Articolo metodologico

Quantificazione di micro e nanoplastiche a base di polibutilene adipato tereftalato dal suolo mediante spettroscopia di risonanza magnetica nucleare protonica

DOI:

10.3791/67471

⸱

6 giugno 2025

 ,  ,  , 
1Department of Biosystems Engineering and Soil Science, University of Tennessee-Knoxville, 2Department of Chemistry, University of Tennessee-Knoxville

In questo articolo

Sommario

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Qui viene descritto un metodo per quantificare le micro e nanoplastiche originate dal polibutilene adipato tereftalato nel suolo utilizzando la spettroscopia di risonanza magnetica nucleare. Questa tecnica migliora la metodologia esistente perché si estende alla quantificazione delle nanoplastiche e può essere facilmente adattata per l'elaborazione di campioni ambientali in massa.

Abstract

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Per valutare con precisione la degradazione e l'impatto ambientale dei prodotti in plastica biodegradabile è necessario un metodo per recuperare e quantificare le micro e nanoplastiche (MP e NP) che si formano nel suolo durante la biodegradazione. La presenza di MP e NP nel suolo può alterare le proprietà del suolo come il comportamento di aggregazione o avere effetti tossici sul biota del suolo. I metodi di recupero MP esistenti non sono sempre adatti per misurare polimeri biodegradabili come il polibutilene adipato tereftalato (PBAT); alcune comuni procedure di digestione con acidi o ossidanti possono distruggere le MP biodegradabili a base di PBAT. I metodi di identificazione come la spettroscopia micro-FTIR e micro-Raman sono inoltre limitati dalla dimensione minima delle particelle che possono essere recuperate e analizzate. Pertanto, questo metodo è stato sviluppato per estrarre e quantificare il PBAT dal suolo per valutare la frazione di massa di MP e NP nel suolo senza trasformare chimicamente il PBAT. Nel protocollo, una soluzione di cloroformio-metanolo viene utilizzata per estrarre selettivamente il PBAT dal suolo. Il solvente viene evaporato dall'estratto, quindi l'estratto viene ridisciolto in cloroformio deuterato. L'estratto viene analizzato mediante spettroscopia di risonanza magnetica nucleare protonica (1H-QNMR) secondo parametri quantitativi per quantificare la quantità di PBAT in ciascun campione. L'efficienza dell'estrazione con solvente per PBAT varia dal 76% in un terreno argilloso ombreggiato al 45% in un terreno argilloso sabbioso Elkhorn. Il recupero di PBAT può essere ridotto per i materiali foto-ossidati rispetto a quelli incontaminati e può essere ridotto nei terreni con alto contenuto di argilla. Le efficienze di estrazione non dipendono dalla concentrazione di PBAT all'interno dell'intervallo di prova, ma sono state osservate efficienze di estrazione inferiori per le NP rispetto alle MP. I risultati della quantificazione del PBAT sono stati paragonabili alla quantificazione della degradazione della plastica misurando la respirazione cumulativa del suolo in uno studio di incubazione di laboratorio.

Introduzione

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I metodi per misurare la contaminazione da MP nel suolo sono necessari per comprendere la portata della contaminazione da plastica nei suoli globali1, le fonti di contaminazione da plastica2 e le potenziali soluzioni3. I suoli agricoli sono esposti in modo univoco alla contaminazione da plastica: ogni anno nel 2021 vengono utilizzate in agricoltura più di 15 milioni di tonnellate di plastica4, di cui 2,5 milioni di tonnellate di pacciame di plastica5. Il pacciame di plastica viene utilizzato a stretto contatto con il terreno, riapplicato una o più volte all'anno6 e può essere difficile da rimuovere completamente dal terreno dopo la loro vita utile7. Un'area chiave in cui sono necessari metodi di misurazione MP è la valutazione di prodotti in plastica biodegradabile come i pacciami in plastica biodegradabile per l'uso nei sistemi vegetali8.

I prodotti in plastica biodegradabile nel suolo sono alternative promettenti alla plastica agricola convenzionale perché potrebbero eliminare la contaminazione da plastica del suolo mediante pacciamatura di plastica se funzionano come previsto. Nel 2022 sono state prodotte meno di 1 milione di tonnellate di plastica biodegradabile a livello globale, con una rapida crescita prevista per il settore9. I quattro polimeri biodegradabili più comuni, acido polilattico (PLA), amido polimerizzato, poliidrossialcanoati (PHA) e polibutilene adipato tereftalato (PBAT), sono tutti utilizzati commercialmente o sperimentalmente nelle pacciamature di plastica biodegradabile in agricoltura10. Nonostante le loro promesse, la degradazione di questi prodotti in plastica biodegradabile in condizioni di campo è variabile11. Mentre alcuni studi sulla degradazione del pacciame plastico biodegradabile in campo si sono concentrati sui frammenti macroplastici11, la valutazione della completa degradazione dei materiali plastici richiede la capacità di recuperare MP e NP dal suolo. La quantificazione delle microplastiche dal suolo è importante anche per valutare i potenziali impatti negativi sugli ecosistemi del suolo derivanti dall'inquinamento da MP12.

Alcune tecniche comunemente utilizzate per l'identificazione e la quantificazione delle MP includono l'analisi visiva, la spettroscopia infrarossa trasformata in micro-Fourier (μFTIR), la spettroscopia micro-Raman (μRaman), la gascromatografia-spettroscopia di massa (GCMS che include la pirolisi GCMS e la GCMS di desorbimento per estrazione termica) e l'analisi termogravimetrica13. Altre tecniche in via di sviluppo includono la spettroscopia nel vicino infrarosso per la misurazione in situ di MP nei suoli14, l'estrazione di esterificazione metilica degli acidi grassi per l'analisi GCMS15 e la spettroscopia di risonanza magnetica nucleare16. Ben il 90% degli studi che quantificano le MP nel suolo ha utilizzato l'analisi visiva (da sola o in coppia con altre tecniche) per identificare le particelle di plastica, mentre il 77% ha utilizzato tecniche di spettroscopia FTIR, Raman o GCMS17. Lo sviluppo e l'armonizzazione di una varietà diversificata di tecniche di quantificazione MP può aiutare ad ampliare la capacità della comunità scientifica di rispondere a diverse domande di ricerca sulle microplastiche18. Esistono tre approcci generici per preparare campioni di terreno per quantificare le microplastiche: 1) separare singole particelle di microplastica immutate dal suolo (es. mediante separazione per densità), 2) estrarre materiale plastico o polimerico trasformato (es. per dissoluzione) o 3) analizzare il suolo sfuso. Sia la spettroscopia μFTIR che quella μRaman richiedono che le singole MP siano separate dal suolo prima di poter essere identificate chimicamente19, mentre il piro-GCMS può essere eseguito su particelle di plastica isolate separate dal suolo o dal suolo sfuso20. Separare gli MP biodegradabili dal suolo può essere difficile perché alcune digestioni utilizzate per rimuovere la materia organica del suolo possono degradare o alterare chimicamente i polimeri biodegradabili, incluso il PBAT21. La spettroscopia micro-Raman e μFTIR ha entrambe un limite di risoluzione spaziale: le particelle devono essere più grandi di 10-20 μm per μFTIR e 1 μm per μRaman (se singole particelle così piccole possono essere preparate per l'analisi)19,22. Queste tecniche possono fornire l'identificazione chimica dei polimeri MP e l'imaging spettroscopico può essere impiegato per misurare la dimensione MP22. Tutti i tipi di piro-GCMS sono limitati in quanto i campioni vengono distrutti durante l'analisi.

La risonanza magnetica nucleare è stata utilizzata con successo per caratterizzare i costituenti e i contaminanti del suolo23, per quantificare le MP 16,24,25,26 e per valutare la degradazione del PBAT e di un altro polimero, il polistirene 27,28. Quando viene eseguita con parametri quantitativi, la spettroscopia 1H-NMR produce spettri in cui l'area di ciascun picco spettrale è direttamente proporzionale al numero di idrogeni che contribuiscono nel campione; Ciò consente di quantificare i componenti costitutivi in un campione29. La RMN è una tecnica analitica preziosa per quantificare alcune MP, tra cui il PBAT, all'interno del suolo perché consente la quantificazione e l'identificazione simultanee, è adatta per miscele complesse e impure e non richiede standard di riferimento chimicamente identici30,31. La spettroscopia NMR di un estratto di solvente potrebbe quantificare MP o NP più piccoli di quelli che possono essere elaborati per la quantificazione μFTIR, μRaman o GCMS. Nonostante questi vantaggi, gli approcci NMR quantitativi forniscono ancora sensibilità inferiori rispetto agli approcci basati sulla spettroscopia di massa distruttiva32.

Il metodo proposto, schematizzato nella Figura 1, descrive un flusso di lavoro per elaborare e analizzare campioni di terreno contenenti PBAT, comprese le plastiche PBAT di dimensioni nanometriche. Nel metodo, il polimero PBAT viene estratto da campioni di terreno agitando il terreno con una miscela di cloroformio e metanolo. Gli estratti solventi contenenti PBAT vengono essiccati e poi ridisciolti in cloroformio deuterato con l'aggiunta di un calibrante interno. La spettroscopia NMR viene condotta sugli estratti utilizzando parametri quantitativi. Gli spettri risultanti vengono analizzati per quantificare il PBAT confrontando l'area dei picchi adattati corrispondenti agli atomi di idrogeno del PBAT e alle molecole calibranti. Questo metodo applica l'approccio dell'estrazione con solvente e della spettroscopia di risonanza magnetica nucleare protonica (1H-NMR) dimostrato da Nelson et al.33. L'obiettivo era quello di impiegare un metodo adatto a processare campioni su scala ambientale (~100 g di terreno) e di elaborare un numero di campioni in parallelo senza attrezzature di estrazione specializzate.

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Protocollo

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1. Raccolta e preparazione del terreno

NOTA: Le apparecchiature di campionamento e trattamento non devono contenere il polimero PBAT o i suoi costituenti per evitare la contaminazione del campione. Altri materiali polimerici non interferiscono necessariamente con la quantificazione del PBAT dal suolo. Ad esempio, il polietilene e il polipropilene non producono picchi spettrali nel cloroformio 1H-NMR che interferiscono con la quantificazione del PBAT34, ma il polietilene tereftalato, con il suo gruppo tereftalato, molto probabilmente interferirebbe35, così come altri poliesteri. Testi di riferimento come Brandolini e Hills34 possono essere utilizzati per determinare gli spettri 1H-NMR di vari polimeri e per individuare i picchi sovrapposti con i picchi PBAT utilizzati per la quantificazione (descritti di seguito).

  1. Raccogliere almeno 100 g di peso secco equivalente di terreno per ogni campione. Determinare la dimensione del campione di suolo in base alla concentrazione prevista di plastica al fine di raccogliere un campione rappresentativo e omogeneizzare il terreno per raccogliere un sottocampione, se necessario36.
    NOTA: I sistemi del suolo sono intrinsecamente eterogenei37, così come le distribuzioni dei contaminanti (ad esempio, le MP) al loro interno38. Esiste anche una variabilità associata ai metodi utilizzati per misurare le concentrazioni di contaminanti39. Pertanto, si raccomanda di creare un disegno di campionamento o un disegno sperimentale che includa campioni replicati come strumento per stimare l'incertezza e raccogliere volumi di campione rappresentativi in base alla concentrazione di plastica40. È stato documentato che le concentrazioni di MP nel suolo variano da quasi zero a 1 x 107 elementi per kg di suolo, con la maggior parte dei siti che contengono meno di 10.000 elementi per kg di suolo41. Un volume elementare rappresentativo teorico potrebbe variare da 23 m2 a una concentrazione di MP di 10 elementi per metro quadrato a 0,02 m2 quando le concentrazioni di MP sono 10.000 elementi per metro quadrato36.
    1. Per aumentare l'area di campionamento effettiva da un sito sul campo, riducendo al minimo la quantità di terreno che deve essere lavorata, raccogliere il terreno da un'ampia area (ad esempio, 1 m2), quindi utilizzare il metodo del quartiering per omogeneizzare e consolidare il campione (ad esempio, fino a 500 g di terreno)36.
    2. Nel metodo di squartamento, ammucchiare il terreno da una vasta area su un telo o un'altra superficie, mescolare accuratamente con una pala, quindi dividere in quarti. Conservare un quarto del campione e scartare gli altri tre quarti. Ripetere questo processo fino a quando il campione non raggiunge la dimensione desiderata.
  2. Setacciare il terreno attraverso un setaccio a maglie da 2 mm. Pulire completamente il setaccio e la vaschetta di raccolta tra i campioni di terreno.
  3. Asciugare il terreno all'aria, quindi conservare in sacchetti per campioni sigillati. Il terreno asciutto può essere conservato in questo stato prima dell'estrazione del PBAT.

2. Estrazione di PBAT dai suoli

ATTENZIONE: Il cloroformio è volatile e tossico. Conservalo al buio in vetro ambrato, lontano da ossidanti. Durante il lavoro, indossare guanti, protezione per gli occhi e indumenti protettivi adeguati. Maneggiarlo solo in una cappa aspirante. Il metanolo è infiammabile, volatile e tossico. Conservare il metanolo in un armadio ignifugo. Durante il lavoro con il metanolo, indossare guanti adeguati, protezione per gli occhi e indumenti protettivi. Maneggiare il metanolo solo in una cappa aspirante. La vetreria può rompersi e causare lesioni. Indossare una protezione per gli occhi quando si maneggia la vetreria. Evitare di toccare i vetri rotti a mani nude. Invece, pulisci i vetri rotti con guanti, pinze, scopa o un altro strumento resistenti al taglio.

NOTA: Il cloroformio non è compatibile con la maggior parte delle plastiche o dei metalli. Assicurarsi che tutti i materiali siano compatibili (ad es. vetro o politetrafluoroetilene, plastica PTFE).

  1. In una cappa aspirante, preparare 100 mL di miscela 90:10 v/v di cloroformio (triclorometano; CHCl3) e metanolo (CH3OH) per campione da estrarre. Ad esempio, per estrarre da 5 campioni, mescolare 450 mL di cloroformio con 50 mL di metanolo.
  2. Aggiungere 100 g di terreno asciutto, 100 ml di soluzione di cloroformio-metanolo e 20 perle di vetro in un barattolo di estrazione di vetro. Sigillare ermeticamente i barattoli di estrazione con coperchi rivestiti in PTFE in modo che il vapore del solvente non possa fuoriuscire dai barattoli.
    NOTA: Il PBAT è altamente solubile in cloroformio; È stata utilizzata una miscela di cloroformio e metanolo perché il metanolo può formare legami idrogeno con i soluti, competendo con i costituenti minerali e organici del suolo e aumentando il recupero di PBAT dal suolo33.
  3. Utilizzare un tavolo vibrante per agitare le giare di estrazione per 8 ore a 200 giri/min. Dopo l'agitazione, lasciare riposare il terreno nelle giare di estrazione per almeno 4 ore.
  4. Separare l'estratto dal terreno. Nella cappa aspirante, stappare un barattolo di estrazione e trasferire il liquido con una pipetta attraverso un filtro di carta di qualità con una dimensione dei pori di 11 μm in un barattolo di vetro pulito etichettato. Registrare il volume di solvente recuperato dal barattolo di estrazione. Evitare di trasferire i solidi del suolo con l'estratto; lasciare qualche mL di solvente, se necessario.
    NOTA: La carta da filtro ha lo scopo di rimuovere grandi pezzi di materia organica dalla soluzione solvente.
  5. Essiccare gli estratti lasciandoli nella cappa fino alla completa evaporazione del solvente. Questa operazione può richiedere fino a 24 ore. Asciugare anche il terreno nella cappa aspirante. Una volta che il terreno è completamente asciutto, scartalo.
  6. Una volta che gli estratti sono asciutti, tappare ogni barattolo di campioni e conservarli in un luogo fresco, buio e asciutto fino al momento del bisogno.

3. Raccolta di spettri NMR

ATTENZIONE: Il cloroformio deuterato presenta gli stessi rischi e richiede le stesse precauzioni del cloroformio protonato descritto sopra.

  1. Aggiungere un calibrante interno42 al campione. Utilizzare una bilancia per pesare 1,00 mg di 1,4-dimetossibenzene (DMB; C6H14O) in ogni vasetto contenente un estratto secco.
  2. Risospendere il campione in cloroformio deuterato (CDCl3; tricloro(deutero)metano). Nella cappa aspirante, utilizzare una micropipetta per aggiungere 500 μl di cloroformio deuterato al barattolo con estratto di campione essiccato.
  3. Tappare il barattolo e agitare per sciogliere l'estratto secco picchiettando delicatamente il barattolo contro una mano o un piano di lavoro, circa 10 volte per lato. Quindi utilizzare un puntale di pipetta pulito per trasferire il liquido in una provetta NMR.
  4. Ripetere i passaggi 3.2 e 3.3 con altri 500 μl di cloroformio deuterato, aggiungendo la seconda porzione del campione alla stessa provetta NMR della prima. Il secondo risciacquo ha lo scopo di garantire la completa dissoluzione e il recupero dell'estratto secco dal contenitore.
  5. Tappare la provetta NMR e conservarla per 3 giorni prima di raccogliere gli spettri NMR. Il tempo di conservazione appropriato dipenderà dalla velocità di evaporazione del solvente dalla provetta NMR. Analizzare i campioni poco dopo averli preparati con cloroformio deuterato.
  6. Per trasportare i tubi NMR allo spettrometro, utilizzare un supporto progettato per sostenere i tubi lunghi e delicati. Questi in genere hanno un supporto vicino alla base e alla parte superiore del tubo. Mantenere i tubi in posizione verticale durante il trasporto.
  7. Utilizzando uno spettrometro NMR a 500 MHz, raccogliere uno spettro di protoni di 1H con un angolo di impulso di 90°29, una larghezza di impulso di 8 μs33, un tempo di ritardo di 25 s (determinato dall'esperimento di recupero dell'inversione29,43), 262K punti per scansione e 32 scansioni composite29,44 da 12 a -2 ppm per un tempo di esecuzione totale di 25 minuti.
    NOTA: Abbiamo utilizzato uno spettrometro Bruker Neo 500 MHz con una sonda ottimizzata per la banda larga e un autocampionatore a una temperatura controllata di 300 K. Possono essere utilizzati altri spettrometri simili. Se si utilizza uno strumento con una diversa intensità del campo magnetico, il tempo di ritardo appropriato può essere calcolato in base al tempo di rilassamento T1 per PBAT e 1,4-dimetossibenzene utilizzando un esperimento di recupero per inversione29,43.
  8. Dopo che il campione è stato eseguito, salvare, trasferire o accedere ai dati spettrali in base alle esigenze.
    Ispeziona i dati spettrali. Verificare che tutti i picchi PBAT utilizzati nella quantificazione siano chiaramente risolti, se presenti. Utilizzare i picchi PBAT 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) e 3 (4,09 ppm) per la quantificazione (dettagli nella Tabella 1). Utilizzare i picchi DMB A (6,84 ppm) e B (3,77 ppm) anche per la quantificazione (dettagli nella Tabella 2). Prendi particolare nota dei picchi di 6, 6', 3' e 3 di PBAT, che appaiono molto vicini tra loro e possono sovrapporsi.
  9. Se alcuni picchi non vengono risolti in modo chiaro, diluire il campione. Combinare 100 μl di campione e 500 μl di cloroformio deuterato in una provetta NMR pulita ed eseguire nuovamente il campione secondo gli stessi parametri definiti al punto 3.7.

4. Analisi degli spettri NMR per quantificare il PBAT

NOTA: L'analisi spettrale può essere condotta in qualsiasi momento dopo la raccolta. L'analisi dei dati lo stesso giorno in cui vengono prodotti gli spettri è preferibile per garantire che i campioni siano ancora disponibili per la ripetizione in caso di problemi.

  1. Aprire il file FID creato dallo spettrometro nel software di elaborazione NMR FID (abbiamo usato MestreNova di MestreLab, altre opzioni ma altre opzioni sono disponibili).
  2. Applicare l'allargamento della linea agli spettri: nel software di elaborazione FID, selezionare Modello di elaborazione nel menu Elaborazione, quindi passare alla sezione Apodizzazione. Selezionare un modello esponenziale con una magnitudine di 0,5 Hz e un primo punto di 0,5 Hz.
  3. Per applicare la correzione di fase automatica, fare clic sul pulsante Correzione di fase automatica nel menu Elaborazione. Applicare la correzione automatica della linea di base facendo clic sul pulsante Correzione automatica della linea di base nel menu Elaborazione.
  4. Utilizzare la deconvoluzione dei picchi per adattare i picchi spettrali misurati: nella scheda Analisi del software di elaborazione degli spettri, nella sezione Fitting, fare clic sul pulsante New Fit . Utilizzare il cursore per fare clic sugli spettri con uno spostamento di 8,5 ppm, quindi trascinare il cursore su uno spostamento di 3,0 e rilasciare.
  5. Fare clic su Tabella raccordi linea nella sezione Raccordo per visualizzare tutti i picchi montati.
  6. Conservare i picchi utilizzati per la quantificazione come descritto nella Tabella 1 e nella Tabella 2 ed etichettati nella Figura 2. Utilizzare i picchi PBAT 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) e 3 (4,09 ppm) nella quantificazione (dettagli nella Tabella 1), nonché i picchi DMB A (6,84 ppm) e B (3,77 ppm). Gli atomi di idrogeno che corrispondono a ciascun picco elencato nella Tabella 1 e nella Tabella 2 sono etichettati nei diagrammi strutturali della Figura 3, con la Figura 3A che mostra la struttura dei due dimeri PBAT, la Figura 3B che mostra come la posizione dei dimeri nel polimero interagisce per alterare lo spostamento del picco negli idrogeni dal monomero 1,4-butandiolo, e la Figura 3C che mostra la struttura della DMB.
  7. Elimina tutti gli altri picchi dall'adattamento selezionando i picchi indesiderati e facendo clic su Elimina picco.
  8. Utilizzare la tabella di raccordo per copiare l'area di ciascun picco in un'applicazione per fogli di calcolo per i calcoli (si è scelto di utilizzare un foglio di calcolo).
  9. Per copiare le aree dei picchi in un foglio di calcolo, selezionare innanzitutto tutte le informazioni sui picchi nella tabella dei raccordi delle linee. Quindi fai clic con il pulsante destro del mouse e scegli Copia dal menu a comparsa. Incolla i dati nel foglio di calcolo.
  10. Calcola il numero di moli di DMB aggiunte al campione, nDMB, usando l'equazione
    figure-protocol-1
    dove mDMB è la massa di DMB aggiunta al campione in grammi (suggerita 1,00 mg) e MMDMB è la massa molare di DMB (138,17 g/mol).
  11. Calcolare il numero di moli del dimero di butilene tereftalato di PBAT nel campione, nBT, utilizzando l'equazione
    figure-protocol-2
    dove A5 è l'area misurata del picco PBAT 5, AA è l'area misurata del picco DMB A e AB è l'area misurata del picco DMB B. Le unità di area prodotte dal software di analisi spettrale sono arbitrarie.
  12. Calcolare il numero di moli del dimero adipato di butilene di PBAT nel campione, nBA, utilizzando l'equazione
    figure-protocol-3
    dove A3 è l'area misurata del picco PBAT 3, A3' è l'area misurata del picco PBAT 3', A6 è l'area misurata del picco PBAT 6 e A6' è l'area misurata del picco PBAT 6'. Le unità di area prodotte dal software di analisi spettrale sono arbitrarie.
  13. Calcolare la massa di PBAT nel campione, mPBAT, recuperato, utilizzando l'equazione
    figure-protocol-4
    dove MMBA è la massa molare di un dimero BA da PBAT (200 g/mol) e MMBT è la massa molare di un dimero BT da PBAT (220 g/mol).
  14. Se nel campione era presente una quantità nota di PBAT, la percentuale di recupero, η, può essere calcolata per il campione come misura dell'efficienza di estrazione secondo l'equazione
    figure-protocol-5
  15. Calcolare la concentrazione di PBAT in un campione, CPBAT, utilizzando l'equazione
    figure-protocol-6
    dove mterreno secco è la massa di terreno asciutto utilizzata per produrre l'estratto (0,1 kg), Vsolvente recuperato è il volume di solvente recuperato dal suolo nella fase 2.4 e Vsovlent aggiunto è la quantità iniziale di solvente aggiunta al campione di terreno (100 mL).

5. Preparazione della curva di calibrazione per la quantificazione del PBAT da un particolare terreno

NOTA: Una curva di calibrazione creata sulla base di campioni di terreno con l'aggiunta di quantità note di PBAT fornirà informazioni utili su come il PBAT viene estratto e recuperato da un particolare terreno. L'estrazione non è la stessa per tutti i terreni o tutte le forme di PBAT. Sospettiamo che l'efficienza dell'estrazione dipenda dal contenuto di argilla e materia organicadel suolo 33 e raccomandiamo di creare una curva di calibrazione per ogni serie di suolo e orizzonte di interesse. La curva di calibrazione può essere creata prima o dopo l'elaborazione di campioni sconosciuti con questo metodo.

  1. Raccogliere e preparare l'equivalente di 2,5 kg di terreno asciutto come descritto nei passaggi 1.1-1.3.
  2. Determinare l'intervallo che deve essere coperto dalla curva di calibrazione; la concentrazione massima di PBAT utilizzata nella curva di taratura deve essere superiore alla concentrazione più elevata di PBAT tra i campioni sconosciuti.
  3. Preparare o procurarsi una quantità sufficiente di plastica PBAT per creare 5 campioni addizionati di 100 g di terreno con 0%, 25%, 50%, 75% e 100% della concentrazione massima (25 campioni in totale). Ad esempio, se 40 mg/kg è la concentrazione massima desiderata, saranno necessari un totale di 50 mg di PBAT per creare i campioni addizionati.
  4. Preparare 25 campioni da 100 g di terreno ciascuno. Addizionare i campioni pesando la plastica a base di PBAT e aggiungendola ai campioni di terreno alle dosi prescritte. Ad esempio, se 40 mg/kg di PBAT è la concentrazione massima desiderata, creare 5 campioni senza PBAT, 5 campioni con 1 mg di PBAT, 5 campioni con 2 mg di PBAT, 5 campioni con 3 mg di PBAT e 5 campioni con 4 mg di PBAT. Dopo aver aggiunto il PBAT al terreno, mescola bene.
  5. Estrarre il PBAT dai 25 campioni addizionati, quindi raccogliere gli spettri NMR dagli estratti e analizzare gli spettri risultanti come descritto nei passaggi da 2.1 a 4.16.
  6. Identificare l'equazione di una curva di calibrazione per PBAT in questo terreno eseguendo una regressione lineare tra la quantità misurata di PBAT in ciascun campione addizionato e la quantità effettiva di PBAT aggiunta in uno strumento di analisi statistica. Abbiamo usato un foglio di calcolo. Se non viene rilevato alcun PBAT nei campioni con spike senza PBAT aggiunto, forza b = 0 nella regressione.
    NOTA: Un test di regressione lineare valuta la forza della relazione lineare tra due variabili numeriche continue x e y, secondo la relazione y = mx + b. I valori di m e b che meglio si adattano ai dati vengono calcolati dal test. Il coefficiente r2 del test di regressione descrive quanto siano strettamente correlate tra loro le due variabili.
  7. Verificare una relazione significativa tra l'efficienza di estrazione e la concentrazione di PBAT utilizzando lo strumento di analisi statistica. Calcolare l'efficienza di estrazione del PBAT dai campioni addizionati come
    figure-protocol-7
  8. Utilizza lo strumento di analisi statistica per calcolare la probabilità che i dati osservati possano verificarsi in modo casuale senza una correlazione tra l'efficienza di estrazione e la concentrazione di PBAT. Se questo valore p è maggiore della soglia di significatività predeterminata, α, allora non riesce a rifiutare l'ipotesi nulla che non vi sia alcuna relazione tra le due variabili. In questo caso, si può presumere che l'efficienza di estrazione sia costante per tutte le concentrazioni di PBAT all'interno dell'intervallo testato. Se l'ipotesi nulla viene rifiutata, il modello lineare qui descritto potrebbe non essere il modo migliore per modellare i dati.
  9. Utilizzare l'equazione di regressione lineare della curva di calibrazione per stimare la quantità di PBAT in campioni sconosciuti elaborati con questo metodo. Se la variabile x di regressione era la quantità effettiva di PBAT nei campioni con spike della curva di calibrazione, la variabile y era la quantità misurata di PBAT e b era impostata su 0, allora
    figure-protocol-8
    NOTA: Il contenuto di PBAT dei campioni replicati stimato utilizzando un'equazione della curva di calibrazione può essere utilizzato per generare un intervallo di confidenza per la quantità di PBAT in un particolare terreno, oppure se è possibile calcolare una media e un intervallo di confidenza per le concentrazioni di PBAT negli estratti replicati, è possibile applicare la curva di calibrazione per stimare la concentrazione di PBAT nel suolo. Entrambi gli ordini di operazioni producono lo stesso intervallo di confidenza per il contenuto di PBAT nel suolo. Ad esempio, si considerino gli estratti di 10 campioni replicati con concentrazioni di PBAT di 10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 e 5 mg/kg e l'equazione della curva di calibrazione y (PBAT misurato nell'estratto) = 0,75 x (PBAT reale nel suolo). Le concentrazioni di PBAT nel suolo in ciascuna replica potrebbero essere stimate come 13, 7, 3, 5, 13, 15, 3, 8, 11 e 7 mg/kg. Quindi la concentrazione media di PBAT nel suolo sarebbe stimata come 8,4 mg/kg con una deviazione standard di 4,4 mg/kg. Se si calcolano prima una media e una deviazione standard per le concentrazioni di PBAT dell'estratto (10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 e 5), si calcola una media di 6,3 mg/kg e una deviazione standard di 3,3 mg/kg. Quindi, la curva di calibrazione potrebbe essere applicata sia alla media che alla deviazione standard per stimare la concentrazione di PBAT nel suolo: media di 8,4 mg/kg, deviazione standard di 4,4 mg/kg.

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Risultati

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Per valutare l'efficacia di questo metodo nella quantificazione del polimero PBAT dal suolo, sono state costruite curve di calibrazione estraendo PBAT da campioni addizionati creati da tre diversi terreni. Per ciascuno dei tre terreni (dettagli nella Tabella 3), il terreno è stato passato attraverso un setaccio da 2 mm e poi essiccato all'aria. I campioni addizionati sono stati creati aggiungendo 0, 9, 18, 27 o 36 mg di MP a base di PBAT a 100 g di terreno asciutto (5 repliche di ciascuno). Ciò equivale ...

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Discussione

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Proponiamo un metodo per l'estrazione con solvente di PBAT dal suolo accoppiato con 1H-NMR per quantificare il PBAT nell'estratto. Gli elementi chiave del processo di estrazione includono la tecnica e l'attrezzatura di estrazione, il solvente utilizzato per l'estrazione e i requisiti di tempo. Abbiamo scelto di utilizzare una tecnica di estrazione che richiede attrezzature relativamente semplici ed economiche (barattoli di vetro, perle di vetro e un tavolo vibrante) rispetto a...

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Dichiarazioni

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Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti noti o relazioni personali che possano aver influenzato il lavoro riportato in questo articolo.

Ringraziamenti

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Grazie all'USDA-NIFA per aver finanziato questo progetto attraverso il premio numero 2020-67019-31167 a SMS e al programma Strategic Planning Research Initiatives (SPRINT) dell'Università del Tennessee per una sovvenzione interna DGH e SMS. I finanziatori non hanno avuto alcun ruolo nella progettazione dello studio, nella raccolta dei dati, nell'analisi, nell'interpretazione, nella stesura del rapporto o nella decisione di presentare l'articolo per la pubblicazione.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1,4-dimetossibenzeneArcos Organics 99%+AC115411000 1 mg per campione
Bottiglia in vetro ambrato con coperchio rivestito in PTFE (1 L)Kimble5223253C-26
cloroformio riutilizzabile; triclorometanoFisher ChemicalAA43685M6 90 ml per campione; Fisher Optima
Clorformio deuterato; tricloro(deuterio)metanoSigma Aldrich10342000251 mL per campione; minimo 99,8% deuterato; stabilizzato con
argento Perle di vetro (diametro 3 mm)Propper Manufacturing300060020 per campione
Barattoli di estrazione in vetro con coperchio rivestito in PTFE (~250 mL di volume)Kimble5510858B2 per campione, riutilizzabili
Cilindro graduato, 1 L, polipropileneNalgene3662-1000riutilizzabile
Cilindro graduato, 500 mL, polipropileneNalgene3662-0500
riutilizzabile MetanoloFisher ChemicalA412-4 20 mL per campione; certificato ACS
Micropipetta con intervallo di 0,5 - 1 mLScientific3123000063
spettrometro NMRBrukern/a500 MHz strumento
Tubo NMR (7 pollici di altezza, ad alta produttività)WilmadWG-1000-71 per campione
Agitatore su piattaformaEppendorf, Excella E5 M1355-0000
Puntale per pipetta in polietilene riutilizzabile (volume 10 mL)Eppendorf224920981 per campione, monouso
Puntali per micropipette in polipropilene (volume 1 mL)Fisher Scientific02-707-5103 per campione, monouso
Bilancia semi-microbilanciaMettler Toledo30532226riutilizzabile
Fisher riutilizzabile

Riferimenti

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  1. Andrady, A. L. The plastic in microplastics: A review. Mar Pollut Bull. 119 (1), 12-22 (2017).
  2. Fakour, H., et al. Quantification and analysis of microplastics in farmland soils: Characterization, sources, and pathways. Agriculture. 11 (4), 330(2021).
  3. Wang, K., et al. Impact of long-term conventional and biodegradable film mulching on microplastic abundance, soil structure and organic carbon in a cotton field. Environ Pollut. 356, 124367(2024).
  4. Plastics Europe Plastics - the Facts. , Plastics Europe. Available from: https://plasticseurope.org/knowledge-hub/plastics-the-facts-2022/ (2022).
  5. Assessment of agricultural plastics and their sustainability: A call for action. , Food Agriculture Organization. Rome. (2021).
  6. Beriot, N., et al. Intensive vegetable production under plastic mulch: A field study on soil plastic and pesticide residues and their effects on the soil microbiome. Sci Total Environ. 900, 165179(2023).
  7. Liu, E. K., He, W. Q., Yan, C. R. White revolution to white pollution - Agricultural plastic film mulch in China. Environ Res Lett. 9 (9), 091001(2014).
  8. Sintim, H. Y., et al. Release of micro- and nanoparticles from biodegradable plastic during in situ composting. Sci Total Environ. 675, 686-693 (2019).
  9. Skoczinski, P., et al. Bio-based building blocks and polymers - Global capacities, production and trends 2023-2028. Indust Biotech. 20 (2), 52-59 (2024).
  10. Hayes, D. G., et al. Effect of diverse weathering conditions on the physicochemical properties of biodegradable plastic mulches. Polymer Testing. 62, 454-467 (2017).
  11. Li, C., et al. Effects of biodegradable mulch on soil quality. Appl Soil Ecol. 79, 59-69 (2014).
  12. Wang, F., Wang, Q., Adams, C. A., Sun, Y., Zhang, S. Effects of microplastics on soil properties: Current knowledge and future perspectives. J Hazardous Mater. 424, 127531(2021).
  13. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  14. Paul, A., Wander, L., Becker, R., Goedecke, C., Braun, U. High-throughput NIR spectroscopic (NIRS) detection of microplastics in soil. Environ Sci Pollut Res. 26 (8), 7364-7374 (2019).
  15. Wortman, S. E., Jeske, E., Samuelson, M. B., Drijber, R. A new method for detecting micro-fragments of biodegradable mulch films containing poly(butylene adipate-co-terephthalate) (PBAT) in soil. J Environ Quality. 51 (1), 123-128 (2021).
  16. Peez, N., et al. Quantitative analysis of PET microplastics in environmental model samples using quantitative 1H-NMR spectroscopy: Validation of an optimized and consistent sample clean-up method. Anal Bioanal Chem. 411 (28), 7409-7418 (2019).
  17. Praveena, S. M., Aris, A. Z., Singh, V. Quality assessment for methodological aspects of microplastics analysis in soil. Trend Environ Anal Chem. 34, e00159(2022).
  18. Primpke, S., et al. Critical assessment of analytical methods for the harmonized and cost-efficient analysis of microplastics. Appl Spectro. 74 (9), 1012-1047 (2020).
  19. Käppler, A., et al. Analysis of environmental microplastics by vibrational microspectroscopy: FTIR, Raman or both. Anal Bioanal Chem. 408 (29), 8377-8391 (2016).
  20. Watteau, F., Dignac, M. F., Bouchard, A., Revallier, A., Houot, S. Microplastic detection in soil amended with municipal solid waste composts as revealed by transmission electronic microscopy and pyrolysis/GC/MS. Front Sustainable Food Syst. 2, 407866(2018).
  21. Pfohl, P., et al. Microplastic extraction protocols can impact the polymer structure. Microplastics Nanoplastics. 1 (1), 1-13 (2021).
  22. Xu, J. L., Thomas, K. V., Luo, Z., Gowen, A. A. FTIR and Raman imaging for microplastics analysis: State of the art, challenges and prospects. Trend Anal Chem. 119, 115629(2019).
  23. Cardoza, L. A., Korir, A. K., Otto, W. H., Wurrey, C. J., Larive, C. K. Applications of NMR spectroscopy in environmental science. Prog Nucl Magnetic Resonance Spectr. 45 (3-4), 209-238 (2004).
  24. Peez, N., Rinesch, T., Kolz, J., Imhof, W. Applicable and cost-efficient microplastic analysis by quantitative 1H-NMR spectroscopy using benchtop NMR and NoD methods. Magnetic Resonance Chem. 60 (1), 172-183 (2022).
  25. Günther, M., Imhof, W. Simultaneous quantification of microplastic particles by non-deuterated (NoD) 1 H-qNMR from samples comprising different polymer types. Analyst. 148 (5), 1151-1161 (2023).
  26. Papini, G., Petrella, G., Cicero, D. O., Boglione, C., Rakaj, A. Identification and quantification of polystyrene microplastics in marine sediments facing a river mouth through NMR spectroscopy. Marine Pollut Bull. 198, 115784(2024).
  27. Herrera, R., Franco, L., Rodríguez-Galán, A., Puiggalí, J. Characterization and degradation behavior of poly(butylene adipate-co-terephthalate)s. J Polymer Sci Part A. 40 (23), 4141-4157 (2002).
  28. Mauel, A., Pötzschner, B., Meides, N., Siegel, R., Strohriegl, P., Senker, J. Quantification of photooxidative defects in weathered microplastics using 13 C multiCP NMR spectroscopy. RSC Adv. 12 (18), 10875-10885 (2022).
  29. Bharti, S. K., Roy, R. Quantitative 1H NMR spectroscopy. Trend Anal Chem. 35, 5-26 (2012).
  30. Li, X., Hu, K. Quantitative NMR Studies of Multiple Compound Mixtures. Ann Rep NMR Spectro. 90, 85-143 (2017).
  31. Simmler, C., Napolitano, J. G., McAlpine, J. B., Chen, S. N., Pauli, G. F. Universal quantitative NMR analysis of complex natural samples. Curr Opinion Biotechnol. 25, 51-59 (2014).
  32. Giraudeau, P. Challenges and perspectives in quantitative NMR. Magnetic Reason Chem. 55 (1), 61-69 (2017).
  33. Nelson, T. F., Remke, S. C., Kohler, H. P. E., McNeill, K., Sander, M. Quantification of Synthetic Polyesters from Biodegradable Mulch Films in Soils. Environ Sci Technol. 54, 266-275 (2020).
  34. Brandolini, A. J., Hills, D. D. NMR spectra of polymers and polymer additives. , CRC Press. Boca Raton. (2000).
  35. Matsuda, H., Asakura, T., Miki, T. Triad sequence analysis of poly(ethylene/butylene terephthalate) copolymer using 1H NMR. Macromolecules. 35 (12), 4664-4668 (2002).
  36. Yu, Y., Flury, M. How to take representative samples to quantify microplastic particles in soil. Sci Total Environ. 784, 147166(2021).
  37. Cambardella, C. A., et al. Field-scale variability of soil properties in central Iowa soils. Soil Sci Soc Am J. 58, 1501-1511 (1994).
  38. Ramsey, M. H., Argyraki, A. Estimation of measurement uncertainty from field sampling: Implications for the classification of contaminated land. Sci Total Environ. 198 (3), 243-257 (1997).
  39. Desaules, A. Critical evaluation of soil contamination assessment methods for trace metals. Sci Total Environ. 426, 120-131 (2012).
  40. Pennock, D., Yates, T., Braidek, J. Soil Sampling Designs. Soil Sampl Meth Anal. , 25-38 (2006).
  41. Büks, F., Kaupenjohann, M. Global concentrations of microplastics in soils - A review. SOIL. 6 (2), 649-662 (2020).
  42. Bowen, M., O'Neill, I., Pringuer, M. Quantitiative Applications of Nuclear Magnetic Resonance in Pharmaceutical Analysis. Proc Soc Anal Chem. , 294-297 (1974).
  43. Frank, O., Kreissl, J. K., Daschner, A., Hofmann, T. Accurate determination of reference materials and natural isolates by means of quantitative 1H NMR spectroscopy. J Agri Food Chem. 62 (12), 2506-2515 (2014).
  44. Malz, F., Jancke, H. Validation of quantitative NMR. J Pharma Biomed Anal. 38 (5), 813-823 (2005).
  45. Astner, A. F., et al. Forming micro-and nano-plastics from agricultural plastic films for employment in fundamental research studies. J Vis Exp. (185), e641112(2022).
  46. Anunciado, M. B., et al. Effect of environmental weathering on biodegradation of biodegradable plastic mulch films under ambient soil and composting conditions. J Polymer Environ. 29 (9), 2916-2931 (2021).
  47. Deshoulles, Q., et al. Hydrolytic degradation of biodegradable poly(butylene adipate-co-terephthalate) (PBAT) - Towards an understanding of microplastics fragmentation. Polymer Degrad Stability. 205, 110122(2022).
  48. Zhang, Y., et al. Aging significantly increases the interaction between polystyrene nanoplastic and minerals. Water Res. 219, 118544(2022).
  49. Peez, N., Janiska, M. C., Imhof, W. The first application of quantitative 1H NMR spectroscopy as a simple and fast method of identification and quantification of microplastic particles (PE, PET, and PS). Anal Bioanal Chem. 411 (4), 823-833 (2019).

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