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Articolo metodologico

Perfusione di Macchine Normothermiche dei Reni di Topo per Trapianto

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DOI:

10.3791/68251

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27 gennaio 2026

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1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive la perfusione a macchina normotermica ex vivo di un rene di ratto per il successivo trapianto in un ratto ricevente.

Abstract

La tecnica di perfusione con macchine normotermiche (NMP) è una promettente tecnologia di conservazione degli organi che fornisce una piattaforma di valutazione e intervento degli organi ex-vivo . A causa della limitata disponibilità di organi scartati clinicamente e dell'alto costo dei modelli animali di grandi dimensioni, il modello NMP per piccoli animali è stato considerato un'alternativa promettente per la ricerca. Qui abbiamo stabilito un protocollo standardizzato di NMP e trapianto per i reni dei ratti, fornendo una guida passo dopo passo per l'approvvigionamento renale, la conservazione della NMP e il trapianto. I dettagli e i parametri NMP venivano registrati. Tutti i riceventi di ratti sono sopravvissuti con successo a questa procedura chirurgica e alla tecnica NMP, e la funzione renale dell'innesto è rimasta normale dopo il trapianto. Il tasso di sopravvivenza e l'istologia dell'innesto della NMP non hanno mostrato differenze significative rispetto a quelle della conservazione statica a freddo (SCS) al settimo giorno postoperatorio. Questa nuova strategia NMP nei modelli animali di piccole dimensioni potrebbe essere utile a studi di base relativi alla conservazione, valutazione e intervento degli organi in futuro. Inoltre, questo modello offre una piattaforma conveniente e scalabile per test preclinici di terapie, tecniche di imaging e interventi correlati alla perfusione.

Introduzione

La malattia renale in fase terminale (ESKD) rappresenta un onere in rapida crescita per la salute e i sistemi sanitari in tuttoil mondo 1,2,3. Sebbene la dialisi sia la terapia predominante per l'ESKD nella maggior parte dei paesi, il trapianto renale rimane il trattamento di riferimento ideale, offrendo una migliore qualità della vita e migliorando la sopravvivenza e la prognosi rispetto alladialisi 1,3,4,5. Tuttavia, la carenza di reni donatori limita la diffusione ulteriore del trapianto renale e porta all'aumento dell'uso di innesti donati dopo la morte circolatoria (DCD) o prelevati da donatori a criterio esteso (ECD)6,7,8.

La conservazione statica a freddo (SCS) è attualmente il metodo standard per la conservazione degli organi, ma l'ischemia fredda prolungata aumenta il rischio di ritardo nella funzione dell'innesto (DGF) e provoca rigetto acuto e cronico, specialmente negli innesti DCDo ECD 9,10,11,12. Pertanto, è fondamentale cercare un metodo di conservazione degli organi che minimizzi i danni da ischemia da freddo e migliori la prognosi dell'innesto. La perfusione normothermica delle macchine (NMP) è una tecnica emergente per la conservazione degli organi che può imitare condizioni fisiologiche facendo circolare il perfuso riscaldato e ossigenato attraverso l'organo 12,13,14,15. Questo può anche mantenere uno stato metabolico quasi fisiologico, rendendo possibile valutare la vitalità degli organi, migliorare la lesione ischemica da freddo e persino riparare i danni agliorgani 16,17,18,19,20. Rispetto al SCS, la NMP comporta una percentuale ridotta di DGF e una migliore prognosi del trapianto sia nei DCD che negli innestiECD 17, 21, 22.

I reni suini e i reni clinici umani scartati sono attualmente utilizzati nella ricerca di base sullaNMP 20,23,24. Tuttavia, va notato che i modelli suini affrontano limitazioni significative, tra cui alti costi di allevamento, elevati requisiti di dosaggio di farmaci e scarsità di reagenti specifici perspecie 25. Inoltre, l'uso di organi umani scartati comporta una disponibilità limitata e processi di revisione etica complessi. Questi vincoli ne limitano collettivamente la diffusione nella ricerca di base. Al contrario, i modelli animali di piccolo taglio (in particolare quelli di ratti), sebbene attualmente sottorappresentati nella letteratura, offrono costi operativi sostanzialmente inferiori e abbondanti reagenti commercialmente disponibili. Questi vantaggi li posizionano come piattaforme promettenti per l'avanzamento degli studifondamentali 26,27,28. Sulla base di questa logica, abbiamo sviluppato e validato un modello NMP e trapianto basato su ratti in questo manoscritto.

Questo articolo mostra un protocollo dettagliato per stabilire la NMP e il trapianto nei reni dei ratti. Include la preparazione del sistema di perfusione e del perfuso, oltre a una descrizione completa della procedura chirurgica sia per i reni del donatore che per quelli riceventi. Questo modello dimostra il potenziale di essere un modello animale ideale per studiare il trapianto renale, in particolare come piattaforma per l'elaborazione e il monitoraggio dell'efficacia dei farmaci rilevanti 19,29,30,31.

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Protocollo

I protocolli sugli animali sono stati approvati dal Comitato per la Cura e l'Uso degli Animali del Centro per Animali da Laboratorio dell'Università Sun Yat-sen (n. SYSU-IACUC-2023-000717). Tutti gli animali in questo studio erano maschi di ratti Sprague–Dawley di età compresa tra 7 e 8 settimane (250–300 g), senza patogeno specifico (SPF) e soddisfacevano i requisiti standard per la sicurezza degli animali da laboratorio (vedi l'elenco di esclusione dei patogeni nella Tabella Supplementare S1). Venivano nutriti con una dieta standard e ospitati in una stanza priva di patogeni presso il Laboratory Animal Center dell'Università Sun Yat-sen.
Sterilizza tutti gli strumenti chirurgici tramite autoclaving (121 °C, 30 min) prima degli esperimenti. Utilizzare esclusivamente consumabili sterili monouso durante tutte le procedure e rispettare rigorosamente i protocolli asettici durante tutte le operazioni.

1. Preparazione del perfuso base

  1. Combinare 2,5 g di albumina sierica bovina (BSA), 50 mL di RPMI 1640, 2% di penicillina-streptomicina e 0,6 mg di creatinina per preparare il perfusato di base (Tabella Supplementare S2).
  2. Aggiungere una soluzione di bicarbonato di sodio al 5% (0,5-1,2 mL) per regolare il pH a ~7,3 e l'eccesso di base (BE, un indicatore importante per misurare il bilancio acido-base del sistema di perfusione) a ~0, ottenendo un volume totale di ~60 mL.
  3. Filtrare la soluzione attraverso un filtro da 0,22 μm per rimuovere particelle e batteri.
    NOTA: Il perfuso completo richiede 50 mL di perfuso di base e 10 mL di sangue donato (vedi passo 2.13).

2. Procuramento renale

NOTA: Usa 8-0 Suture chirurgiche per tutte le legature.

  1. Indurre anestesia con isoflurano al 3% in una camera anestesica e mantenere l'anestesia generale usando l'1,5% di isoflurano durante tutta la procedura chirurgica.
  2. Preparazione prima dell'intervento.
    1. Aggiungi 20 mL di soluzione salina preraffreddata a una piastra di Petri per conservare il rene raccolto nel passo 2.12.
    2. Riempi una siringa con 10 mL di soluzione di adenina ipertonica (HCA) a citrato ipertonico freddo e 1.250 U di eparina. Collega la siringa con un tubo di estensione per infusione e un ago da 24 G a permanenza.
  3. Seleziona e anestetizza il ratto donatore con isoflurano. Confermare una profondità anestesica sufficiente verificando l'assenza di riflessi posteriori. 2.3. Dopo l'induzione dell'anestesia, utilizzare un tagliacapelli elettrico per radere i peli addominali (vario: dal processo xifoide alla sinfisi pubica, da entrambi i lati alla linea media-axilare).
  4. Usa il nastro medico per fissare il topo supino su una tavola chirurgica con un cuscinetto riscaldante. Disinfetta la pelle addominale con un batuffolo di cotone imbevuto di iodio, seguito da un batuffolo imbevuto di alcol per ulteriori antisepsi. Spargere la garza sterile sulla pelle addominale disinfettata.
  5. Usa un bisturi e una pinza per effettuare un'incisione mediana dal processo xifoide alla vescica (circa 8 cm di lunghezza). Apri sequencialmente gli strati addominali e muscolari.
    NOTA: Clampa i vasi della parete addominale per prevenire sanguinamenti se necessario.
  6. Ritrae la parete addominale con un gancio per esporre il campo chirurgico.
  7. Usa le pinze al microscopio per dissezionare il tessuto connettivo e isolare il rene e l'uretere sinistri.
  8. Posiziona una legatura (Ligatura I) attorno all'uretere sinistro. Dissezionare l'uretere renale sinistro 0,5-1,0 cm distale all'ilo renale e cateterizzarlo con un tubo da 26 G lungo ~0,5 cm, quindi stringere la legatura I (Figura 1A,B).
  9. Separare i vasi renali sinistri. Posizionare le legature sull'arteria renale (Ligatura II) e sulla vena renale (Legatura III) (Figura 1A,B).
  10. Stringere sequencialmente le Legature II e III. Dissezionare i vasi sanguigni e l'uretere distali al sito della legatura. Dissezionare il tessuto connetivo perirenale e trasferire il rene nella piastra di Petri preparata.
  11. Cannulare l'arteria renale sinistra con l'ago da 24 G preassemblato. Fissare la cannula con una legatura (Legatura IV) e perfondere a una portata di 100 mL/h finché il rene diventa pallido (Figura 1A).
    NOTA: Pre-riempire il tubo di perfusione e l'ago di permanenza con soluzione per evitare bolle d'aria.
  12. Posizionare il rene perfuso all'interno della piastra di Petri sul ghiaccio fino all'inizio della NMP (vedi passo 2.1.1).
    NOTA: Per quanto riguarda il gruppo SCS, i reni perfusi sono stati conservati in un tubo centrifuga da 15 mL con soluzione HCA a 4 °C per 3 ore, mentre i reni del gruppo NMP hanno subito perfusione per 3 ore.
  13. Inietta 1.250 U di eparina dall'aorta addominale usando un ago da 24 G a presenza fissa collegato a una siringa da 20 mL. Successivamente, prelevare 10 mL di sangue eparinizzato utilizzando l'ago residente descritto sopra per la successiva preparazione completa di perfusato. Eutanasiare i ratti donatori tramite dissanguinazione sotto anestesia gassosa mantenuta.
    NOTA: Il perfuso completo mantiene livelli di ematocrito (HCT) al 6-8%.

3. Preparazione del sistema NMP e perfusione

  1. Assemblare il sistema di perfusione (Figura 2).
  2. Imposta il bagno d'acqua per mantenere la camera dell'organo a 37 °C. Attiva l'ingresso di gas al 90% diO2 per ossigenare l'ossigenatore a membrana animale.
  3. Miscela 10 mL di sangue donatore (Passo 2.13) con il perfuso base (Passo 1) nella camera dell'organo dopo la filtrazione attraverso un setaccio cellulare per ottenere il perfuso completo. Lasciare ~2 mL del campione della miscela come campione di base.
  4. Accendi la pompa peristaltica e inizia la perfusione (3 mL/min) e riempi il tubo di perfusione con la miscela. Fissa un filato rotondo sterile sopra la camera con delle pinze.
  5. Dopo che la miscela si è riempita il tubo ed è uscita, collega il rene (Passo 2.12) al sistema di perfusione e inizia la perfusione. Usa una morsetta per fissare la condotta (Figura 1A,C).
  6. Collega la cannula dell'uretere con un tubo di estensione. Raccogli l'urina in un tubo microcentrifuga durante la perfusione.
  7. Durante la perfusione, mantenere la pressione di perfusione a ~80 mmHg e la temperatura del rene a ~37 °C. Monitorare e registrare il flusso di perfusione, la pressione e la resistenza vascolare (definita come pressione di perfusione divisa per il flusso di perfusione).
  8. Aggiungere 1,0 mL di acqua sterile e ossigenare per 20 secondi (3 L/min, 90%O2) ogni 30 minuti, e raccogliere 1 mL di perfuso e urina prodotti per ogni ora per la conservazione dei campioni, oltre a misurare i gas ematici e la biochimica del perfuso.
  9. Al termine della perfusione, si misura la biochimica del sangue del perfuso per calcolare l'escrezione frazionaria (FE) di sodio e potassio. Le formule di calcolo per gli indici menzionati sono le seguenti:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Dove PNa rappresenta la concentrazione di sodio nel perfuso. UCr rappresenta la concentrazione di creatinina nelle urine. UNa rappresenta la concentrazione di sodio nelle urine. Il PCr rappresenta la concentrazione di creatinina nel perfusato. rappresenta la concentrazione di potassio nel perfusato. UK rappresenta la concentrazione di potassio nelle urine.
    1. Monitorare il pH durante la perfusione in base al risultato dei gas ematici. Ridurre la ventilazione in caso di alcalosi respiratoria (iperventilazione).
    2. Nel caso di acidosi metabolica, si aggiunge una quantità adeguata di soluzione di bicarbonato di sodio al perfuso.
  10. Dopo 3 ore di NMP, rimuovere il tubo di estensione dell'uretere e raccogliere il campione di urina.
  11. Rimuovi il rene dal sistema di perfusione. Collega la rimorsata a una micropompa. Perfondi il rene con una soluzione HCA preraffreddata (conservata in frigorifero a 4 °C e preleva solo il volume appropriato prima dell'uso) finché il rene non diventa pallido.
  12. Rimuovi il rene dall'ago che rimane all'interno. Conservalo in soluzione HCA a 4 °C prima del trapianto.

4. Trapianto di rene di ratto

NOTA: Usa 8-0 suture per tutte le legature e le suture 11-0 per l'anastomosi del vaso renale e dell'uretere. Usa le suture 3-0 per eseguire l'anastomosi della pelle e dei muscoli addominali.

  1. Un giorno prima dell'intervento, iniettare meloxicam (2mg/kg) in tutti i ratti riceventi intraperitonealmente per analgesia. Indurre l'anestesia con isoflurano al 3% in una camera d'anestesia e mantenere l'anestesia generale usando l'1,5% di isoflurano durante tutta la procedura chirurgica. Applicare lo spray di lidocaina al 2% in modo topico sul sito dell'incisione addominale postoperatorio per analgesia locale.
  2. Seleziona e anestetizza il ratto ricevente nella camera di anestesia. Confermare una profondità anestesica sufficiente verificando l'assenza di riflessi posteriori.
  3. Dopo l'induzione dell'anestesia, si utilizza un tagliacapelli elettrico per radere i peli addominali (intervallo: dal processo xifoide alla simfisi pubica, da entrambi i lati alla linea medio-ascellare).
  4. Usa il nastro medico per fissare il topo supino su una tavola chirurgica con un cuscinetto riscaldante. Disinfetta la pelle addominale con un batuffolo di cotone imbevuto di iodio, seguito da un batuffolo imbevuto di alcol per ulteriori antisepsi. Ripeti la procedura di disinfezione sopra descritta per un totale di tre volte. Spargere la garza sterile sulla pelle addominale disinfettata.
  5. Usa un bisturi e una pinza per effettuare un'incisione mediana dal processo xifoide alla vescica (circa 8 cm di lunghezza). Apri sequencialmente gli strati addominali e muscolari. Clampa i vasi della parete addominale per prevenire il sanguinamento.
  6. Ritrae la parete addominale con un gancio per esporre il campo chirurgico. Isola ed esponi il rene destro dal tessuto connettivo. Dissociare e legare i vasi renali destri (Legatura V) e l'uretere (Legatura VI). Espelle il rene destro all'estremità distale della legatura V e l'estremità prossimale della legatura VI (Figura 1A,D).
  7. Isolare ed esporre i vasi renali sinistri. Poi, clampa sequencialmente l'arteria renale sinistra e la vena con una pinza vascolare. Esaccia il rene sinistro tagliando i vasi renali e l'uretere (Figura 1A,E).
  8. Espone completamente la lumina vascolare sia dell'arteria che della vena. Lavare l'arteria renale sinistra e la vena del ricevente con soluzione fisiologica eparinizzata (Tabella Supplementare S2) finché non rimane liquido residuo del lume.
  9. Trasferire il rene sinistro del donatore nello Passo 3.12 nella cavità addominale sinistra del ricevente. Dopo il trasferimento, applica un'irrigazione salina gelida al rene ogni 3-5 minuti per mantenere condizioni ipometaboliche e mitigare la lesione ischemica.
  10. Eseguire l'anastomosi end-to-end dell'arteria renale (Anastomosi I) e della vena (Anastomosi II) utilizzando suture 11-0. Irrigare la superficie dell'innesto con soluzione salina fredda durante il processo di sutura.
    1. Effettua una chiusura interrotta sia del polo superiore che di quello inferiore dell'arteria renale.
    2. Effettuare una chiusura continua della parte ventrale dell'arteria renale. Esponi l'aspetto dorsale dell'arteria renale. Effettuare una chiusura continua della parte dorsale dell'arteria renale.
      NOTA: Stringi le suture per assicurarti che non ci siano spazi nella parete del vaso. Assicurarsi l'apposizione a piena spessore della parete vascolare ad ogni posizione della sutura, evitando la penetrazione transmurale sul lato controlaterale.
    3. Effettuare una chiusura interrotta sia del polo superiore che di quello inferiore della vena renale.
    4. Effettuare una chiusura continua della parte dorsale della vena renale. Fissa la sutura anastomotica continua prima di procedere con la chiusura successiva. Effettuare una chiusura continua della parte ventrale della vena renale.
  11. Rilascia le pinze vascolari e apri l'arteria e la vena renale.
    NOTA: Se c'è una piccola quantità di sanguinamento, usa un batuffolo di cotone pulito per premere e fermare il sanguinamento.
  12. Inserire la cannula ureterale da 26 G dell'uretere del donatore nell'uretere del ricevente. Fissare il moncone ureterale sia sul lato destro che su quello sinistro (Anastomosi III).
  13. Fissare l'innesto suturando il tessuto connettivo al tessuto adiposo perirenale (Figura 1A,F).
  14. Osserva l'aspetto dell'innesto prima della chiusura addominale (Figura 1A,G). Dopo la procedura, sutura successivamente lo strato muscolare addominale e lo strato cutaneo, chiudendo la cavità addominale. Applica lo spray di lidocaina sull'anastomosi. Usa una borsa riscaldante per mantenere la temperatura corporea del ratto durante il recupero e mettilo in una gabbia metabolica per il monitoraggio una volta che si muove.
    NOTA: Eseguire una chiusura stratificata della parete addominale con apposizione tessutale precisa e mantenere la tensione in ogni posizione della sutura. Quando chiudi la pelle, incorpora una parte dello strato muscolare sottostante per prevenire la formazione di spazi morti.

5. Somministrazione perioperatoria e rilevamento post-operatorio

  1. Gestione dei farmaci perioperatori: I seguenti farmaci sono stati somministrati quotidianamente tramite iniezione intraperitoneale: Meloxicam a una dose di 2 mg/kg per l'analgesia perioperatoria, da 1 giorno prima dell'intervento a 3 giorni dopo l'intervento. Metilprednisolone sodio succinato a una dose di 4 mg/kg per la prevenzione del rigetto dell'allotrapetto, dal giorno dell'intervento fino al giorno 7 post-operatorio. Monitorare e registrare la sopravvivenza e l'output giornaliero di urina dei ratti riceventi dopo l'intervento.
  2. Al settimo giorno postoperatorio, anestetizzare il ratto e raccogliere sangue dall'aorta addominale per misurazioni biochimiche. Preleva l'innesto renale. Eutanasia dei ratti tramite dissanguinazione sotto anestesia gasosa prolungata dopo la raccolta dei tessuti.
  3. Fissare i campioni di reni in una soluzione di paraformaldeide al 4% (PFA), poi processarli tramite disidratazione standard, pulizia e incorporazione di paraffina (Tabella Supplement S3). Tagliare i blocchi immersi in paraffina a uno spessore di 4 μm. Successivamente, colorare con Ematossilina ed Eosina (H&E, Tabella Supplementare S4) e Acido-Schiff Periodico (PAS, Tabella Supplementare S5)) per una valutazione istologica.
    NOTA: Le procedure dettagliate di colorazione sono mostrate nella Tabella Supplementare S3, Tabella Supplementare S4 e Tabella Supplementare S5.

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Risultati

Con il metodo descritto, i reni isolati del ratto possono rimanere validi per la perfusione normothermica ex vivo per almeno 3 ore. Durante la NMP, la resistenza alla perfusione dei reni (Figura 3A, il dataset completo sottostante della Figura 3 e della Figura 4 è disponibile nella Tabella Supplementare S6.) viene mantenuta stabilmente a 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/min), dimostr...

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Discussione

La NMP può ridurre la durata dell'ischemia dell'innesto e consentire la valutazione e il trattamento della qualità dell'innesto ex vivo 16,17,18,19,20,32,33. Tuttavia, non esiste uno standard uniforme per il NMP del modello ratto. In questo articolo...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da divulgare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato finanziato dalla National Natural Science Foundation of China (Programma Generale, Grant n. 82470778); la National Natural Science Foundation of China (Progetto della Youth Science Foundation, Grant No. 82201961); la Fondazione per le Scienze Naturali della Provincia del Guangdong (Programma Generale, Grant No. 2024A1515011447); e il Laboratorio Chiave Provinciale del Guangdong per la Donazione di Organi e l'Immunologia dei Trapianti (Grant No. 2023B1212060020); il Laboratorio Congiunto di Rigenerazione e Ricostruzione dei Reni Sun Yat-sen - ARM University (Grant No. SYSU-50000-20240428-0001).

Gli autori desiderano ringraziare il Laboratory Animal Center dell'Università Sun Yat-sen per aver fornito animali da laboratorio, strutture e strumentazione. La Figura 1 e la Figura 2 sono state preparate usando FigDraw; Graphpad Prism offriva servizi di data graphing, mentre Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited si occupava di sezionamento con paraffina e colorazione patologica.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Alcol (75%)MUSIYANJJ-75-1
Apparecchiature per la trasfusione del sangueFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Albumina Sirica Bovina (BSA)Aladdin Scientific Corp.B265991-100g
Filtro cellulare (70 e mu; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Tubo centrifuga (1,5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Tubo centrifuga (15 mL)Biografia ExCellCS015-0001
Pallina di cotoneHenan PiaoAn Group Co., LtdDimensioni ridotte
Cotton fiocFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
CreatininaShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Sutura in nylon con doppio ago circolare (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Scala elettronicaSENSSUNEHA17
Distributore di liquidiZhiyu MedicalYZ-00-0231
GarzaZITTARC11001-001
Cuscina riscaldanteGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Iniezione di eparina sodica (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
Termometro a infrarossiGastronomiaDL333380
Siringa per iniezione (1 mL)Vincitore Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Siringa iniezione (10 mL) e nbsp;Vincitore Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Siringa per iniezione (20 mL)Vincitore Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
IsofluranoRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  Analizzatore del sangueAbbott04P75-03 (USA)
Cartuccia i-STAT CG4+Abbott03P85-25
Cartuccia i-STAT CHEM8+Abbott09P31-25
Tubo di estensione liquidaJiangxi Hongda Medical Equipment Group LTDZJ983
Micro-1 Ossigenatore per rattiDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MicropompaEDCAPTAINSYS-3011
Filtro a ago (0,22 & mu; m)Merck milliporeSLGPR33RB
Soluzione per la conservazione degli organiGruppo Farmaceutico del Fiume YangtzeHCA II
OssigenatoreOwgelsOZ-3-02HWO
Penicillina-Sreptomicina (10.000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Pompa peristalticaKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Tubo della pompa peristalticaFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
Piastra di PetriBKMAMBKM001
Sensore di pressioneEdwards Lifesciences CorporationJIBPT-A-01-EDW
Ricevitore sensore di pressioneSingolarità MedicaCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
Soluzione salinaFARMACIA YXHA1001346
Ratti SDCentro per gli Animali da Laboratorio dell'Università Sun Yat-SenNA
RasoioBeyotimeFS600
Sutura in nylon con ago singolo (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Ago circolare singolo Sutura in nylon (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Macchina per anestesia per piccoli animaliRWD Life Science Co., LTDR500
Macchina per perfusione multiorgano per piccoli animaliVita   Perfusor  MedichePU-100Includono piatti metallici, bagni d'acqua, pompa di riscaldamento e sensore di temperatura
Kit per Chirurgia per Piccoli AnimaliBeyotimeFS500
Soluzione di bicarbonato di sodio (NaHCO3, 5%)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Foglio chirurgico sterileTecnologia HengAoSKR-BY-DD0001
Acqua sterileBiografia di HaiwangH35021140
Catetere endovenoso a impugnatura dritta (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Microscopio chirurgicoMurziderMSD203
NastroMinnesota Mining and Manufacturing Co,. Ltd1527C-0
Connettore a TFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Ago per catetere intravenoso di tipo Y (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Ago per catetere intravenoso di tipo Y (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Riferimenti

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