Qui, presentiamo un protocollo di elettroforesi su gel di fibrinogeno-poliacrilammide (PAGE) per separare e visualizzare rapidamente gli agenti fibrinogenolitici di Sipunculus nudus.
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Articolo metodologico
Rapida separazione e visualizzazione di agenti fibrinogenolitici attivi in Sipunculus nudus attraverso l'elettroforesi su gel di fibrinogeno-poliacrilammide
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In questo articolo
Sommario
Abstract
Gli agenti fibrinogenolitici in grado di sciogliere direttamente il fibrinogeno sono stati ampiamente utilizzati nel trattamento anticoagulante. In generale, l'identificazione di nuovi agenti fibrinogenolitici richiede prima la separazione di ciascun componente e quindi il controllo delle loro attività fibrinogenolitiche. Attualmente, l'elettroforesi su gel di poliacrilammide (PAGE) e la cromatografia sono utilizzate principalmente nella fase di separazione. Nel frattempo, il test su piastra di fibrinogeno e i prodotti di reazione basati su PAGE sono solitamente adottati per mostrare le loro attività fibrinogenolitiche. Tuttavia, a causa della separazione spazio-temporale di questi due stadi, è impossibile separare e visualizzare gli agenti fibrinogenolitici attivi con lo stesso gel. Per semplificare i processi di separazione e visualizzazione dell'identificazione degli agenti fibrinogenotici, abbiamo costruito un nuovo metodo fibrinogeno-PAGE per separare e visualizzare rapidamente gli agenti fibrinogenolitici dei vermi delle arachidi (Sipunculus nudus) in questo studio. Questo metodo include la preparazione del fibrinogeno-PAGE, l'elettroforesi, la rinaturazione, l'incubazione, la colorazione e la decolorazione. L'attività fibrinogenolitica e il peso molecolare della proteina possono essere rilevati simultaneamente. Secondo questo metodo, abbiamo rilevato con successo più di un agente fibrinogenolitico attivo di omogenato di verme di arachidi entro 6 ore. Inoltre, questo metodo fibrinogeno-PAGE è rispettoso in termini di tempo e costi. Inoltre, questo metodo potrebbe essere utilizzato per studiare gli agenti fibrinogenolitici di altri organismi.
Introduzione
Negli ultimi anni, a causa del continuo aumento delle malattie trombotiche, le malattie trombotiche sono diventate un nuovo importante problema sanitario globale1. Attualmente, i farmaci antitrombotici sono classificati in tre gruppi: farmaci antiaggreganti piastrinici, anticoagulanti e farmaci trombolitici. Tra questi, i farmaci trombolitici, come l'urochinasi (UK), l'attivatore del plasminogeno tissutale (tPA), ecc., sono gli unici farmaci clinicamente utilizzati in grado di idrolizzare il trombo2. Nel frattempo, farmaci trombolitici più sicuri ed efficaci sono in fase di sviluppo grazie all'identificazione di nuovi agenti trombolitici3.
Tuttavia, l'identificazione di nuovi agenti trombolitici richiede molto tempo e lavoro, il che coinvolge principalmente le fasi di separazione/purificazione e caratterizzazione/controllo. Il primo è quello di separare ogni componente, e il secondo è quello di mostrare le loro attività fibrino(geno)litiche 4,5. In studi precedenti, nonostante il fatto che abbiamo isolato con successo un nuovo enzima fibrino(geno)litico (sFE) dal verme delle arachidi (Sipunculus nudus) mediante cromatografia di affinità e saggio su piastra di fibrina(ogeno) 6,7,8, questi processi richiedono molto tempo e lavoro. In primo luogo, è necessario determinare se gli omogenati di verme delle arachidi hanno attività fibrino(geno)litica con il metodo della piastra di fibrina(ogen) e dei prodotti di reazione basati su PAGINA9. Quindi, per la separazione ela purificazione devono essere eseguite una serie di cromatografie, come la cromatografia a scambio ionico, la cromatografia con filtrazione su gel, la cromatografia di affinità e altri metodi. Successivamente, viene eseguito nuovamente il saggio della piastra di fibrina per verificare l'attività fibrinogenolitica di ciascun componente separato. Infine, vengono eseguiti native-PAGE e sodium dodecyl sulfate (SDS)-PAGE per determinare il peso molecolare degli agenti fibrinogenolitici attivi12. Pertanto, è fondamentale separare e visualizzare rapidamente gli agenti fibrinogenolitici attivi.
Per separare e visualizzare rapidamente gli agenti fibrinogenolitici attivi negli omogenati di vermi delle arachidi, è stato sviluppato un nuovo metodo fibrinogeno-PAGE combinando i metodi PAGE e piastra di fibrinogeno, ovvero i substrati degli agenti fibrinogenici fibrinogeno sono stati aggiunti al gel nativo PAGE. Dopo la PAGE nativa, i componenti sono stati separati in base al loro peso molecolare. Nel frattempo, ogni componente fibrinogenolitico attivo può essere visualizzato mediante colorazione. Con questo metodo, abbiamo rilevato con successo più di un agente fibrinogenolitico attivo dell'omogenato di verme delle arachidi entro 6 ore. Inoltre, questo metodo fibrinogeno-PAGE è rispettoso in termini di tempo e costi. Inoltre, questo metodo potrebbe essere utilizzato per studiare gli agenti fibrinogenolitici di altri organismi.
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Protocollo
1. Preparazione dell'omogenato di vermi delle arachidi
- Aggiungere 50 g di vermi di arachidi e 150 ml di soluzione salina nell'omogeneizzatore.
- Omogeneizzare a 24000 giri/min per 60 s.
NOTA: Ripetere 3 volte. - Centrifugare l'omogeneizzato a 9710 x g per 30 minuti a 4 °C.
- Raccogli il surnatante come omogenato di verme delle arachidi per ulteriori studi.
2. Preparazione del gel Fibrinogen-PAGE
- Pesare 0,01 g di fibrinogeno in un becher di vetro da 50 mL.
- Aggiungere 1,9 mL di DDH2O, 1,3 mL di Tris-HCl (1,5 M, pH 8,8) e 0,05 mL di SDS (10%, p/v) nel becher; Mescolare bene pipettando.
- Posizionare il bicchiere a 37 °C per 30 minuti.
NOTA: Questo passaggio consiste nello sciogliere il fibrinogeno. - Aggiungere 1,7 mL di acrilammide (30%, p/v), 0,05 mL di persolfato di ammonio (APS; 10%, p/v), 0,002 mL di TEMED; Mescolare bene pipettando.
NOTA: Questo è un gel separatore. - Versare il gel separatore in uno stampo per gel a 10 pozzetti.
- Aggiungere 2 mL di DDH2O nello stampo in gel; Attendere 30 min.
- Rimuovere accuratamente l'acqua capovolgendo lo stampo.
- Aggiungere 1,4 mL di DDH2O, 0,25 mL di Tris-HCl (1,0 M, pH 6,8), 0,02 mL di SDS (10%, p/v), 0,33 mL di acrilammide (30%, p/v), 0,02 mL di APS (10%, p/v), 0,002 mL di tetrametiletilendiammina (TEMED) nel becher; Mescolare bene pipettando.
NOTA: Questo è il gel di caricamento. - Versare il gel di caricamento nello stesso stampo per gel del passaggio 2.5; Inserire immediatamente il pettine.
NOTA: Il gel fibrinogeno-PAGE utilizzato qui era composto dal fibrinogeno (0,2%) contenente gel separatore e gel di caricamento. La concentrazione di fibrinogeno può essere regolata secondo necessità.
3. Elettroforesi
- Posizionare il gel di fibrinogeno-PAGE preparato insieme allo stampo per colla nel serbatoio dell'elettroforesi; versare 1300 mL di soluzione per elettroforesi (1,963 g di Tris, 12,22 g di glicina, 0,65 g di SDS e 1300 mL di DDH2O) nel serbatoio; Estrarre il pettine.
- Aggiungere 5 μL di tampone di carico non denaturante 5x ai 20 μL di sFE e ai 20 μL di omogeneizzato di verme di arachidi; mescolare bene pipettando; caricarli nel gel fibrinogen-PAGE preparato.
NOTA: Non far bollire il composto. sFE è un enzima fibrino(geno)litico identificato in precedenza 6,7,8 e viene utilizzato come controllo positivo in questo studio. L'omogenato di verme delle arachidi è il campione da rilevare. Tampone di carico non denaturante senza blu di bromofenolo, β-mercaptoetanolo e SDS rispetto al tampone di caricamento SDS-PAGE. Ogni corsia del campione è separata con il tampone di caricamento 1x SDS-PAGE per rilevare chiaramente il movimento della proteina. - Eseguire l'elettroforesi a 80 V per 30 minuti o a 120 V per 20 minuti.
- Rimuovere il gel fibrinogen-PAGE dallo stampo per colla.
4. Rinaturalizzazione
- Trasferire il gel fibrinogeno-PAGE in una scatola di plastica.
- Aggiungere 100 mL di Tris-HCl (0,05 M, pH 7,4) e 2 mL di Triton X-100 nella confezione. Posizionarlo su uno shaker a 60-70 giri/min per 10 min.
- Rimuovere il tampone di lavaggio mediante pipettaggio.
NOTA: Ripetere tre volte.
5. Incubazione
- Aggiungere 50 mL di Tris-HCl (0,05 M, pH 7,4) nella scatola di plastica.
- Incubare a 37 °C per 4 ore.
NOTA: Il tempo di incubazione può essere regolato in base all'intensità dell'attività fibrinogenolitica.
6. Colorazione
- Rimuovere il tampone di incubazione mediante pipettaggio.
- Aggiungere 50 ml di soluzione colorante Coomassie Brillant Blue nella scatola e posizionare la scatola su uno shaker a 60-70 giri/min per 30 minuti.
7. Decolorazione
- Rimuovere la soluzione colorante mediante pipettaggio.
- Aggiungere 50 ml di DDH2O nella confezione.
- Posizionare la scatola su uno shaker a 60-70 giri/min per 30 minuti.
NOTA: In questo caso è stato utilizzato DD H2O come soluzione decolorante. Il tempo di agitazione può essere regolato in base alla forza dell'attività fibrinogenolitica.
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Risultati
Dopo l'elettroforesi, tutte le bande del marcatore sono state chiaramente visualizzate. Le corsie di carico 1x SDS-PAGE mostravano solo bande di 10 kDa (blu bromofenolo). I campioni di sFE e di verme delle arachidi non hanno mostrato alcuna banda osservabile (Figura 1). Sebbene le bande dei campioni non siano visibili, le prestazioni del marcatore e del blu di bromofenolo hanno indicato che l'elettroforesi è andata a buon fine e i campioni sono stati separati in base al loro peso molecolare....
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Discussione
sFE è un nuovo enzima fibrino(geno)litico isolato dai vermi delle arachidi dal nostro team precedentemente 3,6,8,13. Tuttavia, i processi di identificazione dell'sFE richiedevano molto tempo e lavoro, coinvolgendo il rilevamento dell'attività fibrinogenolitica, la separazione dei componenti proteici e le fasi di conferma dell'attività. Come metodo semplice, il ...
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.
Ringraziamenti
Questa ricerca è stata finanziata dall'Ufficio per la scienza e la tecnologia della città di Xiamen (n. 3502Z20227197), dall'Ufficio per la scienza e la tecnologia della provincia del Fujian (n. 2019J01070; n. 2022J01311) e Progetto di innovazione e imprenditorialità dei talenti di alto livello del Quanzhou Science and Technology Plan (n. 2022C015R). Ringraziamo Fucai Wang (Università di Huaqiao) e Lei Tong (Università di Huaqiao) per la loro assistenza tecnica.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| 1 M Tris-HCl (pH 6,8) | Solarbio | T1020 | |
| 1,5 M Tris-HCl (pH 8,8) | Solarbio | T1010 | |
| 30% acrilammide/bis-acrilammide | Biosharp | BL513B | |
| Persolfato di ammonio | XiLONG SCIENTIFIC | 7727-54-0 | |
| Becher | PYREX | 2-9425-02 | |
| Provetta da centrifuga (1,5 mL) | Biosharp | BS-15-M | |
| Incubatore a temperatura costante | JINGHONG | JHS-400 | |
| Coomas Brillant Blue Soluzione di colorazione | Beyotime | P0017F | |
| Bilancia analitica elettronica | DENVER | TP-213 | |
| Fibrinogeno | Solarbio | F8051 | |
| Puntali per pipette con caricamento in gel, Bulk | Biosharp | BS-200-GTB | |
| Omogeneizzatore | AHS | ATS-1500 | |
| Oscillatore a rotazione orizzontale | NuoMi | NMSP-600 | |
| Milli-Q Riferimento | Millipore | Z00QSV0CN | |
| Mini-PROTEAN Tetra Cell | BIO-RAD | 165-8000~165-8007 | |
| N,N,N',N'-Tetrametiletilendiammina | Sigma | T9281 | |
| Puntale per pipetta (1 mL) | Puntale per pipette Axygene | T-1000XT-C | |
| (10 &; micro; L) | Puntale | Axygene T-10XT-C | |
| (200 &; micro; L) | Pipettatore Axygene | T-200XT-C | |
| (1 mL) | ZY18723 | Thermo Fisher Scientific | |
| (10µ L) | ZX98775 | Thermo Fisher Scientific | |
| (200 &5; L) | ZY20280 | Thermo Fisher Scientific | |
| (50 &; micro; L) | Thermo Fisher Scientific | ZY15331 | |
| Centrifuga refrigerata | cence | H1650R | |
| Sodio dodecil solfato | Sigma-Aldrich | V900859 | |
| Tris | Solarbio | T8060 | |
| Tris-HCl | Solarbio | T8230 | |
| Triton X-100 | Solarbio | T8200 |
Riferimenti
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