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Articolo metodologico

Indagine sull'angiogenesi a livello funzionale e molecolare sfruttando il saggio di migrazione della ferita da graffio e il saggio di germinazione sferoidale

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DOI:

10.3791/66954

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31 maggio 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Eye Center, Medical Center - University of Freiburg, Faculty of Medicine, University of Freiburg, 2Department of Medicine I, Medical Center - University of Freiburg, Faculty of Medicine, University of Freiburg, 3Institute of Pharmaceutical Sciences, Faculty of Chemistry and Pharmacy, University of Freiburg, 4Pharmacy, Medical Center - University of Freiburg, Faculty of Medicine, University of Freiburg, 5Ophtha-Lab, Department of Ophthalmology, St. Franziskus Hospital Muenster

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo studio presenta il saggio bidimensionale (2D) di migrazione della ferita da graffio e il saggio tridimensionale (3D) di germinazione degli sferoidi, insieme ai rispettivi metodi di analisi a valle, tra cui l'estrazione dell'RNA e l'immunocitochimica, come saggi adatti per studiare l'angiogenesi in vitro.

Abstract

L'angiogenesi svolge un ruolo cruciale nei processi fisiologici e patologici all'interno del corpo, tra cui la crescita tumorale o la malattia neovascolare dell'occhio. Una comprensione dettagliata dei meccanismi molecolari sottostanti e modelli di screening affidabili sono essenziali per indirizzare efficacemente le malattie e sviluppare nuove opzioni terapeutiche. Sono stati sviluppati diversi saggi in vitro per modellare l'angiogenesi, sfruttando le opportunità offerte da un ambiente controllato per chiarire i driver angiogenici a livello molecolare e lo screening dei bersagli terapeutici.

Questo studio presenta i flussi di lavoro per lo studio dell'angiogenesi in vitro utilizzando cellule endoteliali della vena ombelicale umana (HUVECs). Descriviamo in dettaglio un saggio di migrazione della ferita da graffio utilizzando un sistema di imaging di cellule vive che misura la migrazione delle cellule endoteliali in un ambiente 2D e il saggio di germinazione degli sferoidi che valuta la germinazione delle cellule endoteliali in un ambiente 3D fornito da una matrice di collagene. Inoltre, delineiamo strategie per la preparazione dei campioni per consentire ulteriori analisi molecolari come la trascrittomica, in particolare nell'ambiente 3D, compresa l'estrazione dell'RNA e l'immunocitochimica. Nel complesso, questo quadro offre agli scienziati un set di strumenti affidabile e versatile per portare avanti le loro ricerche scientifiche nei saggi di angiogenesi in vitro .

Introduzione

L'angiogenesi, che si riferisce alla formazione di nuovi vasi sanguigni da quelli preesistenti1, è un processo cruciale durante lo sviluppo fisiologico e le condizioni patologiche. È indispensabile per fornire energia a tessuti altamente metabolicamente attivi come la retina2 o il sistema nervoso centrale in via di sviluppo3 e durante la guarigione dei tessuti danneggiati4. L'angiogenesi anormale, d'altra parte, è alla base di numerose malattie. I tumori solidi, come il cancro del colon-retto o il carcinoma polmonare non a piccole cellule, ne facilitano la crescita e l'apporto energetico necessario promuovendo l'angiogenesi5. Oltre al cancro, le malattie neovascolari dell'occhio come la retinopatia diabetica o la degenerazione maculare legata all'età, che rappresentano le principali cause di cecità nel mondo sviluppato, derivano dalla crescita aberrante dei vasi 6,7. Una comprensione dettagliata del meccanismo patologico sottostante è fondamentale per comprendere come l'angiogenesi fisiologica possa essere migliorata, ad esempio, nella guarigione delle ferite, controllando meglio condizioni patologiche come le malattie oculari vasoproliferative.

A livello cellulare, le cellule endoteliali vascolari sono attivate da varie molecole di segnalazione nell'angiogenesi, avviando la proliferazione e la migrazione cellulare8. Le cellule successivamente si organizzano in una gerarchia, con cellule della punta non proliferanti che formano filopodi sul bordo anteriore del ramo del vaso in via di sviluppo8. Parallelamente, le cellule del gambo a proliferazione rapida seguono le cellule della punta, contribuendo alla formazione del vaso emergente. Successivamente, altri tipi di cellule, come i periciti o le cellule muscolari lisce, vengono reclutati per stabilizzare ulteriormente il ramo nascente9.

Per esplorare i processi molecolari a livello delle cellule endoteliali vascolari, sono stati sviluppati numerosi protocolli in vitro e recentemente rivisti10. Questi saggi rientrano in genere in due categorie: approcci 2D più semplicistici ma scalabili e protocolli 3D più elaborati. In un recente progetto, abbiamo condotto un'analisi comparativa completa tra il saggio 2D di migrazione della ferita da graffio e il saggio 3D di germinazione degli sferoidi11 per valutare l'entità delle loro differenze e la loro capacità di modellare vari aspetti dell'angiogenesi12.

Sebbene entrambi offrano il vantaggio di essere affidabili e facilmente implementabili, a livello molecolare il saggio 3D di germinazione degli sferoidi è risultato favorevole nell'affrontare aspetti chiave dell'angiogenesi rispetto ai dati in vivo, come gli interruttori metabolici o le interazioni cellula-matrice. Poiché i saggi di angiogenesi in vitro vengono utilizzati per valutare il potenziale angiomodulatorio delle vie di segnalazione13 e per lo screening degli agenti terapeutici, la trasferibilità dei risultati in vitro in contesti in vivo è essenziale. Inoltre, l'opportunità di analisi omiche sui livelli di RNA e proteine per caratterizzare i cambiamenti molecolari in risposta alla modulazione mirata di processi angiogenici in condizioni controllate rimane un vantaggio importante rispetto ai setting in vivo 14,15.

In questa pubblicazione, presentiamo saggi chiave per esplorare le questioni relative all'angiogenesi attraverso l'utilizzo di un saggio di migrazione con imaging di cellule vive e un saggio di germinazione degli sferoidi, comprese le successive analisi molecolari come il sequenziamento dell'RNA per l'analisi trascrittomica e l'immunoistochimica a livello proteico.

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Protocollo

1. Coltura cellulare HUVEC

NOTA: Eseguire tutti i seguenti passaggi in condizioni di lavoro sterili (banco di lavoro sterile).

  1. Espansione degli HUVEC
    1. Per entrambi i test di angiogenesi, utilizzare cellule endoteliali della vena ombelicale umana (HUVECs) o cellule endoteliali microvascolari umane (HMVECs).
    2. Coltivare le cellule fino a raggiungere il 90% di confluenza in una fiaschetta T75 non rivestita con terreno di crescita delle cellule endoteliali (EGM) prima di eseguire una divisione. Eseguire il cambio medio 3 volte a settimana.
      NOTA: Per accelerare la crescita, il mezzo può essere cambiato quotidianamente. Non utilizzare gli HUVEC oltre il sesto passaggio. Lo studio ha ricevuto i risultati più coerenti eseguendo tutti gli esperimenti con HUVEC dello stesso passaggio.
  2. Divisione degli HUVEC
    1. Quando gli HUVEC raggiungono la confluenza desiderata nel matraccio T75, sciacquarli una volta con 5 mL di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS), quindi incubare le cellule con tripsina allo 0,5% per 2 minuti nell'incubatore.
      NOTA: L'esposizione prolungata alla tripsina può danneggiare la funzione HUVAC.
    2. Staccare delicatamente le celle picchiettando sul pallone. Confermare il corretto distacco con un microscopio a contrasto di fase invertito.
    3. Aggiungere 8 mL di EGM, trasferire la soluzione in una provetta e pellettare le cellule mediante centrifugazione a 250 x g per 3 minuti.
    4. Se è necessario il conteggio delle cellule, risospendere le cellule in 5 mL di EGM e utilizzare una camera Neubauer. In caso contrario, aggiungere 40 mL di EGM e distribuirlo su 4 matracci freschi per colture cellulari T75.

2. Saggio di migrazione della ferita da graffio

NOTA: Il saggio di migrazione della ferita da graffio richiede una durata di 3 giorni per il completamento (Figura 1). Eseguire tutti i seguenti passaggi in condizioni di lavoro sterili (banco di lavoro sterile).

  1. Placcatura e fame delle cellule (giorno 1)
    1. Utilizzando una piastra specializzata da 96 pozzetti per l'imaging di cellule vive, seminare 20.000 HUVEC in 100 μL di EGM per pozzetto. Lasciare riposare le cellule per 6 ore nell'incubatrice.
      NOTA: Si consiglia di ottimizzare il numero di cellule considerando la velocità variabile di crescita delle cellule endoteliali vascolari tra fornitori e laboratori. L'obiettivo è ottenere un monostrato perfetto il giorno successivo prima di iniziare lo scratch. I pozzetti sovrappopolati possono alterare il comportamento delle cellule endoteliali, ad esempio mediante l'inibizione del contatto16, mentre un monostrato incompleto ostacola drasticamente l'analisi.
    2. Affamare tutti i pozzetti durante la notte con 100 μL di EBM per pozzetto integrati con il 2% di FBS.
      NOTA: Fare attenzione a non danneggiare il monostrato cellulare, soprattutto quando si utilizza una pipetta multicanale.
  2. Preparazione delle soluzioni di stimolazione (giorno 2)
    1. Diluire le sostanze desiderate e i controlli nel terreno basale di crescita delle cellule endoteliali (EBM) integrato con il 2% di FBS. Per ogni pozzetto, utilizzare 100 μL di soluzione.
      NOTA: L'EBM integrato con FBS al 2% funge da controllo negativo, mentre il fattore di crescita dell'endotelio vascolare umano ricombinante (VEGF) a 25 ng/mL può essere utilizzato come controllo positivo. Utilizzando piastre da 96 pozzetti, si raccomanda che gli esperimenti siano progettati con un minimo di repliche tecniche (4 pozzetti con condizioni identiche), anche se si suggerisce di utilizzarne 8 per ottenere risultati ottimali. Sforzarsi di ridurre al minimo i potenziali effetti dei bordi o degli angoli durante la pianificazione del layout.
  3. Creazione del graffio (giorno 2)
    1. Controllare le cellule al microscopio per verificare un monostrato cellulare confluente e la vitalità cellulare. Posizionare la piastra a 96 pozzetti in uno strumento per la creazione di avvolti a 96 pozzetti e generare il graffio premendo la leva del dispositivo. Sollevare con cautela il coperchio dell'utensile per la creazione di ferite prima di rilasciare la leva per evitare doppi graffi.
    2. Lavare tutti i pozzetti due volte utilizzando 200 μL di EBM per pozzetto integrati con il 2% di FBS. Confermare al microscopio che i detriti siano stati rimossi con successo.
  4. Stimolazione cellulare (giorno 2)
    1. Aggiungere 100 μl delle soluzioni di stimolazione o di controllo preparate per pozzetto.
  5. Imaging (giorno 2-3)
    1. Acquisisci le immagini una volta all'ora per un periodo massimo di 24 ore utilizzando un programma automatizzato fornito dal microscopio per l'imaging di cellule vive.
      NOTA: Per garantire una buona qualità dell'immagine, eseguire la scansione di ogni pozzetto subito dopo averlo trasferito nell'incubatore che ospita il sistema di imaging delle cellule vive. Un tempo di acclimatazione di 30 minuti nell'incubatrice aiuta a ottenere una migliore qualità dell'immagine. Il software del microscopio è programmato per acquisire un'immagine all'ora per ogni pozzetto sulla linea mediana del graffio definito.
  6. In assenza di uno strumento per la creazione di ferite e di un termocamera per cellule vive, seguire i passaggi descritti di seguito.
    1. Utilizzare un puntale per pipetta in una piastra a 24 pozzetti per indurre un graffio. Scatta immagini con un classico microscopio per colture cellulari a intervalli specifici. A tale scopo, utilizzare un microscopio motorizzato dotato di precise capacità di inseguimento x e y. Ciò consente il posizionamento automatico, garantendo un'acquisizione coerente delle immagini in posizioni predefinite.
      NOTA: Quando è necessaria l'imaging manuale, è un'opzione praticabile eseguire l'imaging solo di T0 e di un punto temporale 'x' ore dopo il trattamento. Nel protocollo descritto utilizzando HUVEC, il punto temporale T12 (12 ore dopo la stimolazione) era un punto temporale attraente con una netta separazione tra controllo negativo e positivo stimolato dal VEGF. Tuttavia, si consiglia di eseguire esperimenti iniziali con imaging ogni 2 ore o 1 ora per determinare il punto temporale ottimale per le impostazioni sperimentali specifiche in ciascun laboratorio.
  7. Analisi (giorno 3)
    1. Il software del microscopio per l'imaging di cellule vive può consentire l'analisi diretta delle immagini acquisite. Definisci le maschere che delineano il prato cellulare, il graffio iniziale e le regioni di densità relativa della ferita. Determinare i confini delle celle in base alle differenze di contrasto.
      NOTA: Per gli esperimenti eseguiti con HUVEC sono stati utilizzati una regolazione della segmentazione di 1,6, un file di fori di 500 μm2, una dimensione regolata di 1 pixel, un'area >500 μm e un'eccentricità >0,6. È essenziale un controllo visivo approfondito dei parametri di rilevamento delle cellule rispetto alle immagini reali. Con configurazioni ottimizzate, il software calcola automaticamente la densità relativa delle ferite (RWD) nel tempo e genera grafici temporali corrispondenti con la deviazione standard (SD) delle repliche tecniche. Questi dati possono quindi essere utilizzati per l'analisi statistica.

3. Estrazione dell'RNA con cellule coltivate 2D

NOTA: Eseguire tutti i seguenti passaggi fino al passaggio 3.3 in condizioni di lavoro sterili (banco di lavoro sterile).

  1. Celle di placcatura (giorno 1)
    1. Staccare gli HUVEC secondo il passaggio 1.2 del protocollo di coltura cellulare HUVES.
    2. Seminare 50.000 cellule per pozzetto in una piastra a 12 pozzetti con 2 mL di EGM per pozzetto.
    3. Cambiare il mezzo dopo 6 ore in EBM contenente il 2% di FBS (terreno affamato) per morire di fame durante la notte.
  2. Trattamento delle cellule (giorno 2)
    1. Diluire gli agenti di interesse nell'EBM integrati con il 2% di FBS. Sostituire il terreno di ammortamento con la diluizione preparata e incubare le cellule per il tempo desiderato in un'incubatrice.
  3. Estrazione dell'RNA (giorno 2-3)
    1. Lisi le cellule con 750 μl di Trizol per pozzetto e incubazione per 10 minuti su un agitatore orbitale.
    2. Risospendere i campioni con una pipetta da 1000 μL alcune volte e quindi conservarli in specifiche provette di RNA a basso legame (volume 1,5 mL). Conservare a -80 °C.

4. Immunocitochimica con cellule coltivate 2D

NOTA: Eseguire tutti i passaggi seguenti fino al passaggio 4.4 in condizioni di lavoro sterili (banco di lavoro sterile).

  1. Preparazione dei vetrini coprioggetto
    1. Incubare 100 vetrini coprioggetti con un diametro di 12 mm in idrossido di potassio al 5% in metanolo in una provetta da 50 mL per 30 minuti agitando la soluzione applicata.
      NOTA: Questo è un passaggio molto importante per deprototonare la superficie dei vetrini coprioggetti e migliorare le condizioni per il rivestimento e la coltura. A questo punto, si consiglia vivamente di assicurarsi che i vetrini coprioggetti siano ben distribuiti all'interno del mezzo e non si secchino e si incollino insieme.
    2. Lavare i vetrini coprioggetti per 30 minuti 4 volte con acqua demineralizzata.
    3. Dopo il lavaggio, trasferirli in una soluzione isopropilica al 70% per la conservazione.
  2. Rivestimento di vetrini coprioggetti
    1. Appoggiare i vetrini coprioggetti singolarmente contro la parete di una capsula di Petri quadrata per consentire l'evaporazione dell'alcol isopropilico.
    2. Dopo 5 minuti trasferire i vetrini coprioggetti in una piastra a 24 pozzetti (un vetrino coprioggetti per pozzetto). Applicare 1 mL di una soluzione di 10 mg/mL di collagene I in PBS su ciascun pozzetto e incubare per 60 minuti a 37 °C.
    3. Quindi, lavare i vetrini coprioggetti 4-5 volte per 5 minuti con PBS.
  3. Coltivare le cellule
    1. Staccare gli HUVEC seguendo le procedure descritte nella fase 1.2 del protocollo di coltura cellulare HUVEC.
    2. Seminare 50.000 cellule per pozzetto in una piastra da 24 pozzetti con 2 mL di EGM per pozzetto.
    3. Dopo 6 ore, cambiare il terreno in EBM contenente il 2% di FBS per consentire alle cellule di attaccarsi al pozzetto e far morire di fame le cellule durante la notte.
    4. Il giorno successivo, gli agenti diluiti di interesse in EBM sono stati integrati con il 2% di FBS. Sostituire la soluzione affamata nei pozzetti con la diluizione preparata e incubare le cellule per il tempo desiderato in un incubatore.
  4. Fissazione e bloccaggio
    1. Coltivare le cellule per il tempo desiderato, quindi lavare le cellule con PBS per 5 minuti.
    2. Fissare le cellule con paraformaldeide (PFA) al 2% in PBS per 20 minuti a temperatura ambiente (RT).
    3. Lavare con PBS 3-4 volte per 5 min.
    4. Incubare i campioni con un tampone bloccante contenente il 5% di siero normale di capra (NGS) e lo 0,1% di Triton-X-100 in PBS per 1 ora a RT.
      NOTA: In questa fase, è importante lavare i campioni per garantire che il PFA venga rimosso completamente. Scegli la specie del siero in base all'origine dell'anticorpo secondario.
  5. Macchiatura
    1. Incubare i campioni per una notte a 4 °C nel tampone bloccante con l'anticorpo primario.
    2. Il giorno successivo, per rimuovere eventuali anticorpi primari non legati, lavare i campioni 3-4 volte con PBS per 5 minuti ciascuno.
    3. Successivamente, incubare i campioni per 1 ora a RT con il corrispondente anticorpo secondario e la falloidina-FITC, diluiti insieme nel tampone bloccante.
    4. Lavare altre 3-4 volte.
    5. Capovolgere i vetrini coprioggetti sui vetrini con una piccola goccia di mezzo di montaggio contenente DAPI, lasciare asciugare al buio e sigillare con smalto per unghie. Conservare i campioni al buio a 4 °C.

5. Saggio di germinazione degli sferoidi

NOTA: Il saggio di germinazione degli sferoidi richiede 3 giorni per il completamento (Figura 2). Eseguire tutti i passaggi seguenti fino al passaggio 5.7 in condizioni di lavoro sterili (banco di lavoro sterile).

  1. Generazione di sferoidi in gocce sospese (giorno 1)
    1. Staccare gli HUVEC seguendo le procedure descritte nella fase 1.2 del protocollo di coltura cellulare HUVEC.
    2. Combinare 200.000 cellule con 8 mL di EGM e 2 mL di soluzione madre di methocel, garantendo una miscelazione accurata. Fare riferimento al File supplementare 1 per istruzioni sulla preparazione della soluzione madre di methocel.
    3. Erogare 25 μl di goccioline della soluzione sulla superficie interna capovolta di una grande piastra di Petri quadrata. Ruotare delicatamente il coperchio di 180° e posizionarlo sul fondo del recipiente per colture cellulari in modo che le goccioline siano appese. Posizionare il recipiente in un incubatore per colture cellulari durante la notte.
  2. Preparare il gel di collagene (giorno 2)
    1. Mescolare accuratamente 2,3 mL di collagene di coda di ratto di tipo I con 0,280 mL di 10x Medium 199 fino a quando la miscela raggiunge una tonalità gialla uniforme. Mantieni questa miscela sul ghiaccio durante l'intero processo.
  3. Titola il gel di collagene (giorno 2)
    1. Titolare la miscela fino a raggiungere un pH fisiologico, indicato da un colore arancione, utilizzando NaOH (2 N).
    2. Aggiungere 50 μl di tampone HEPES al prodotto finale.
      NOTA: Per garantire un intervallo dinamico ottimale per il saggio, è imperativo avvicinarsi il più possibile a un pH fisiologico. Vari lotti di collagene possono richiedere diverse quantità di NaOH. Mantenere il composto rigorosamente in ghiaccio durante tutto il processo e mescolato in modo omogeneo per tutto il tempo.
  4. Raccolta degli sferoidi (giorno 2)
    1. Sciacquare le gocce pendenti dai coperchi delle colture cellulari con 20 ml di PBS.
    2. Centrifugare la soluzione per 7 minuti a 250 x g. Eliminare il surnatante e risospendere gli sferoidi in 0,1 mL di FBS e 0,4 mL di EGM picchiettando delicatamente la provetta.
    3. Aggiungere 2 mL di soluzione madre di methocel e mescolare accuratamente. Utilizzare una pipetta con una capacità minima di 5 mL per evitare di danneggiare gli sferoidi.
  5. Aggiunta di sferoidi alla matrice di collagene 3D (giorno 2)
    1. Aggiungere 2 ml della miscela di collagene preparata agli sferoidi risospesi e mescolare accuratamente.
    2. Erogare 0,5 mL della miscela risultante nei pozzetti di una piastra a 24 pozzetti e incubare in un incubatore cellulare per 30 minuti.
  6. Stimolazione degli sferoidi in una matrice di collagene 3D (giorno 2)
    1. Preparare una diluizione delle sostanze desiderate in EBM. Per ogni pozzetto, utilizzare 100 μL di soluzione.
      NOTA: L'EBM funge da controllo negativo, mentre il fattore di crescita dell'endotelio vascolare (VEGF) a 25 ng/mL (concentrazione finale in 500 μL di matrice di collagene e 100 μL di strato EBM) può essere utilizzato come controllo positivo.
    2. Incubare per il tempo desiderato.
      NOTA: In un test standard, si consigliano 18-24 ore, ma i tempi devono essere attentamente ottimizzati in ogni laboratorio.
  7. Imaging degli sferoidi (giorno 3)
    1. Utilizza un microscopio invertito e una piattaforma di imaging per acquisire immagini di tutti gli sferoidi che non sono a contatto con il bordo del pozzo, tra loro o che mostrano segni di danneggiamento. Mantieni impostazioni e livelli di zoom coerenti in tutte le condizioni.
  8. Analisi (giorno 3)
    1. Utilizza lo strumento di misurazione in ImageJ Fiji per accertare la lunghezza di tutti i germogli da ogni sferoide in ogni immagine.
      NOTA: Utilizzare il plug-in fornito nel file supplementare 2, che rende l'analisi più efficiente e genera un file di .txt di output.
    2. Importa i dati in un foglio di calcolo, R o qualsiasi altro software preferito e utilizza la lunghezza cumulativa media di tutti i germogli per sferoide come lettura per ogni condizione.
      NOTA: I risultati di gel diversi non possono essere combinati sotto forma di lunghezze assolute di germinazione. I dati di ciascun gruppo di trattamento devono essere normalizzati al gruppo di controllo EBM o VEGF (lunghezza relativa della germinazione) prima che i dati possano essere uniti.

6. Estrazione dell'RNA con cellule coltivate in 3D

  1. Saggio di germinazione degli sferoidi
    1. Eseguire il test di germinazione degli sferoidi come descritto nella sezione 5.
  2. Lisi del gel di collagene
    1. Lavare i gel sferoidi con PBS caldo per 5 minuti.
    2. Tagliare i gel di sferoidi in quarti e trasferire tutti e 4 i quarti in una provetta da 50 ml. Utilizzare un bisturi per la dissezione meccanica dei gel.
    3. Trattare i campioni di gel con una soluzione di lisi (contenente 2 mg/mL di collagenasi D in PBS) e incubare per 45 minuti a 37 °C su un agitatore.
    4. Lavare delicatamente i gel con PBS integrato da 2 mM di EDTA per arrestare la reazione del tampone di lisi.
  3. Estrazione dell'RNA
    1. Risospendere i gel lisati in 750 μL di Trizol e incubare per 10 minuti per garantire un'estrazione sufficiente dell'RNA come descritto al punto 3.3.
    2. Risospendere i campioni con una pipetta da 1000 μL alcune volte e trasferire i campioni in specifiche provette di RNA a basso legame (volume 1,5 mL). Conservare i campioni a -80 °C.

7. Immunocitochimica di sferoidi in una matrice di collagene 3D

  1. Saggio di germinazione degli sferoidi
    1. Eseguire il test di germinazione degli sferoidi come descritto nella sezione 5.
  2. Fissazione e bloccaggio
    1. Fissare i gel con il 4% di PFA in PBS per 1 ora.
      NOTA: Per garantire una buona fissazione delle cellule nel gel, i gel devono essere staccati con cura sui lati dei pozzetti con un bisturi e una pinzetta dopo il risciacquo con PBS.
    2. Lavare delicatamente i gel 3-4 volte con PBS, quindi staccarli completamente dalla superficie dei pozzetti e trasferirli in nuove piastre da 24 pozzetti.
    3. Incubare i gel per 1 ora a RT con la soluzione bloccante (contenente il 5% di NGS e lo 0,1% di Triton-X-100 in PBS) su un agitatore orbitale.
  3. Macchiatura
    1. Incubare i campioni per una notte a 4 °C su un agitatore orbitale con l'anticorpo primario diluito in tampone bloccante.
      NOTA: La rotazione dei gel durante questa incubazione non ha migliorato la qualità della colorazione.
    2. Il giorno successivo, lavare delicatamente i gel 4-5 volte con PBS per 5 minuti ciascuno.
    3. Incubare l'anticorpo secondario corrispondente, diluito con falloidina-FITC in tampone bloccante per una notte a 4 °C su un agitatore orbitale.
    4. Eseguire 4-5 fasi di lavaggio aggiuntive con PBS.
    5. Trasferire i gel sui vetrini del microscopio e montarli con due gocce di terreno di montaggio contenente DAPI su un vetrino coprioggetti posizionato su ciascun gel. Lasciare asciugare i campioni prima di sigillarli con lo smalto per unghie e conservarli al buio a 4 °C.
  4. Microscopia
    1. Visualizzare tutti i campioni su un microscopio confocale. Usa l'obiettivo 20x e concentrati sulla regione di interesse. Acquisisci immagini come Z-stack, nonché immagini del singolo piano focale.
      NOTA: L'acquisizione di immagini Z-stack e del piano focale in più sezioni del campione 3D è essenziale per acquisire la rappresentazione completa, soprattutto per campioni 3D spessi.

8. Cellule endoteliali microvascolari retiniche umane (HRMVECs)

NOTA: Tutti i passaggi descritti possono essere eseguiti anche con cellule endoteliali microvascolari, ad esempio cellule endoteliali microvascolari retiniche umane (HRMVECs). In tal caso, il terreno deve essere sostituito con uno specifico terreno di coltura di cellule endoteliali microvascolari contenente il 10% di siero fetale bovino (FBS) per la coltivazione, nonché fasi specifiche in ciascun test. Le differenze specifiche dell'HRMVEC rispetto ai protocolli di analisi sono descritte di seguito:

  1. Saggio della ferita da graffio
    1. Coltivare le cellule in un terreno di cellule endoteliali microvascolari FBS al 10% invece di EGM.
    2. Semina 20.000 cellule/pozzo.
    3. Non affamare le cellule durante la notte.
    4. Dopo aver eseguito il graffio, cambiare il terreno con un terreno di cellule endoteliali basali contenente il 5% di FBS invece di EBM con il 2% di FBS.
  2. Immunocitochimica di HRMVEC coltivate 2D
    1. Coltivare le cellule in un terreno di coltura endoteliale microvascolare al 10% invece che in EGM.
    2. Non affamare le cellule durante la notte.
    3. Cambiare il mezzo subito prima del trattamento in EBM + 5% FBS invece di EBM + 2% FBS.
  3. Saggio di germinazione degli sferoidi
    1. Seminare le cellule sotto forma di gocce pendenti con un terreno di coltura endoteliale microvascolare contenente il 10% di FBS invece di EGM.
  4. Immunocitochimica di sferoidi in una matrice di collagene 3D
    1. Seminare le cellule sotto forma di gocce pendenti con un terreno di coltura endoteliale microvascolare contenente il 10% di FBS invece di EGM.

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Risultati

Per il saggio di migrazione, è fondamentale esaminare a fondo le immagini acquisite al punto temporale t = 0 h per garantire che la presenza di un monostrato cellulare completamente formato sia rilevata con precisione dal sistema (Figura 1B). Inoltre, la chiarezza e la rettilineità del bordo del graffio dovrebbero essere confermate (Figura 1B). L'area priva di celle dovrebbe essere in gran parte priva di detriti. Al termine del test, un gruppo stimolato con, ad ...

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Discussione

In questo rapporto, abbiamo presentato una gamma di tecniche con letture funzionali e molecolari per studiare l'angiogenesi in vitro.

Il saggio di migrazione rappresenta una tecnica consolidata utilizzata in tutti i campi del lavoro di laboratorio umido. Abbiamo scelto l'approccio di imaging di cellule vive disponibile in commercio per sfruttare il formato a 96 pozzetti adatto per esperimenti di screening e dose-risposta, la dimensione standardizzata e riproducibile della ferita cre...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse in questo progetto.

Ringraziamenti

Gli autori ringraziano Sophie Krüger e Gabriele Prinz per il loro eccellente supporto tecnico. Ringraziamo Sebastian Maier per aver sviluppato il plug-in ImageJ per quantificare i germogli di sferoidi e il Lighthouse Core Facility, Zentrum für Translationale Zellforschung (ZTZ), Dipartimento di Medicina I, Ospedale Universitario di Friburgo per l'utilizzo del sistema IncuCyte. La grafica è stata realizzata con biorender.com. Questo lavoro è stato sostenuto dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft [Bu3135/3-1 + Bu3135/3-2 a F.B.], dalla Medizinische Fakultät der Albert-Ludwigs- Universität Freiburg [Berta-Ottenstein-Program for Clinician Scientists and Advanced Clinician Scientists to F.B.], dalla Else Kröner-Fresenius-Stiftung [da 2021_EKEA.80 a F.B.], dal German Cancer Consortium [CORTEX fellowship for Clinician Scientists to J.R.] e dalla Volker Homann Stiftung [a J.N.+F.B.] e dalla "Freunde der Universitäts-Augenklinik Freiburg e.V." [a P.L.]

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
10x Medium 199Sigma-AldrichM0650
Alexa Fluor 647-coniugato AffiniPure F(ab)' 2-FrammentoJackson IR 115-606-072
Axio Vert. A1Zeiss
CapturePro 2.10.0.1JENOTIK Optical Systems
Collagene di tipo 1 coda di rattoCorning354236
Collagenasi DRoche 
Terreno basale a cellule endotelialiLonzaCC-3156EBM
Terreno di crescita delle cellule endotelialiLonzaCC-3162EGM
Acido etilendiamminotetraacetico Serva11290.02EDTA
Siero fetale bovinoBio& VENDIS 0615FBS
Cellule endoteliali della vena ombelicale umana, piastre aLonzaC2519AHUVEC
IncuCyte ImageLock Sartorius4379
Incucyte S3Sartorius
MethocelSigmam-0512
Terreno di coltura endoteliale microvascolare con il 10% di FBSPB-MH-100-4090-GFPPELOBiotech
NaOHCarl RothP031.2
Isotiocianato di falloidina-fluoresceina marcato (0,5 mg/mL di metanolo)Sigma-AldrichP5282-.1MGPhalloidin-FITC
Soluzione salina tamponata con fosfatoThermo Fisher Scientfic14190-094PBS
Sistemi cellularicellule endoteliali microvascolari retiniche umane primarieACBRI 181
ProLong Glass Antifade Mountant con NucBlueInvitrogen di ThermoFisher Scientific2260939
Reagenteper lisi QIAzolQIAGEN79306
fattore di crescita endoteliale vascolare umano ricombinantePeproTech100-20VEGF
Piastra di Petri quadrataGreiner688102
TrizolQiagen79306
TripsinaPAN-BiotecP10-024100
VEGF-R2 (monoclonale)ThermoFisher Scientific Inc.B.309.4
WoundMakerSartorius4493
11088858001 96 pozzetti Sistema di analisi delle cellule vive di

Riferimenti

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