ora di inizio ufficiale 18,19,20 (Figura 1).
      NOTA: Confermare il monitoraggio emodinamico e il posizionamento del catetere prima di iniziare l'infusione di acido oleico. Tecniche come la fluoroscopia o l'ecocardiografia transtoracica possono garantire un posizionamento corretto21,22.
    2. Subito dopo l'avvio dell'acido oleico, impostare il ventilatore in modo da simulare le condizioni dell'aria ambiente (FiO2 = 21%, PEEP = 0 cm H2O).
  3. Monitoraggio emodinamico e respiratorio durante l'infusione di acido oleico
    1. Monitorare continuamente la frequenza cardiaca (HR), la frazione di emoglobina satura di ossigeno (SpO2), la frequenza respiratoria (RR), l'anidride carbonica di fine espirazione (ETCO2), la pressione venosa centrale (CVP), la pressione arteriosa sistolica (SBP), la pressione arteriosa diastolica (DBP), la pressione arteriosa media (MAP), la variabilità della pressione del polso (PPV) e la pressione arteriosa polmonare media (MPAP).
      1. Misurare la pressione parziale arteriosa dell'ossigeno (PaO2), il pH, il lattato, l'eccesso basale, la gittata cardiaca (CO) e la pressione di incuneamento capillare polmonare (PCWP) ogni 30 minuti nei primi 60-90 minuti e successivamente ogni 15 minuti fino al sacrificio (Figura 1). Registrare contemporaneamente la pressione di picco delle vie aeree e la pressione di plateau nello stesso momento in cui viene misurata la PaO2 .
        NOTA: I valori iniziali tipici per le variabili monitorate in continuo sono rispettivamente 95%-100%, 15-20 respiri al minuto, 25-35 mmHg, 70-80 mmHg, 40-50 mmHg, 55-65 mmHg, 1%-4% e 10-20 mmHg. I valori iniziali per le variabili intermittenti sono rispettivamente 10 mmHg, 7,4, 0-2 mg/dL, -2 +2 mEq/L, >5 L/min e 8-10 mmHg.
    2. Si consideri l'esperimento completato una volta che la PaOarteriosa 2/frazione di O2 inspirata (P/F) è inferiore a <10023.
      NOTA: A questo punto, l'animale può essere soppresso (vedi sotto) e, se necessario, possono essere ottenuti campioni di patologia polmonare (Figura 2).

3. Analisi della forma d'onda venosa e procedura di gestione del ventilatore

  1. Analisi della forma d'onda venosa respiratoria non invasiva
    - Indice respiratorio (RIVA-RI)
    NOTA: Il nostro team di ricerca utilizza questo modello per studiare i cambiamenti nelle forme d'onda venose durante il distress respiratorio. Le forme d'onda venose periferiche vengono catturate in modo non invasivo nella parte superiore del braccio di un maiale utilizzando un sensore piezoelettrico (vedi Tabella dei materiali). L'elaborazione e l'amplificazione del segnale sono necessarie per l'analisi di queste forme d'onda a bassa ampiezza. La trasformazione di Fourier viene quindi applicata per presentare i dati nel dominio della frequenza, rivelando una forma d'onda a bassa ampiezza a circa 0,2 Hz (definita "fR0") corrispondente alla respirazione. Questa ipotesi suggerisce che questa onda derivi dalla propagazione retrograda della pressione intratoracica negativa durante l'inspirazione dall'atrio destro/vena cava in tutto il sistema venoso. I contributi ponderati delle ampiezze del segnale respiratorio (fR0) possono essere normalizzati raziometricamente per confrontare i dati su una scala comune e migliorare le prestazioni, e all'ampiezza della frequenza della frequenza del polso (f0) per produrre un RIVA-RI7.
    1. Posizionare il piezoelettrodo sul plesso venoso dell'arto superiore anteriore, immediatamente prossimale al gomito.
      NOTA: Garantire le capacità di registrazione e caricamento con il dispositivo piezoelettrodo. Esempi di precedenti prototipi di registrazione possono essere trovati nella letteratura di riferimento 7,24,25,26,27.
    2. Inizia a registrare le forme d'onda venose con il software LabChart (vedi Tabella dei materiali) ogni volta che le forme d'onda venose sono desiderate durante la sperimentazione.
  2. Eutanasia
    1. Confermare il mantenimento dell'isoflurano all'1%.
    2. Indurre l'arresto cardiaco mediante iniezione endovenosa di pentobarbital sodico (125 mg/kg) (seguendo protocolli istituzionalmente approvati).
    3. Confermare la mancanza di parametri vitali dopo l'iniezione per verificare la morte.

Risultati

I dati pilota dei primi suini singoli dimostrano un aumento di RIVA-RI prima dei cambiamenti in altre misure di monitoraggio respiratorio (RR e SpO2), in linea con i cambiamenti in PaO2 (Figura 3). Il calo di PaO2 è il risultato "positivo" che questo modello intende raggiungere. I dati preliminari mostrano anche che la RIVA-RI aumenta e la PaO2 diminuisce con la progressione della malattia a partire dai 30 minuti (Figura 3; freccia rossa). La PaO2 è il parametro emodinamico di maggior interesse nell'ambito del monitoraggio della condizione respiratoria, secondario al fatto che riflette l'equilibrio tra l'erogazione e il consumo di ossigeno, indipendentemente dallo stato clinico di un paziente28,29. Favorisce inoltre la diagnosi di distress respiratorio acuto e l'attuazione di trattamenti30. Entrambi i valori sono cambiati ben prima della diminuzione della SpO2 nel modello suino, che è stata ritardata al segno31 di 60 minuti (Figura 3). I dati preliminari supportano anche la limitazione precedentemente riportata nell'uso singolare di SpO2 come indicatore clinico della gravità della malattia polmonare 29,32,33,34. Questi dati supportano che questo modello descritto ha successo nel raggiungere un'insufficienza respiratoria acuta utilizzando la somministrazione di acido oleico direttamente attraverso un PAC.

Oltre a raggiungere con successo l'insufficienza respiratoria acuta utilizzando le definizioni di scambio gassoso, la valutazione istologica del tessuto polmonare suino 5,6 (fissato in formalina, incluso in paraffina e colorato con ematossilina ed eosina) dopo il raggiungimento con successo del distress respiratorio ha dimostrato cambiamenti coerenti con il distress respiratorio acuto umano (Figura 2). Ciò supporta la precedente letteratura sull'uso dell'acido oleico per il distress respiratorio acuto9.

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Figura 1: Cronologia di uno studio sul distress respiratorio acuto suino nei suini dello Yorkshire. I valori RIVA-RI, i dati emodinamici (frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, pressione sanguigna, SpO2, pressione arteriosa polmonare, pressione di incuneamento capillare polmonare, pressione venosa centrale, pressione pleurica, pressione di plateau e pressione di picco) e l'emogasanalisi arteriosa (PaO2, PaCO2, lattato, eccesso di base e pH) sono stati ottenuti ogni 30 minuti per le prime 1,5 ore e poi ogni 15 minuti fino al sacrificio. Il protocollo di ventilazione meccanica della rete clinica NHLBI ARDS verrà avviato quando il rapporto P/F è <100. Le regolazioni del ventilatore seguiranno questo protocollo con ossigenazione obiettivo di PaO2 55-80 mmHg o SpO2 88%-95%. Prima di qualsiasi escalation di FiO2 e/o PEEP, si verificherà un minimo di 2 minuti per l'acquisizione della forma d'onda venosa. Abbreviazioni: ABG = emogasanalisi arteriosa; RIVA = Analisi della forma d'onda venosa respiratoria non invasiva; min = minuto; PaO2 = pressione parziale dell'ossigeno; PaCO2 = pressione parziale dell'anidride carbonica; mL = millimetro; kg = chilogrammo; h = ora; FiO2 = frazione di ossigeno inspirato; PEEP = pressione positiva di fine espirazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 2: Istologia dell'infusione di acido oleico nel polmone suino con PaO2/FiO2 <100. Le alterazioni istologiche del tessuto polmonare suino convalidano questo modello di acido oleico con dimostrazione di setti alveolari espansi alveolari mediante tessuto fibroso dall'aspetto mixoide, iperplasia pneumocitaria e infiltrazione linfocitaria (frecce rosse) - risultati classici di distress respiratorio acuto. Barra della scala = 500 μm; parte ingrandita = 100 μm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 3: Relazione grafica tra RIVA-RI e PaO2 e SpO2 nel tempo dell'infusione di acido oleico in un modello suino di un suino. Poiché il distress respiratorio acuto è indotto attraverso l'infusione diretta di acido oleico nell'arteria polmonare, la RIVA-RI aumenta al diminuire di PaO2 (A) e SpO2 (B). Quando RIVA-RI è stato visualizzato nello spettro dei colori (C) durante l'intero corso dell'infusione di acido oleico, è stato osservato un aumento del valore RIVA-RI dopo 40 minuti di infusione e un aumento durante lo sviluppo di distress respiratorio. Le frecce rosse indicano il punto a 30 minuti in cui RIVA-RI e PaO2 hanno iniziato a cambiare, ma SpO2 è rimasto lo stesso. Abbreviazioni = RIVA-RI = Indice respiratorio non invasivo della forma d'onda venosa, PaO2 = pressione parziale dell'ossigeno, SpO2 = saturazione dell'emoglobina dell'ossigeno, min= minuti. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

L'elemento chiave di questo protocollo è quello di monitorare attentamente la condizione emodinamica del suino durante la somministrazione di acido oleico per indurre distress respiratorio15. È della massima importanza che i ricercatori si prendano il tempo necessario per posizionare correttamente i dispositivi di monitoraggio emodinamico. Uno svantaggio specifico di questo modello è la potenziale instabilità emodinamica che può insorgere a causa di infiammazione e lesioni al sistema vascolare respiratorio 8,10,18. Sebbene la somministrazione diretta di acido oleico nell'arteria polmonare porti a una minore instabilità rispetto alla sua somministrazione alla giunzione giugulare/atriale, la possibilità di tale instabilità dovrebbe comunque essere riconosciuta. In genere, circa 45-60 minuti dopo l'inizio della procedura, si verifica un aumento significativo dell'MPAP. Pertanto, potrebbe essere necessario fornire un supporto emodinamico per ottenere l'insufficienza respiratoria nei suini. Normalmente, la somministrazione di 50-70 mcg di noradrenalina e/o 10-30 mcg di epinefrina per SBP inferiore a 60 mmHg e/o HR inferiore a 50 bpm correggerà il deterioramento emodinamico e consentirà la continuazione dell'esperimento. Lo sviluppo di instabilità emodinamica è stato identificato come il limite principale di questo modello.

Un'altra limitazione di questo modello è la durata richiesta per l'esperimento. Sulla base dell'esperienza precedente, in genere ci vogliono in media 60 minuti perché si manifestino i primi segni di distress respiratorio. Nella maggior parte dei casi, la PaO2 continua a diminuire; tuttavia, ci sono stati casi isolati in cui si è verificata una qualche forma di presunto adattamento, che ha portato a un rimbalzo temporaneo della PaO2. Ad oggi, questo rimbalzo non è persistito per più di 30 minuti durante l'infusione di acido oleico in corso. È importante comprendere che l'uso dell'acido oleico è direttamente tossico per le cellule endoteliali e questa lesione è seguita da un aumento della permeabilità microvascolare polmonare e dello shunt intrapolmonare11. Per questo motivo, si ritiene che una somministrazione più diretta porti a una lesione polmonare più stabile e isolata e a un'insufficienza respiratoria acuta, l'obiettivo di questo protocollo.

Questo metodo è stato concepito sulla base della fusione di più segnalazioni utilizzando l'acido oleico per indurre distress respiratorio suino. Boker et. al. ha utilizzato il danno polmonare indotto dall'acido oleico per studiare i cambiamenti nella PaO2, la compliance polmonare e le citochine proinfiammatorie per confrontare la ventilazione meccanica utilizzando i bassi volumi correnti di ARDSnet20. Hanno usato un'infusione continua di acido oleico, ma hanno definito l'insufficienza respiratoria come una PaO2 inferiore o uguale a 65 mmHg per due misurazioni consecutive, a 5 minuti di distanza20. Hanno supportato la loro emodinamica con un'infusione continua di dopamina (5-12 μg/kg/min), titolata per controllare la MAP superiore a 50 mmHg20. Mutch et. AL.19 ha anche studiato le strategie di ventilazione meccanica dopo distress respiratorio acuto utilizzando un modello di acido oleico. Hanno inserito un catetere da 5 Fr nella vena femorale, ma il catetere terminava all'interno degli atri destri e l'acido oleico è stato somministrato a una velocità di 0,2 ml/kg/h19. La dopamina è stata utilizzata anche per il supporto emodinamico con obiettivi MAP di 60 mmHg19. L'insufficienza respiratoria è stata definita come una PaO2 uguale o inferiore a 60 mmHg per due misurazioni consecutive, a 5 minuti di distanza19. Esistono molteplici differenze tra il modello qui descritto e questi due esempi precedenti di utilizzo dell'acido oleico. In primo luogo, c'era un'evidente differenza nel mantenimento del controllo emodinamico. L'infusione vasoattiva profilattica non è stata desiderata e per questo protocollo è stata scelta una somministrazione più reattiva al primo segno di disagio emodinamico per risparmiare al maiale i farmaci vasoattivi se non necessari. Una seconda differenza è stata osservata nella somministrazione di acido oleico. Hanno scelto di somministrarli in modo più sistemico attraverso un catetere a lume singolo da 5 Fr che terminava a circa 1-2 cm sopra il diaframma attraverso la vena femorale ed è stata osservata una maggiore instabilità emodinamica con la somministrazione sistemica. Al contrario, è significativamente inferiore se somministrato direttamente nell'arteria polmonare attraverso un catetere arterioso polmonare dedicato.

Un altro metodo per indurre un danno polmonare acuto nei suini è stato descritto da Rissel et. al.11, dove hanno eseguito sia il lavaggio broncoalveolare che un'iniezione di acido oleico. Il loro metodo a doppio colpo provoca chiaramente gravi lesioni polmonari imitando i due elementi centrali del meccanismo patologico della sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS)11 e ha mostrato PaO2/FiO2 simili a 1 h mark11. Tuttavia, l'obiettivo descritto è quello di causare gravi lesioni polmonari nei suini, il che è adatto per studiare diverse opzioni di trattamento nell'ARDS11. L'obiettivo del protocollo descritto è quello di creare un'insufficienza respiratoria acuta isolata; Pertanto, l'aggiunta di un altro passaggio per garantire la deplezione del tensioattivo e il collasso alveolare non è stata ritenuta necessaria e non è stata eseguita fino ad oggi in questo modello descritto.

Alla luce della necessità di innovazione e ricerca nel campo delle malattie respiratorie, la creazione di un modello animale efficiente, affidabile e riproducibile è di fondamentale importanza. L'uso dell'acido oleico per indurre l'insufficienza respiratoria acuta è stato ampiamente studiato 8,10,11,18,19,20. Il presente rapporto fornisce un resoconto dettagliato dell'incannulamento, del monitoraggio emodinamico e delle strategie di somministrazione dell'acido oleico impiegate per indurre l'insufficienza respiratoria acuta nei suini adulti. Insieme alla letteratura esistente, questa descrizione completa del modello mira a facilitare l'indagine di ipotesi fondamentali nel campo da parte dei futuri scienziati.

Dichiarazioni

Un brevetto provvisorio sulla proprietà intellettuale associata all'analisi respiratoria non invasiva della forma d'onda venosa è stato depositato dagli autori (BA, CB e KH).

Ringraziamenti

Gli autori desiderano ringraziare il Dr. José A. Diaz, Jamie Adcock, Mary Susan Fultz e il S.R. Light Laboratory presso il Vanderbilt University Medical Center per la loro assistenza e supporto. Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione del National Heart, Lung, and Blood Institute del National Institutes of Health (BA; R01HL148244). Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta necessariamente le opinioni ufficiali del National Institutes of Health.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1% IsofluranoPrimal, Boston, MA, USA26675-46-7https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl
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YaAtvfEALw_wcB
Catetere arteriosoMerit Medical, South Jordan, UT, USAMAK401MAK Mini Kit di accesso 4F
Pressione sanguigna AmpAD Strumenti, Colorado Springs, CO, USAFE117
https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp Catetere venoso centraleArrow International, Cleveland, OH, USAAK-09800Arrow-Flex da 8,5 Fr. x 4" (10 cm)
ADInstruments, Colorado Springs, CO, USAMLT0670https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Cannule venose a triplo stadio Edwards LifesciencesEdwards Life Sciences, Irvine, CATF293702https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&gad=1&
gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD3ARIsAIe
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TM4aAufGEALw_wcB
Kelly ForbiciMPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728104-5516https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
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