Articolo metodologico

Un modello di ustione suina per studiare il processo di guarigione nelle ferite da ustione di profondità multipla

DOI:

10.3791/66362

⸱

23 febbraio 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Vascularized Composite Allotransplantation Laboratory, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Shriners Children’s Boston, 3Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Rennes University, 4SITI Laboratory, UMR, INSERM, Université de Rennes, 5Center for Engineering in Medicine and Surgery, Department of Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 6Innovative Therapies in Haemostasis, INSERM UMR-S, University of Paris

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive un modello riproducibile di ustione multi-profondità in un minipig dello Yucatan.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La guarigione delle ferite da ustione è un processo complesso e lungo. Nonostante la vasta esperienza, i chirurghi plastici e le équipe specializzate nei centri ustionati devono ancora affrontare sfide significative. Tra queste sfide, l'estensione dei tessuti molli ustionati può evolvere nella fase iniziale, creando un delicato equilibrio tra trattamenti conservativi e rimozione necrosa del tessuto. Le ustioni termiche sono il tipo più comune e la profondità di combustione varia a seconda di molteplici parametri, come la temperatura e il tempo di esposizione. Anche la profondità dell'ustione varia nel tempo e l'aggravamento secondario della "zona d'ombra" rimane un fenomeno poco compreso. In risposta a queste sfide, sono stati studiati diversi trattamenti innovativi e altri sono in fase iniziale di sviluppo. Le nanoparticelle nelle moderne medicazioni per ferite e nella pelle artificiale sono esempi di queste terapie moderne ancora in fase di valutazione. Nel loro insieme, sia la diagnosi che i trattamenti delle ustioni necessitano di progressi sostanziali e i team di ricerca hanno bisogno di un modello affidabile e pertinente per testare nuovi strumenti e terapie. Tra i modelli animali, i suini sono i più rilevanti a causa delle loro forti somiglianze nella struttura della pelle con gli esseri umani. Più specificamente, i maialini dello Yucatan mostrano caratteristiche interessanti come la pigmentazione della melanina e la crescita lenta, che consentono di studiare fototipi elevati e la guarigione a lungo termine. Questo articolo si propone di descrivere un protocollo affidabile e riproducibile per studiare le ferite da ustione multi-profondità nei minipig dello Yucatan, consentendo un follow-up a lungo termine e fornendo un modello rilevante per la diagnosi e gli studi terapeutici.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le ustioni sono un grave problema di salute pubblica e colpiscono più di 480.000 pazienti negli Stati Uniti ogni anno, secondo il National Burn Repository 1,2. Ciò porta a più di 50.000 ricoveri all'anno per casi complessi non fatali che richiedono cure approfondite2. Inoltre, le ustioni sono una causa fondamentale di mortalità e morbilità militare e sono responsabili del 10-30% delle vittime militari 3,4. La gestione delle ustioni è rimasta pressoché invariata per molto tempo, nonostante i suoi impatti immensi e diversificati sui pazienti, che vanno da quelli fisici a quelli psicologici ed emotivi.

La diagnosi iniziale e la valutazione delle lesioni da ustione portano a una classificazione di base in base al tipo di ustioni (prima, seconda e terza) o alla profondità del tessuto interessato (ustioni superficiali, a spessore parziale e profonde)6,7,8. Le ustioni a spessore parziale (di primo e secondo grado) coinvolgono l'epidermide e diverse profondità del derma (derma superficiale o profondo, cioè ustioni superficiali e profonde di secondo grado)9. In particolare, il danno alle appendici nel derma profondo esclude la possibilità di riepitelizzazione dall'epitelio annessiale10. Per definizione, le ustioni a tutto spessore raggiungono il grasso sottocutaneo, la fascia e/o il muscolo sottostante (ustioni di terzo grado) e talvolta l'osso (dette anche ustioni di quarto grado)11,12.

Dopo il ricovero in ospedale, i pazienti ustionati ricevono un'assistenza speciale che prevede una strategia che consiste in un delicato equilibrio tra lo sbrigliamento dei tessuti e la conservazione. I tessuti molli danneggiati e/o secondariamente infetti devono essere progressivamente rimossi fino a quando il tessuto sano non viene esposto, consentendo l'uso di medicazioni specifiche e innesti cutanei per migliorare il processo di guarigione 13,14,15,16. Tuttavia, è necessaria cautela durante l'intervento chirurgico per evitare la rimozione involontaria del tessuto in via di guarigione e ridurre le complicanze per un recupero ottimale. Biologicamente, le ustioni mostrano un'area necrotica centrale circondata da una zona "ombra" o "stasi", che indica un'ischemia potenzialmente reversibile. Quest'area può deteriorarsi, provocando un'estensione della zona di necrosi, o guarire invertendo il processo apoptotico17,18. Questa gravità variabile delle ustioni presenta sfide per i chirurghi da valutare con precisione, complicando l'equilibrio tra trattamenti conservativi ed escissione chirurgica19. Ad oggi, non è disponibile alcuno strumento efficiente per aiutare a caratterizzare questa "zona d'ombra" che precede la conversione della combustione. Lo sviluppo di tali strumenti è fondamentale per ottimizzare questo delicato equilibrio.

Diversi trattamenti sono stati testati per aiutare a ridurre la conversione dell'ustione secondaria. Tuttavia, nessuna terapia specifica è attualmente disponibile nella clinica18. Altri esempi di progressi nei trattamenti delle ustioni includono lo sviluppo di moderne medicazioni per ferite e nanomateriali20,21, pelle ingegnerizzata tissutale22,23 e nuovi approcci di coltura epidermica24,25. Inoltre, la moderna chirurgia ricostruttiva e i lembi fasciocutanei hanno migliorato la gestione dei postumi a lungo termine, in particolare le contratture da ustione a seguito di guarigione patologica delle aree di piega26,27. Questi progressi offrono prospettive promettenti per i pazienti ustionati, migliorando le loro strategie di trattamento e la qualità della vita, ma risultati recenti mostrano che l'impatto funzionale rimane ancora sostanziale, sia nella sfera fisica che in quella psicologica28. Nel complesso, la domanda di progressi innovativi sia nella diagnosi che nel trattamento delle ustioni è sostanziale.

Nel complesso, molti approcci mirano a migliorare la diagnosi, la gestione e il trattamento di casi di ustioni complessi e i ricercatori hanno bisogno di un modello riproducibile e pertinente per testare questi nuovi approcci. A causa della sua complessità biologica, che coinvolge diversi organi e reazioni sistemiche, nessun modello in vitro si è dimostrato rilevante per studiare il processo della ferita da ustione29. I modelli di roditori hanno mostrato importanti discrepanze con gli esseri umani a causa di importanti differenze nella biologia, nell'architettura della pelle, nell'elasticità e nella mancanza di aderenza alle strutture sottostanti29. Al contrario, il modello suino si è dimostrato rilevante a causa della somiglianza strutturale della pelle suina con la pelle umana 30,31,32. Si presenta con una vascolarizzazione, una composizione elastica delle fibre e tempi di rinnovamento simili. Inoltre, il follicolo pilifero e gli annessi apocrini consentono la riepitelizzazione isolata, come si può osservare nelle ustioni superficiali cliniche 33,34. Più specificamente, i modelli di minipig dello Yucatan forniscono caratteristiche interessanti, che li rendono rilevanti per lo studio della pelle pigmentata35 e risultati a lungo termine con cambiamenti fisici minimi36.

Lo scopo di questo articolo è quello di descrivere un modello affidabile di ustione multi-grado nei suini dello Yucatán, consentendo lo studio di diverse ustioni di secondo e terzo grado sullo stesso argomento. Ciò fornisce un modello rilevante e riproducibile per lo studio delle innovazioni diagnostiche e terapeutiche per la gestione delle ustioni. Inoltre, questo modello presenta diversi tipi e gravità di ustioni, un follow-up a lungo termine che consente lo studio della contrattura dell'ustione e della guarigione patologica e un comportamento differenziale della pelle pigmentata, che è noto per avere caratteristiche specifiche.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutto il lavoro sugli animali è stato eseguito in conformità con la lista di controllo ARRIVE (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments)37 ed è stato conforme al Massachusetts General Hospital Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) secondo il protocollo #2021N000271. Agli animali è stata fornita un'assistenza umanitaria, seguendo la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio38. Per questi esperimenti sono state utilizzate cinque femmine di maialino dello Yucatán da 30 kg. Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali).

1. Cure preoperatorie e anestesia

  1. Digiunare gli animali per 12 ore prima dell'anestesia generale.
  2. Iniziare l'anestesia con un'iniezione intramuscolare di 2-4 mg/kg di tiletamina cloridrato e zolazepam cloridrato e 1-2 mg/kg di xilazina, seguita da inalazione di isoflurano (2-3% in ossigeno) (vedi Tabella dei materiali) per mantenere l'anestesia durante la procedura.

2. Progettazione e randomizzazione delle ferite da ustione

  1. Al fine di studiare sia le ustioni parziali che quelle a tutto spessore con controlli negativi sullo stesso animale (nessuna variazione interindividuale), creare otto ferite sul dorso di ciascun maiale nella zona paravertebrale. Esegui tre ferite a tutto spessore, tre ferite a spessore parziale e due ferite di controllo.
  2. Numerare le ferite da 1 a 8 ed eseguire la randomizzazione per assegnare diversi gradi di ustione (spessore parziale, spessore completo, controllo) a diverse posizioni anatomiche sulla schiena.
    NOTA: La randomizzazione di ciascuna ferita (profondità e posizione) viene eseguita per migliorarne il significato: è noto che il derma di maiale varia in termini di spessore e composizione del collagene39. Pertanto, la randomizzazione su ciascun animale viene utilizzata per ridurre i potenziali pregiudizi.

3. Delimitazione della ferita del tatuaggio

NOTA: La prima procedura consiste nella creazione di tatuaggi circolari sul dorso del maiale al fine di localizzare e numerare le ferite randomizzate (Figura 1). Questo viene eseguito due giorni prima della procedura di ustione iniziale per consentire una migliore acclimatazione, ma può essere eseguito il giorno della procedura di ustione.

  1. Dopo l'anestesia (vedi Passaggio 1) e l'intubazione orotracheale in posizione supina40, posizionare il suino in posizione prona e posizionare cunei morbidi (lenzuola) sotto l'animale per il suo comfort e la sua stabilizzazione (sotto gli arti anteriori, l'area ombelicale e gli arti posteriori)41. Posizionare una coperta riscaldante ad aria forzata sulla testa e sul collo dell'animale per mantenere una temperatura corporea adeguata.
  2. Posiziona una linea retta centralmente sul dorso del maiale per consentire la simmetrizzazione dei disegni.
  3. Tracciare due linee verticali con una penna dermografica (vedi Tabella dei Materiali) su entrambi i lati della linea centrale, posta a 6,5 cm lateralmente da essa. Le due linee laterali serviranno per posizionare il centro dei cerchi.
  4. Disegna simmetricamente ogni coppia di cerchi di 4,5 cm di diametro, mantenendo una distanza minima di 4 cm tra due cerchi distinti (Figura 1A).
  5. Una volta terminati i disegni, eseguire una preparazione cutanea in un unico passaggio (povidone-iodio 7,5%) per diminuire la flora batterica cutanea.
  6. Esegui la procedura del tatuaggio42 degli otto cerchi di 4,5 cm utilizzando una macchinetta per tatuaggi ad ago, inchiostro nero sterile e un ago sterilizzato a 5 punte (vedi Tabella dei materiali). Il risultato finale è presentato nella Figura 1B.
  7. In caso di ritardo nella procedura di creazione dell'ustione, applicare un unguento triplo antibiotico sui tatuaggi e coprirlo con medicazioni adesive trasparenti.

4. Creazione di ferite da ustione e medicazione avanzata delle ferite

NOTA: Le ustioni verranno create ponendo il blocco di ottone a contatto con la pelle sul punto dedicato (randomizzazione) per 30 s (invariabile). La temperatura determinerà la profondità di combustione.

  1. Il giorno della procedura di ustione, una volta che l'animale è stato anestetizzato e posto in posizione prona come discusso nel passaggio 1, posizionare blocchi cilindrici di ottone in contenitori di acciaio inossidabile riempiti con perline di alluminio (vedi Tabella dei materiali). Posizionare i contenitori su una piastra riscaldante a temperatura controllata. Impostare una piastra riscaldante a 65 °C (per le ustioni a spessore parziale) e la seconda a 93 °C (per le ustioni a tutto spessore, Figura 2).
    NOTA: Il contenitore può essere mantenuto asciutto per evitare scottature (2-3 ore necessarie per raggiungere l'equilibrio termico) o riempito a metà con acqua (30 min per raggiungere l'equilibrio termico). Se si utilizza acqua, i blocchi di ottone devono essere accuratamente asciugati prima del passaggio 4.5 per evitare successive ustioni dovute a scottature.
  2. Inserire un termometro nel cilindro di ottone attraverso la sua apertura centrale per monitorare la sua temperatura interna e confermare la temperatura superficiale con una pistola termica. Se necessario, aumentare la temperatura della piastra riscaldante a 65 °C o 93 °C nel cilindro nonostante una minore dissipazione del calore.
    NOTA: Il foglio di alluminio può essere utilizzato per coprire il contenitore e ridurre ulteriormente la dissipazione del calore, raggiungendo la temperatura desiderata più velocemente.
  3. Parallelamente, posizionare l'animale in posizione prona per la procedura di bruciatura, simile alla procedura del tatuaggio (passaggio 3.1).
  4. Una volta che l'animale è pronto in posizione prona, preparare la pelle in tre passaggi (povidone-iodio 7,5%, soluzione salina 0,9%, essiccazione).
  5. Afferra il blocco di ottone con guanti resistenti al calore e posizionalo sul punto dedicato al tatuaggio, a seconda della randomizzazione. Avvia il timer non appena il blocco di ottone tocca la pelle. Fare attenzione a non applicare sulla pelle una pressione superiore al peso del blocco di ottone.
  6. Dopo 30 s, rimuovere il blocco di ottone dalla pelle e riporlo nell'apposito contenitore riscaldante. Monitorare la temperatura fino a raggiungere il bersaglio e ripetere la procedura per tutte le ferite.
  7. Eseguire una medicazione multistrato avanzata per garantire la stabilità della medicazione dopo che l'animale si è ripreso.
    1. Posizionare una garza impregnata di petrolio su ogni punto di ustione, compresi i controlli, e coprirla con una garza asciutta in tessuto non tessuto e una grande medicazione adesiva trasparente.
    2. Spruzzare una tintura di soluzione di benzoino sulla pelle circostante per una migliore aderenza delle medicazioni trasparenti alla pelle.
    3. Avvolgere l'animale in una medicazione adesiva autoaderente facendo attenzione a non stringerla eccessivamente (restrizione dei volumi polmonari).
    4. Completare la medicazione aggiungendo un ultimo strato di rasato tubolare (misura adattata all'animale) (vedi Tabella dei Materiali). In alternativa, potrebbero essere utilizzate giacche suine su misura se l'animale non è in grado di mantenere pulita la medicazione per tutta la durata dello studio
    5. Garantire una corretta analgesia posizionando un cerotto transdermico per oppioidi (fentanil) sul collo dell'animale dopo aver iniettato una singola dose di buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg, IM) e una singola dose di carprofene (2-4 mg/kg, IM).
    6. Dopo ogni anestesia, monitorare attentamente gli animali fino a 2 ore dopo il recupero. Se necessario, utilizzare un cuscinetto caldo e fornire cibo liberamente dopo aver raggiunto una posizione completamente eretta.

5. Escarotomia da ustione a tutto spessore

NOTA: Tra 1 e 3 giorni dopo l'intervento, gli animali riceveranno l'escissione chirurgica a tutto spessore dell'escara dopo le ustioni di terzo grado.

  1. Dopo una preparazione simile dell'animale, compresa l'anestesia, l'intubazione e il posizionamento dell'animale in posizione supina, preparare la pelle tramite la preparazione della pelle in tre fasi, eseguire il drappeggio sterile della schiena dell'animale.
  2. Eseguire biopsie con punzone da 4 mm (vedi Tabella dei materiali) sulla ferita per confermare il tipo di lesione.
  3. Eseguire l'escarotomia43,44 mediante un'incisione circolare dell'escara con una lama di bisturi sterile (n°15) fino a raggiungere il derma profondo.
  4. Afferrare saldamente un lato dell'escara con un paio di pinze sterili per tessuti Adson (con 2/1 denti) (vedi Tabella dei materiali) e agganciarla verso l'alto per rivelare il limite profondo dell'escara.
  5. Continuare l'escarotomia utilizzando la lama del bisturi rimanendo sullo stesso piano all'interno del derma profondo/fascia sottostante. Un derma sanguinante è considerato un segno di vitalità dei tessuti.
    1. Se un'arteriola viene tagliata durante il processo, eseguire una cauterizzazione minima utilizzando una pinza per coagulazione bipolare (vedi Tabella dei materiali). ATTENZIONE: Un'estesa cauterizzazione del letto della ferita creato può provocare una guarigione ritardata e deve essere rigorosamente evitata.
  6. Mettere una prima serie di guaze asciutti sul letto della ferita per 5 minuti per migliorare l'emostasi locale prima di posizionare la medicazione definitiva.
  7. Medicare le ferite in modo simile a come prima (passaggio 4.7), con l'aggiunta di diverse garze asciutte per riempire la cavità. Applicare gli stessi strati menzionati in precedenza: tintura spray al benzoino, medicazione adesiva trasparente, involucro autoadesivo, rasato tubolare.
  8. Fornire analgesia cambiando il cerotto transdermico oppioide e iniettando Caprofene (2-4 mg/kg, IM).

6. Medicazioni di follow-up

NOTA: Le medicazioni successive vengono eseguite ogni 2-7 giorni, a seconda del disegno del trattamento sperimentale e della tolleranza dell'animale. Le medicazioni delle ferite possono essere interrotte dopo 21 giorni per consentire la riepitelizzazione in un ambiente asciutto e migliorare la tolleranza dell'animale. In alternativa, se il gruppo di trattamento necessita di un ambiente umido o bagnato, le medicazioni possono essere prolungate fino alla fine dello studio. Il periodo di follow-up è stato prolungato fino a 10 settimane al fine di studiare sia i processi di guarigione acuti che quelli prolungati.

  1. Anestetizzare l'animale per un breve periodo e porlo in posizione supina con un cono nasale (isoflurano 2-5 L/min).
  2. Rimuovere le medicazioni precedenti e pulire le ferite utilizzando soluzione fisiologica sterile allo 0,9% e garza sterile.
  3. Applicare il trattamento sperimentale, se applicabile.
  4. Allo stesso modo, eseguire biopsie successive durante questa procedura, se necessario per lo studio. L'animale dovrebbe quindi ricevere farmaci antidolorifici come il carprofene (2-4 mg/kg, IM, effetto 24 ore).
  5. Coprire tutte le sedi delle ferite, comprese le ferite di controllo, con garze impregnate di petrolio o equivalenti, garze asciutte in tessuto non tessuto e medicazioni trasparenti adesive.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le figure 2A, B mostrano i risultati di ustioni multiple sul dorso di un maialino di Yucatàn. Le ferite (I) e (VII) sono ferite di controllo (37 °C). Ferite di secondo grado (II; III e VIII) si presentano con arrossamento intenso e vesciche. Al contrario, le ferite di terzo grado (IV; V; e VI) sono pallide e indurite alla palpazione. Va notato che la ferita VIII sembra intermedia tra il secondo e il terzo grado: ai fini di uno studio in corso, abbiamo aumentato il tempo di contatto a 45 s a 65 gradi. La Figura 2C mostra l'aspetto delle ferite dopo l'escarotomia il giorno 3 postoperatorio. È stata eseguita una vescictomia sulle ferite di secondo grado e sulle ferite di terzo grado è stata eseguita l'escissione "in blocco" del tessuto bruciato indurito, al fine di creare un letto di ferita vitale per la guarigione secondaria. Una cauterizzazione minima del plesso dermico è stata eseguita se l'emorragia non si è fermata spontaneamente. Le figure 2D-F mostrano l'aspetto delle ferite in momenti successivi (rispettivamente 2ª settimana, 3ª e 7ª settimana).

I risultati istologici sono mostrati nella Figura 3 (H&E, 5,5x e 20x). La cute di controllo (Figura 3A, B) mostra un'epidermide intatta (staffa blu), compreso uno strato corneo (freccia blu) aderente al resto del tessuto cutaneo. Il derma presenta eosinofilia omogenea di colore rosa pallido (collagene e fibre elastiche - asterisco rosso). Le ustioni di secondo grado (Figura 3D, E) rivelano la perdita dello strato corneo rispetto ai controlli (piano di scissione, corrispondente alle vesciche). Il derma superficiale mostra eosinofilia più forte e fessure/fratture all'interno delle strutture dermiche (frecce blu). I vasi sanguigni profondi sono preservati (freccia rossa). Le ustioni di terzo grado (Figura 3G, H) mostrano lesioni estese con aumento dell'eosinofilia del derma fino a gravi fratture dermiche (frecce blu), che raggiungono il derma profondo fino all'ipoderma (vacuità degli adipociti, asterisco verde). Infine, la colorazione tricromica (Figura 3C,F,I) consente una migliore valutazione del tessuto connettivo. Utilizza le differenze di colorabilità del collagene denaturato a caldo per mostrare la profondità di combustione. La Figura 3C mostra chiaramente le caratteristiche blu nel derma intatto della biopsia della ferita di controllo con lo strato epidermico superiore. Ciò è in contrasto con l'ustione di secondo grado (Figura 3F), in cui la perdita dell'epitelio è accompagnata dalla denaturazione del collagene nello strato superiore del derma (asterisco bianco). Infine, la ferita di terzo grado (Figura 3I) mostra la perdita dello strato epidermico con un'estesa colorazione rossa (freccia gialla) dello strato dermico, indicando la completa denaturazione del collagene in questo strato della pelle.

Diagramma sperimentale del modello di ustione; Blocco in ottone riscaldato per l'induzione controllata delle lesioni termiche.
Figura 1: Posizionamento della sala operatoria, configurazione del dispositivo di combustione e disegno dello studio. L'animale viene anestetizzato, intubato, ventilato e posto supino. Il blocco di ottone viene posto nel contenitore preriscaldato riempito con perline di alluminio +/- acqua. Un termometro è posizionato centralmente nel blocco di ottone per consentire il monitoraggio della temperatura interna. La temperatura mirata dipende dalla profondità di combustione mirata in base al disegno dello studio. Per provocare ustioni a spessore parziale, si consiglia un contatto di 30 s a 65 °C senza pressione aggiunta. Per le ustioni di terzo grado, si consiglia un contatto di 30 s a 93 °C senza pressione aggiunta. Le ustioni di secondo e terzo grado devono essere randomizzate per evitare distorsioni dovute allo spessore differenziale della pelle. La posizione della ferita pre-tatuata consente un facile monitoraggio di ogni ferita randomizzata durante il follow-up. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Grafico di progressione della guarigione delle ferite, diagramma delle biopsie cutanee circolari su diverse tonalità della pelle nel tempo.
Figura 2: Risultati rappresentativi degli aspetti della ferita a seguito di ustioni randomizzate multi-profondità in un maialino dello Yucatan. (A) La procedura del tatuaggio viene eseguita posizionandolo nella posizione di tutti gli 8 punti della ferita. Ogni sede è numerata per facilitare il monitoraggio. (B) Aspetto delle ferite successive alla creazione dell'ustione. Le ferite I e VII sono controlli e le ferite II, III e VIII sono ferite a spessore parziale. Le ferite IV, V e VI sono ferite di terzo grado. (C) Aspetto delle ferite a seguito di escarotomia delle ferite di terzo grado su POD3. È stata eseguita anche una vescictomia sulle ferite a spessore parziale. (D) Aspetto della guarigione della ferita su POD14 che mostra un letto pulito delle ferite di terzo grado (II e V) e isole di riepitelizzazione dalle appendici cutanee sulle ferite a spessore parziale (III, IV, VI, VII, VIII). (E) Aspetto del processo di guarigione della ferita su POD21 che mostra contrattura dei letti di ferita di terzo grado e ulteriore riepitelizzazione sulle ferite di secondo grado. (F) Aspetto delle ferite su POD49 che mostrano contrattura avanzata sulle ferite di terzo grado ed epitelizzazione subtotale delle ferite a spessore parziale con importante iperpigmentazione post-infiammatoria. Si prega di notare che le ferite visualizzate potrebbero presentare cicatrici nel sito della biopsia. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Istologia della guarigione delle ferite da ustione: controllo, ustioni di 2°, 3° grado. Campioni di tessuto colorato, analisi.
Figura 3: Risultati istologici. Risultati rappresentativi dell'aspetto istologico delle ferite [Microscopia ottica 10x (A,C,D,F,G,I) e 20x (B,E,H); ematossilina ed eosina (A,B,D,E,G,H); Tricromia di Masson (C,F,I)]. La cute di controllo (A,B) presenta un'epidermide intatta (bracket nero), compreso uno strato corneo (freccia nera) aderente al resto del tessuto cutaneo. Il derma presenta eosinofilia omogenea di colore rosa pallido (collagene e fibre elastiche - asterisco rosso). La colorazione tricromica (C) rivela l'aspetto normale dello strato epidermico e del tessuto connettivo e delle fibre dermiche di collagene. Le ustioni di secondo grado (D,E) rivelano la perdita dello strato corneo rispetto ai controlli (piano di scissione, rimosso durante la vescictomia). Il derma superficiale mostra eosinofilia più forte e fessure/fratture all'interno delle strutture dermiche (frecce blu). I vasi sanguigni profondi sono preservati (freccia rossa). La tricromia (F) rivela la perdita dell'epitelio, accompagnata da denaturazione del collagene nello strato superiore del derma (freccia gialla). Le ustioni di terzo grado (E,F) mostrano lesioni estese con aumento dell'eosinofilia del derma fino a gravi fratture dermiche (frecce blu), che raggiungono il derma profondo fino all'ipoderma (vacuità degli adipociti, asterisco verde) e un'estesa colorazione rossa (I, freccia gialla) dello strato dermico con Trichrome, indicando la completa denaturazione del collagene. Barre di scala: A,D,G, 500 μm; B,E,H, 100 μm; C,F,I, 200 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Equilibrio statico; penetrazione del termometro; diagramma, configurazione, risultato; esperimento di dilatazione termica.
Figura 4: Disegno ingegneristico del blocco di ottone utilizzato per la creazione della ferita da ustione. (A) Illustrazione che mostra le dimensioni del blocco di ottone utilizzato per la costruzione del blocco. Un diametro di 40 mm consente di ottenere ferite di dimensioni ottimali e di progettare 8 ferite su un maialino Yucatan da 20-30 kg. (B) Diagramma che mostra l'aspetto finale del blocco di ottone con un tunnel centrale che consente al termometro di misurare la temperatura interna del blocco. (C) Immagine che evidenzia il blocco di ottone riscaldato a 65 °C, come visualizzato dal termometro a mercurio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La guarigione delle ferite a seguito di ustioni è un processo lungo che può richiedere fino a diversi mesi, con varie opzioni di trattamento e considerazioni per la cura del paziente 2,13. Per studiarlo è necessario un modello affidabile e riproducibile. Sono stati descritti diversi modelli animali, tra cui principalmente roditori 29,45,46 e suini 29,47. Il modello suino è più rilevante a causa delle sue somiglianze con la struttura della pelle umana34,48. Le dimensioni di un maiale adulto significano che diverse ferite possono essere eseguite sullo stesso animale, aumentando la significatività statistica ed eliminando la variabilità interindividuale tra i trattamenti sperimentali e i loro controlli7. Si consiglia di scegliere i soggetti in base al peso e non necessariamente all'età. Il modello attuale consente di eseguire fino a 8 ferite rimanendo al di sotto del 10% della superficie corporea totale. Ciò consente di evitare le conseguenze emodinamiche e il dolore gestibile.

Un punto critico è legato alla razza. Mentre la maggior parte dei protocolli suini esistenti utilizza maiali dello Yorkshire 29,31,47,48, abbiamo sviluppato il modello Yucatan Minipig per diversi motivi. In primo luogo, questa razza di maialino mostra una crescita limitata nei mesi successivi36,49. Ciò consente di ridurre al minimo la variazione delle dimensioni della ferita correlata alla crescita e, quindi, di migliorare il confronto intraindividuale. La minore variazione di peso rispetto ai suini dello Yorkshire garantisce inoltre una migliore ottimizzazione e dosaggio dei farmaci anestesiologici. In secondo luogo, l'elevata quantità di melanina è rilevante per lo studio delle reazioni cutanee pigmentate alle ustioni e alla guarigione, suggerendo una migliore applicabilità ai fototipi umani da 3 a 6 35,50,51. Rice et al. hanno trovato sostanziali differenze di guarigione tra i maiali bianchi dello Yucatan e quelli domestici a seguito di dermoabrasioni come trattamento per le ustioni chimiche52. Inoltre, fototipi più elevati hanno mostrato clinicamente tassi più elevati di cicatrici patologiche, come ipertrofiche e cheloidi 53,54,55, sebbene la razza Red Duroc sembri rimanere la più accurata per la valutazione della cicatrice ipertrofica 34,56. Inoltre, l'epidermide cicatrizzante pigmentata facilita anche la misurazione del processo di riepitelizzazione dai margini esterni e dagli annessi. Infine, questo modello mostra chiari segni di iperpigmentazione post-infiammatoria (Figura 2D-F), che è anche di interesse per ulteriori ricerche da affrontare. Altri autori hanno utilizzato questo modello di minipig per studiare la tossicità farmacologica cutanea e la fototossicità e hanno trovato impressionanti valori predittivi di sicurezza ed efficacia per gli esiti umani dell'89% e del 100%, rispettivamente57. Se queste caratteristiche sottolineano l'importanza del modello del maialino dello Yucatan per lo studio della guarigione delle ferite, la letteratura nel campo specifico delle ustioni rimane scarsa. Pertanto, è sembrato necessario descrivere un modello riproducibile che consentisse lo studio della guarigione delle ferite da ustione e i vari interventi diagnostici e terapeutici.

Sono stati descritti protocolli precedenti per studiare le ustioni nel modello suino. Branski et al.58 hanno pubblicato un modello nel 2008 per ustioni da contatto termico a tutto spessore utilizzando una barra di alluminio riscaldata a 200 °C. La loro tecnica, ispirata a diverse pubblicazioni precedenti, implementava una pressione controllata utilizzando una siringa da 50 ml attaccata alla barra di alluminio. Sebbene questa caratteristica sembri rilevante poiché la pressione influenza l'entità delle ustioni, la precisione del loro dispositivo potrebbe mancare di accuratezza (la pressione dell'operatore sulla siringa stessa non viene considerata e il livello di pressione si basa sui cambiamenti nella posizione del pistone). Più recentemente, Kim et al.59 e Seswandhana et al.60 hanno dimostrato ferite da ustione riproducibili utilizzando un dispositivo personalizzato con un dispositivo riscaldato elettricamente e un controllo della temperatura. Entrambi i loro dispositivi includevano il monitoraggio della pressione che misurava le forze verso il basso. Il ciclo di feedback, come descritto da Kim, consente di mantenere sia la temperatura interna che quella superficiale durante il contatto. Entrambi gli autori hanno mostrato una buona correlazione tra profondità di combustione e pressione, sottolineando l'importanza del controllo della pressione. Abbiamo scelto di non applicare al blocco di ottone alcuna pressione supplementare oltre al suo peso, e l'azione dell'operatore è semplicemente stabilizzante. L'obiettivo era quello di semplificare il modello e ridurre al minimo il numero di variabili. Fan et al.61 hanno descritto un modello simile utilizzando un saldatore modificato riempito di glicerina, che ha lo svantaggio di creare una resistenza termica interfacciale supplementare. I blocchi sono stati realizzati in ottone con una capacità termica specifica (c) di 395 W/m*K e una conducibilità termica (k) di 134 J/kg*K1. Rispetto ad altri metalli comuni come il ferro (c = 490 W/m*K, k = 66 J/kg*K) e l'alluminio (c = 949 W/m*K, k = 240 J/kg*K), queste proprietà consentono di raggiungere più velocemente la temperatura desiderata e consentono anche di trasferire rapidamente il massimo calore alla pelle per produrre le ustioni. Per migliorare la riproducibilità, la Figura 4 mostra le caratteristiche del blocco di ottone utilizzato per la produzione di bruciature. La Figura 4A mostra il disegno tecnico del blocco di ottone con tutte le dimensioni in mm. Come mostrato, il diametro esterno del blocco è di 40 mm x altezza 151 mm. La linea tratteggiata mostra un foro coassiale attraverso il blocco per l'inserimento di un termometro, con un diametro del foro di 9 mm e una profondità di 128 mm. Le figure 4B, C mostrano il termometro inserito nel blocco di ottone per la misurazione della temperatura interna.

Un limite del modello attuale è la persistenza di zone non bruciate a causa dei rilievi delle nervature, che è principalmente problematica nelle ustioni a spessore parziale (Figura 2). Ciò potrebbe influenzare il processo di riepitelizzazione fornendo una fonte centrale di migrazione dei cheratinociti. Tuttavia, sembra difficile evitare questo problema utilizzando materiali duri per creare le ustioni. Inoltre, la superficie totale delle aree non bruciate è minore e il diametro di 4 cm dei blocchi di ottone fornisce una superficie della ferita sufficiente per eseguire studi con lunghi follow-up nonostante le ripetute biopsie del punzone.

Un'altra variabile importante è la tempistica dell'escarotomia nelle ustioni a tutto spessore, pianificata su POD3 in questo protocollo. Questo punto temporale ritardato è stato scelto per mirare alla zona d'ombra con lesioni tissutali ritardate, nota anche come conversione della ferita da ustione nella pratica clinica62,63. L'obiettivo era quello di rimuovere tutto il tessuto danneggiato, il che è stato facilitato dalla coesione dell'escara in questo momento. Questa tempistica consente anche di studiare interventi precoci volti a ridurre le lesioni ritardate della "zona d'ombra" come gli agenti antinfiammatori 64,65,66, la terapia con cellule staminali 18,67,68, la terapia del freddo 69 o l'anticoagulazione 65,70,71 per un massimo di 3 giorni. Inoltre, mentre la maggior parte degli autori ha descritto brevi periodi di follow-up da 2 a 4 settimane 29,47, qui è stato adottato un periodo di follow-up esteso da 8 a 10 settimane, che consente di studiare non solo la fase acuta ma anche le fasi secondarie di guarigione.

Durante questo follow-up prolungato, l'assistenza postoperatoria e la medicazione della ferita sono fondamentali: il team deve essere addestrato a fornire cure adeguate all'animale. La razza Yucatán presenta spesso pelle secca e ha bisogno di ricevere una lozione umidificante più volte alla settimana per ridurre il prurito, che è un segno di disagio e può portare a successive autolesionismi delle ferite. La medicazione multistrato presentata in questo manoscritto è il risultato di diversi anni di esperienza in modelli simili all'interno del nostro centro 7,72. Gli animali non mostrano segni di disagio o dolore. Nello studio non è stata riscontrata alcuna infezione, ma è ancora necessario un monitoraggio quotidiano per le prime due settimane al fine di rilevare precocemente queste potenziali complicanze. Ciò pone l'accento sulla sicurezza e sul rispetto del benessere degli animali, che sono della massima importanza nella ricerca moderna. Abbiamo scelto di interrompere le medicazioni dopo 3 settimane per consentire l'esposizione all'aria e la riepitelizzazione a secco73,74. Tuttavia, nell'era moderna dei gel20 a base di nanoparticelle e35 reticolati per migliorare la guarigione delle ferite da ustione, è possibile implementare in questo protocollo medicazioni occlusive continue.

Infine, una delle principali caratteristiche di questo modello è che consente di studiare diverse profondità della ferita nello stesso soggetto. I risultati istologici confermano l'importanza del protocollo in questo senso. Questa caratteristica è interessante per scopi diagnostici, come le nuove tecnologie per aiutare a misurare la profondità dell'ustione, il deterioramento durante la fase iniziale o il miglioramento durante il processo di guarigione, ma anche per valutare nuove terapie e la loro azione differenziale nelle ustioni di primo, secondo e terzo grado. Poiché il processo di guarigione è sostanzialmente diverso a seconda della profondità iniziale dell'ustione, questo modello consente di misurare gli effetti differenziali delle potenziali terapie, evitando variazioni interindividuali. Tuttavia, una limitazione è che mescolare diversi tipi di ustione sullo stesso animale rende impossibile valutare biomarcatori sistemici come le metalloproteinasi, le citochine pro-infiammatorie e anti-infiammatorie, che sono note per variare con la profondità della ferita e la superficie totale bruciata75.

In conclusione, l'attuale modello di ustione del maialino dello Yucatan si distingue per la sua capacità di fornire una piattaforma affidabile per studiare la guarigione delle ferite a seguito di ustioni. Sfruttando la vicinanza fisiologica tra la pelle suina e quella umana, questo modello di suino offre vantaggi distinti, tra cui confronti intra-individuali controllati e la capacità di accogliere più tipi di ferite su un singolo animale. Le tecniche di induzione delle ustioni riproducibili, la tempistica degli interventi e la durata prolungata del follow-up sono punti critici che migliorano la rilevanza clinica e l'affidabilità di questo modello. La pelle dello Yucatan consente di studiare fenomeni specifici della pelle pigmentata, come le cicatrici ipertrofiche e l'iperpigmentazione post-infiammatoria. Nuovi strumenti diagnostici che mirano a orientare il medico con la conversione dell'ustione "zona d'ombra" e trattamenti moderni come nanoparticelle o innesti cutanei stampati in 3D sono esempi che illustrano la necessità di un modello preclinico così prezioso per studiare le fasi di ustione acuta, ritardata e a lungo termine.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno alcun conflitto di interessi da dichiarare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto da un generoso finanziamento da Shriners Children's Research Grant a S.N.T. Y.B. è stato sostenuto da Shriners Hospital for Children. Riconosciamo anche con gratitudine il finanziamento a S.N.T. da parte del National Institute of Health degli Stati Uniti (K99/R00 HL1431149; R01HL157803; R01DK134590, R24OD034189), American Heart Association (18CDA34110049), Harvard Medical School Eleanor and Miles Shore Fellowship, Polsky Family Foundation e il Claflin Distinguished Scholar Award per conto del Dipartimento di Chirurgia MGH e/o del Comitato Esecutivo MGH per la Ricerca. Inoltre, riconosciamo il sostegno fornito dal Comitato Esecutivo di Ricerca del Massachusetts General Hospital per l'assegnazione del premio Fund for Medical Discovery (FMD) a R.J. Infine, il sostegno della "Fondation des Gueules Cassées" (Francia), dell'Università di Rennes (Francia), del CHU de Rennes (Francia) e della Società Francese di Chirurgia Plastica a Y.B. è molto apprezzato. Gli autori ringraziano il Knight Surgery Research Laboratory per il loro contributo e aiuto con l'anestesia degli animali.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Pinza per tessutiAdson Jarit130-234
Perline di alluminioArmatura da laboratorio42370-002Perline per armature da laboratorio 
Buprenorfina cloridratoRanbaxy PharmaceuticalsNDC: 12469-0757-01Buprenex
carprofenePfizerNADA 141-199Rymadyl 50mg / ml iniettabile 
Blocco cilindrico in ottoneFatto a manoN/ADisegno ingegneristico incluso nel manoscritto
Penna dermograficaMcKessonSurgical Skin Marker Sterile
Monouso #15 bisturi chirurgiciMedlineMDS15315Lame per bisturi
Cerotto al fentanilMylanNDC:60505-7082Fentanyl Transdermal System
Isoflurane PiramalNDC:66794-013-25Isoflurano, USP
McPherson Pinze per coagulazione bipolareBovieA842Punzoni
per biopsia assortiti Miltex riutilizzabili e autoclavabili (3,4 e 5 mm)Punzoni33-38- dimensioni per adattarsi allo studio
Garza non tessutaStarryshineGZNW222 x 2" garza medica a 4 strati in tessuto non tessuto
Povidone-IodioBetadineNDC:0034-9200-88Scrub chirurgico 7,5% 
Soluzione sterile di cloruro di sodio isotonico 0,9%Aqualite SystemRL-2095Soluzione salina sterile
Inchiostro per tatuaggiSpaulding & RogersNero - 2 oz - #9053
Tatuaggio pennarelloSpaulding & RogersSpecial Electric Tattoo Marker
Ago per tatuaggiSpaulding & Rogers1310251Tattoo Ago a 5 punte
Tegaderm Transparent Film Dressing3M1.628Medicazione adesiva trasparente grande
Piastra riscaldante a temperatura controllataCole-Parmer03407-11Agitatore con piastra riscaldante StableTemp
TermometroAmerican ScientificU14295Termometro a mercurio a tubo
Tiletamina e zolazepam cloridratoZoetisNDC:54771-9050Tintura
di Telazol di Benzoino SpraySmith& Nephew407000Spray per strato adesivo
Unguento antibiotico triploFougeraNDC 0168-0012-31Unguento antibiotico triplo
Rasato tubolareMedlineNONNET02Curad Medline Reti elastiche senza lattice
Coperta riscaldante3MBair Hugger 750 unità
Xeroform Striscia di garza occlusivaCovidien8884433301Medicazioni per ferite in vaselina
Xeroform XilazinaVetoneNDC:13985-704-10AnaSed LA
Yucat. n maialini (femmina, 30 kg)Sinclair Bio ResourcesN/A Pigmentazionecompleta 
iniettabile per biopsia Integra di riscaldamento

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rui, P., Kang, K. National hospital ambulatory medical care survey: 2017 emergency department summary tables. National Center for Health Statistics. , (2017).
  2. Carter, J. E., et al. Evaluating real-world national and regional trends in definitive closure in u.S. Burn care: A survey of u.S Burn centers. J Burn Care Res. 43 (1), 141-148 (2022).
  3. Atiyeh, B. S., Gunn, S. W., Hayek, S. N. Military and civilian burn injuries during armed conflicts. Ann Burns Fire Disasters. 20 (4), 203-215 (2007).
  4. Gurney, J., Tadlock, M. D., Cancio, L. C. Burn injuries from a military perspective. Current Trauma Reports. 8, 113-126 (2022).
  5. Pruitt, B. A., Wolf, S. E., Mason, A. D. Epidemiological, demographic, and outcome characteristics of burn injury. Total burn care. 4, 15-45 (2012).
  6. Yadav, D. P., et al. Spatial attention-based residual network for human burn identification and classification. Sci Rep. 13 (1), 12516(2023).
  7. Sadeghipour, H., et al. Blockade of igm-mediated inflammation alters wound progression in a swine model of partial-thickness burn. J Burn Care Res. 38 (3), 148-160 (2017).
  8. Gandolfi, S., et al. Assessment of quality-of-life in patients with face-and-neck burns: The burn-specific health scale for face and neck (bshs-fn). Burns. 44 (6), 1602-1609 (2018).
  9. Lőrincz, A., et al. Paediatric partial-thickness burn therapy: A meta-analysis and systematic review of randomised controlled trials. Life (Basel). 12 (5), 619(2022).
  10. Keenan, C. S., et al. Full-thickness skin columns: A method to reduce healing time and donor site morbidity in deep partial-thickness burns. Wound Repair Regen. 31 (5), 586-596 (2023).
  11. Ali, H. A., Fayi, K. A., Alkhathami, A. M., Alturaiki, N., Alshammari, E. M. Foot drop in patients with extensive 3rd and 4th degree burn, case series study. Int. J. Burn. Trauma. 13 (1), 8-12 (2023).
  12. Leković, A., Nikolić, S., Djukić, D., Živković, V. Burn index, burn characteristics and carboxyhemoglobin levels in indoor fire-related deaths: Significance and interpretation of the autopsy findings. Forensic Sci Int. 345, 111618(2023).
  13. Costa, P. C. P., et al. Nursing care directed to burned patients: A scoping review. Rev Bras Enferm. 76 (3), e20220205(2023).
  14. Souto, J., Rodrigues, A. G. Reducing blood loss in a burn care unit: A review of its key determinants. J Burn Care Res. 44 (2), 459-466 (2023).
  15. Wong, L., Rajandram, R., Allorto, N. Systematic review of excision and grafting in burns: Comparing outcomes of early and late surgery in low and high-income countries. Burns. 47 (8), 1705-1713 (2021).
  16. Abdel-Sayed, P., Hirt-Burri, N., De Buys Roessingh, A., Raffoul, W., Applegate, L. A. Evolution of biological bandages as first cover for burn patients. Adv Wound Care. 8 (11), New Rochelle. 555-564 (2019).
  17. Singer, A. J., Mcclain, S. A., Taira, B. R., Guerriero, J. L., Zong, W. Apoptosis and necrosis in the ischemic zone adjacent to third degree burns. Acad Emerg Med. 15 (6), 549-554 (2008).
  18. Lu, M., et al. Research advances in prevention and treatment of burn wound deepening in early stage. Front Surg. 9, 1015411(2022).
  19. Tuncer, H. B., et al. Do pre-burn center management algorithms work? Evaluation of pre-admission diagnosis and treatment adequacy of burn patients referred to a burn center. J Burn Care Res. 45 (1), 180-189 (2024).
  20. Ashwini, T., et al. Transforming wound management: Nanomaterials and their clinical impact. Pharmaceutics. 15 (5), 1560(2023).
  21. Caffin, F., Boccara, D., Piérard, C. The use of hydrogel dressings in sulfur mustard-induced skin and ocular wound management. Biomedicines. 11 (6), 1626(2023).
  22. Oryan, A., Alemzadeh, E., Moshiri, A. Burn wound healing: Present concepts, treatment strategies and future directions. J Wound Care. 26 (1), 5-19 (2017).
  23. Elfawy, L. A., et al. Sustainable approach of functional biomaterials-tissue engineering for skin burn treatment: A comprehensive review. Pharmaceuticals (Basel). 16 (5), 701(2023).
  24. Gardien, K. L., Middelkoop, E., Ulrich, M. M. Progress towards cell-based burn wound treatments). Regen Med. 9 (2), 201-218 (2014).
  25. Baus, A., et al. marjolin ulcers after cultured epidermal autograft in severely burned patients: A rare case series and literature review. Eur J Dermatol. 31 (6), 759-770 (2021).
  26. Obaidi, N., Keenan, C., Chan, R. K. Burn scar management and reconstructive surgery. Surg Clin North Am. 103 (3), 515-527 (2023).
  27. Lellouch, A. G., Ng, Z. Y., Pozzo, V., Suffee, T., Lantieri, L. A. Reconstruction of post-burn anterior neck contractures using a butterfly design free anterolateral thigh perforator flap. Arch Plast Surg. 47 (2), 194-197 (2020).
  28. Spronk, I., et al. Health related quality of life in adults after burn injuries: A systematic review. PLoS One. 13 (5), e0197507(2018).
  29. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. G. Animal models in burn research. Cell Mol Life Sci. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  30. Carney, B. C., et al. Evaluation of healing outcomes combining a novel polymer formulation with autologous skin cell suspension to treat deep partial and full thickness wounds in a porcine model: A pilot study. Burns. 48 (8), 1950-1965 (2022).
  31. El Masry, M., et al. Swine model of biofilm infection and invisible wounds. J Vis Exp. (196), e65301(2023).
  32. Nakano, T., et al. Dried human-cultured epidermis accelerates wound healing in a porcine partial-thickness skin defect model. Regen Ther. 22, 203-209 (2023).
  33. Kong, R., Bhargava, R. Characterization of porcine skin as a model for human skin studies using infrared spectroscopic imaging. Analyst. 136 (11), 2359-2366 (2011).
  34. Rosenberg, L. K., et al. A comparison of human and porcine skin in laser-assisted drug delivery of chemotherapeutics. Lasers Surg Med. 53 (1), 162-170 (2021).
  35. Xu, N., et al. Light-activated sealing of skin wounds. Lasers Surg Med. 47 (1), 17-29 (2015).
  36. Yao, F., et al. Age and growth factors in porcine full-thickness wound healing. Wound Repair Regen. 9 (5), 371-377 (2001).
  37. Percie Du Sert, N., et al. The arrive guidelines 2.0: Updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410(2020).
  38. Committee for the Update of the Guide for The care and Use of Laboratory Animals. Guide for the care and use of laboratory animals. , National Research Council National Academies Press (US), National Academy of Sciences. Washington (DC. (2011).
  39. Turner, N. J., Pezzone, D., Badylak, S. F. Regional variations in the histology of porcine skin. Tissue Eng Part C Methods. 21 (4), 373-384 (2015).
  40. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Lab Anim. 43 (1), 96-101 (2009).
  41. Moon, P. F., Smith, L. J. General anesthetic techniques in swine. Vet Clin North Am Food Anim Pract. 12 (3), 663-691 (1996).
  42. Granick, M. S., Heckler, F. R., Jones, E. W. Surgical skin-marking techniques. Plast Reconstr Surg. 79 (4), 573-580 (1987).
  43. Grünherz, L., et al. Enzymatic debridement for circumferential deep burns: The role of surgical escharotomy. Burns. 49 (2), 304-309 (2023).
  44. Krieger, Y., et al. Escharotomy using an enzymatic debridement agent for treating experimental burn-induced compartment syndrome in an animal model. J Trauma. 58 (6), 1259-1264 (2005).
  45. Sharma, R., et al. Rat burn model to study full-thickness cutaneous thermal burn and infection. J Vis Exp. (186), e64345(2022).
  46. Hu, X., et al. Modification and utility of a rat burn wound model. Wound Repair Regen. 28 (6), 797-811 (2020).
  47. Wang, X. Q., Kravchuk, O., Kimble, R. M. A retrospective review of burn dressings on a porcine burn model. Burns. 36 (5), 680-687 (2010).
  48. Monteiro-Riviere, N., Riviere, J. The pig as a model for human skin research. Swine in Biomedical Research: Update on Animal Models. , 17-22 (2005).
  49. Howroyd, P. C., Peter, B., De Rijk, E. Review of sexual maturity in the minipig. Toxicol Pathol. 44 (4), 607-611 (2016).
  50. Nair, X., Tramposch, K. M. The yucatan miniature swine as an in vivo model for screening skin depigmentation. J Dermatol Sci. 2 (6), 428-433 (1991).
  51. Roberts, W. E. Skin type classification systems old and new. Dermatol Clin. 27 (4), 529-533 (2009).
  52. Rice, P., Brown, R. F., Lam, D. G., Chilcott, R. P., Bennett, N. J. Dermabrasion--a novel concept in the surgical management of sulphur mustard injuries. Burns. 26 (1), 34-40 (2000).
  53. Salles, A. G., et al. Fractional carbon dioxide laser in patients with skin phototypes iii to vi and facial burn sequelae: 1-year follow-up. Plast Reconstr Surg. 142 (3), 342-350 (2018).
  54. Bowes, L. E., et al. Treatment of pigmented hypertrophic scars with the 585 nm pulsed dye laser and the 532 nm frequency-doubled nd:Yag laser in the q-switched and variable pulse modes: A comparative study. Dermatol Surg. 28 (8), 714-719 (2002).
  55. Ud-Din, S., Bayat, A. New insights on keloids, hypertrophic scars, and striae. Dermatol Clin. 32 (2), 193-209 (2014).
  56. Zhu, K. Q., et al. The female, red duroc pig as an animal model of hypertrophic scarring and the potential role of the cones of skin. Burns. 29 (7), 649-664 (2003).
  57. Stricker-Krongrad, A., Shoemake, C. R., Bouchard, G. F. The miniature swine as a model in experimental and translational medicine. Toxicol Pathol. 44 (4), 612-623 (2016).
  58. Branski, L. K., et al. A porcine model of full-thickness burn, excision and skin autografting. Burns. 34 (8), 1119-1127 (2008).
  59. Kim, J. Y., Dunham, D. M., Supp, D. M., Sen, C. K., Powell, H. M. Novel burn device for rapid, reproducible burn wound generation. Burns. 42 (2), 384-391 (2016).
  60. Seswandhana, R., et al. A modified method to create a porcine deep dermal burn model. Ann Burns Fire Disasters. 34 (2), 187-191 (2021).
  61. Fan, G. Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. J Vis Exp. (141), e57942(2018).
  62. Shaw, P., et al. Early cutaneous inflammatory response at different degree of burn and its significance for clinical diagnosis and management. J Tissue Viability. 32 (4), 550-563 (2023).
  63. Asuku, M., Shupp, J. W. Burn wound conversion: Clinical implications for the treatment of severe burns. J Wound Care. 32, S11-S20 (2023).
  64. Bohr, S., et al. Resolvin d2 prevents secondary thrombosis and necrosis in a mouse burn wound model. Wound Repair Regen. 21 (1), 35-43 (2013).
  65. Yucel, B., Coruh, A., Deniz, K. Salvaging the zone of stasis in burns by pentoxifylline: An experimental study in rats. J Burn Care Res. 40 (2), 211-219 (2019).
  66. Xiao, M., et al. 3,4-methylenedioxy-β-nitrostyrene ameliorates experimental burn wound progression by inhibiting the nlrp3 inflammasome activation. Plast Reconstr Surg. 137 (3), 566-575 (2016).
  67. Yeganeh, P. M., Tahmasebi, S., Esmaeilzadeh, A. Cellular and biological factors involved in healing wounds and burns and treatment options in tissue engineering. Regen Med. 17 (6), 401-418 (2022).
  68. Abbas, O. L., et al. Prevention of burn wound progression by mesenchymal stem cell transplantation: Deeper insights into underlying mechanisms. Ann Plast Surg. 81 (6), 715-724 (2018).
  69. Rizzo, J. A., Burgess, P., Cartie, R. J., Prasad, B. M. Moderate systemic hypothermia decreases burn depth progression. Burns. 39 (3), 436-444 (2013).
  70. Battal, M. N., et al. Reduction of progressive burn injury by using a new nonselective endothelin-a and endothelin-b receptor antagonist, tak-044: An experimental study in rats. Plast Reconstr Surg. 99 (6), 1610-1619 (1997).
  71. Bohr, S., et al. Alternative erythropoietin-mediated signaling prevents secondary microvascular thrombosis and inflammation within cutaneous burns. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3513-3518 (2013).
  72. Holzer, P. W., et al. Clinical impact of cryopreservation on split thickness skin grafts in the porcine model. J Burn Care Res. 41 (2), 306-316 (2020).
  73. Davis, S. C., Mertz, P. M., Eaglstein, W. H. Second-degree burn healing: The effect of occlusive dressings and a cream. J Surg Res. 48 (3), 245-248 (1990).
  74. Svensjö, T., Pomahac, B., Yao, F., Slama, J., Eriksson, E. Accelerated healing of full-thickness skin wounds in a wet environment. Plast Reconstr Surg. 106 (3), 602-612 (2000).
  75. Kuznetsova, T. A., Andryukov, B. G., Besednova, N. N. Modern aspects of burn injury immunopathogenesis and prognostic immunobiochemical markers (mini-review). BioTech (Basel). 11 (2), 18(2022).

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Guarigione delle ferite da ustioneUstioni a profondit multiplaMinipig dello YucatanDiagnosi delle lesioni da ustioneRicerca sul trattamento delle ustioniProtocollo per ustioni termicheTecniche di medicazione delle feriteFormazione di cicatriciValutazione della gravit delle ustioni

Articoli correlati