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Articolo metodologico

Un modello preclinico di trapianto di cuore ortotopico in maiali in miniatura Bama utilizzando la tecnica biatriale

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DOI:

10.3791/68349

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13 giugno 2025

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 4State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute of China Agricultural University

In questo articolo

Sommario

Questo studio propone un modello preclinico di trapianto di cuore ortotopico in maiali nani Bama, utilizzando la tecnica biatriale. Il modello è applicabile per l'immunologia dei trapianti, la valutazione dei farmaci e l'ottimizzazione delle tecniche chirurgiche, fornendo supporto per le applicazioni cliniche di trapianto di cuore.

Abstract

Sebbene siano stati compiuti progressi significativi nel trapianto di cuore, problemi come la conservazione del trapianto, la disfunzione primaria del trapianto, la vasculopatia cardiaca da allotrapianto e la tolleranza immunitaria a lungo termine rimangono irrisolti. A causa delle dimensioni anatomiche e delle differenze immunologiche, i modelli murini non sono in grado di replicare efficacemente gli interventi chirurgici clinici di trapianto di cuore e le risposte immunitarie. Al contrario, i modelli di maiale, che condividono più somiglianze con gli esseri umani in termini di anatomia del cuore e risposta immunitaria, sono particolarmente adatti per la ricerca sul trapianto di cuore ortotopico. In questo studio, abbiamo stabilito un modello di trapianto di cuore ortotopico biatriale nei maiali in miniatura Bama. I cuori trapiantati hanno dimostrato una contrattilità pronta e robusta dopo l'intervento senza segni di elevata pressione venosa centrale o altre complicanze emodinamiche. Dopo un breve periodo di monitoraggio dell'unità di terapia intensiva, i suini hanno ripreso conoscenza e hanno ripreso l'alimentazione spontanea, indicando un recupero postoperatorio stabile. In sintesi, questo modello offre una piattaforma sperimentale clinicamente rilevante per la valutazione di nuove tecnologie e approcci terapeutici nel campo della ricerca sui trapianti di cuore.

Introduzione

Dal primo trapianto di cuore nel 1967, sono stati compiuti progressi significativi nel trapianto di cuore. Tuttavia, negli ultimi due decenni, ci sono stati pochi progressi importanti nella pratica clinica. Problemi fondamentali come la disfunzione del trapianto, la vasculopatia cardiaca da allotrapianto (CAV) e la tolleranza immunitaria a lungo termine rimangono irrisolti 1,2,3,4. Nonostante i numerosi risultati della ricerca di base, queste scoperte sono state difficili da tradurre in applicazioni cliniche, portando a una stagnazione nel progresso dei trattamenti di trapianto di cuore. Pertanto, la valutazione efficace delle nuove tecnologie e terapie è diventata una questione critica, che evidenzia l'importanza dei modelli animali, in particolare dei modelli preclinici appropriati, nell'affrontare queste sfide.

Sebbene i modelli murini siano stati ampiamente utilizzati nella ricerca sul trapianto di cuore, presentano limitazioni significative a causa delle differenze anatomiche e fisiologiche rispetto agli esseri umani, rendendo difficile replicare completamente la procedura clinica di trapianto di cuore e le risposte immunitarie postoperatorie. Inoltre, il sistema immunitario è relativamente diverso, il che non riesce a riflettere adeguatamente le complesse risposte immunitarie osservate nei modelli animali di grandi dimensioni 5,6,7. Inoltre, a causa delle loro piccole dimensioni, i trapianti di cuore nei topi sono limitati ai trapianti eterotopici, il che si discosta dalla pratica clinica del trapianto di cuore ortotopico 8,9,10,11. Pertanto, l'uso di modelli animali di grandi dimensioni appropriati, in particolare di suini, è fondamentale.

I modelli suini offrono vantaggi significativi nella ricerca sul trapianto di cuore, in particolare nel trapianto di cuore ortotopico. Il cuore di maiale è anatomicamente simile al cuore umano e i maiali mostrano risposte immunitarie e funzioni fisiologiche degli organi molto più vicine a quelle degli esseri umani, rendendoli una piattaforma ideale per gli studi sui trapianti di cuore. Inoltre, i modelli suini forniscono dati sperimentali più complessi e dettagliati, consentendo ai ricercatori di valutare meglio le nuove strategie immunosoppressive, i metodi di protezione cardiaca e gli esiti a lungo termine post-trapianto 12,13,14,15. Sebbene alcuni studi abbiano utilizzato modelli eterotopici addominali nei suini, che evitano l'uso di bypass cardiopolmonare e riducono la complessità chirurgica, non riescono a replicare completamente lo scenario clinico del trapianto di cuore ortotopico16. Pertanto, in questo studio, abbiamo stabilito un modello di trapianto di cuore ortotopico a doppio atrio in maiali in miniatura Bama, fornendo una piattaforma sperimentale clinicamente più rilevante per l'avanzamento delle tecniche di trapianto di cuore.

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Protocollo

Il protocollo sperimentale sugli animali per questo studio è stato approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) del Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, con il numero di approvazione etica 0108-1-70-ZX(X)-41. Tutti gli esperimenti sono stati condotti in stretta conformità con il benessere degli animali e le linee guida etiche, garantendo il rispetto degli standard etici pertinenti.

1. Preparazione preoperatoria

  1. Selezionare i maiali maschi Bama di peso compreso tra 35 e 40 kg (10-12 mesi) per l'esperimento di trapianto di cuore ortotopico e lasciarli acclimatare all'ambiente di stabulazione per 1 settimana prima dell'intervento.
  2. Eseguire esami di routine del sangue, valutazioni della funzionalità epatica e renale ed ecocardiografia per valutare lo stato di salute generale degli animali.
  3. Abbina il donatore e il ricevente in base al gruppo sanguigno ABO e alle dimensioni del cuore. Determinare il gruppo sanguigno secondo il metodo riportato da Choi et al.17 e valutare le dimensioni del cuore tramite ecocardiografia per garantire una corretta corrispondenza.
    NOTA: Poiché il peso corporeo non ha una relazione lineare con le dimensioni del cuore, la dimensione del cuore misurata mediante ecocardiografia è stata utilizzata come base per la corrispondenza. In particolare, la differenza di diametro dell'aorta ascendente era limitata a meno di 2 mm, la differenza nel diametro telediastolico del ventricolo sinistro a meno di 3 mm e la differenza nel diametro telesistolico a meno di 2 mm.

2. Procedura di donazione

  1. Anestesia e preparazione animale
    1. Sottoporre i suini donatori a digiuno per 12 ore e trattenere l'acqua per 4 ore prima dell'intervento chirurgico per assicurarsi che lo stomaco sia vuoto, riducendo così il rischio di vomito e aspirazione durante l'anestesia.
    2. Indurre l'anestesia con una combinazione di ketamina (10 mg/kg) e midazolam (1 mg/kg) attraverso iniezione intramuscolare. Dopo l'induzione, mantenere l'anestesia utilizzando isoflurano per via inalatoria (2-3%) insieme a un'infusione di dexmedetomidina (1 U/kg) e propofol (1-2 mg/kg/h) per mantenere la profondità dell'anestesia.
    3. Confermare se l'anestesia è adeguata garantendo un tono della mascella rilassato e l'assenza di risposta al dolore durante un pizzicamento delle dita dei piedi. Eseguire l'intubazione orotracheale utilizzando un tubo endotracheale da 6,5-8 mm, garantendo un flusso d'aria senza ostacoli e fornendo ossigeno al 100%.
    4. Stabilire l'accesso venoso periferico attraverso la vena dell'orecchio per facilitare la somministrazione endovenosa di liquidi e le iniezioni di farmaci. Stabilire l'accesso all'arteria femorale per il monitoraggio della pressione sanguigna, garantendo il monitoraggio in tempo reale dei parametri emodinamici.
    5. Durante la procedura, monitorare continuamente un elettrocardiogramma (ECG) a 12 derivazioni per monitorare lo stato cardiaco dell'animale. Mantenere costantemente la profondità dell'anestesia, regolando il dosaggio del farmaco secondo necessità per garantire un livello di anestesia appropriato.
  2. Prelievo del cuore del donatore
    1. Toracotomia: dopo la rasatura del maiale, disinfettare l'area chirurgica con iodio povidone e drappeggiare il campo, quindi utilizzare l'elettrocauterizzazione ad alta frequenza per praticare un'incisione sulla linea mediana dalla regione cervicale media a sotto il processo xifoideo, seguita da un'incisione sternale. Cauterizzare lo sterno e applicare cera ossea per ottenere l'emostasi (Figura 1A).
    2. Eparinizzazione: dopo aver aperto il torace, somministrare 300 U/kg di eparina per l'anticoagulazione sistemica per prevenire la trombosi durante la procedura.
    3. Timectomia: sollevare e separare con cautela il timo dal pericardio utilizzando l'elettrocauterizzazione per asportare il timo, assicurandosi che non si verifichi sanguinamento.
    4. Aprire il pericardio e liberare il tessuto connettivo dalla faccia anteriore dell'arteria polmonare principale (Figura 1B). Utilizzare l'elettrocauterizzazione per sezionare lo spazio tra l'aorta ascendente e l'arteria polmonare per esporre i grandi vasi. Quindi, legare la vena emizigote sinistra (Figura 1C).
      NOTA: La vena emizigote sinistra nei suini drena direttamente nel seno coronarico e deve essere legata durante il prelievo cardiaco.
    5. Utilizzare una sutura in prolene 5-0 per posizionare una sutura a cordino sulla ventizia dell'aorta ascendente prossimale e fissarla con un laccio emostatico. Inserire la cannula per cardioplegia nell'aorta ascendente e fissarla con la sutura del cordino della borsa.
    6. Infusione di cardioplegia: applicare pinze incrociate aortiche e somministrare 500 ml di soluzione di St. Thomas modificata (basata su 500 ml di soluzione di acetato di sodio di Ringer con l'aggiunta di 4 ml di solfato di magnesio al 25%, 1 g di cloruro di potassio, 40 ml di bicarbonato di sodio al 5% e 10 ml di lidocaina al 2%) e 500 ml di soluzione UW a 4 °C e una portata di 300-600 ml/min, garantendo una pressione radicolare aortica di 80-100 mmHg. A questo punto, incidere l'appendice atriale destra per lo sfiato (Figura 1D).
      NOTA: Per prevenire un'eccessiva perdita di sangue, utilizzare pinze aggiuntive sulla vena cava superiore e inferiore per raccogliere il sangue da utilizzare successivamente nella trasfusione postoperatoria.
    7. Posizionare una granita di ghiaccio (0,9% NaCl) nella cavità toracica e sopra l'organo per il raffreddamento, iniziando contemporaneamente all'infusione di cardioplegia (Figura 1E).
    8. Tagliare l'arteria polmonare principale e la vena cava superiore e inferiore il più distalmente possibile, assicurandosi che ogni vaso mantenga una lunghezza di almeno 2 cm per facilitare l'anastomosi senza tensione durante l'impianto (Figura 1F). Dopo la rimozione, mettere il cuore in una sacca per organi con almeno 500 ml di soluzione salina. Conservarlo in ghiaccio e conservarlo a 4 °C fino al trapianto (Figura 1G).
      NOTA: Assicurarsi che tutti i vasi sanguigni siano mantenuti abbastanza a lungo. I vasi eccessivamente lunghi possono essere tagliati durante l'impianto, ma la lunghezza inadeguata non può essere corretta.
    9. Prelievo di sangue da donatore: Raccogliere il sangue dalle estremità tagliate della vena cava superiore e inferiore da utilizzare per la trasfusione postoperatoria nel ricevente.

3. Procedura del destinatario

  1. Preparazione del destinatario
    1. Seguire i passaggi 2.1.1-2.1.4 per l'anestesia e le procedure di intubazione tracheale. Posizionare il ricevente in posizione supina, con tutti e quattro gli arti fissati con corde morbide per garantire stabilità e facilitare le operazioni chirurgiche.
    2. Fai un'incisione sul collo per esporre la vena giugulare e l'arteria carotide. Inserire un catetere venoso centrale nella vena giugulare per il monitoraggio della pressione venosa centrale (CVP) e la somministrazione del farmaco e un catetere arterioso nell'arteria carotide per il monitoraggio della pressione arteriosa in tempo reale.
      NOTA: I farmaci vasoattivi comunemente usati durante la procedura includono dopamina (200 mg di dopamina diluiti in 50 ml di glucosio al 5% o soluzione salina, con una concentrazione di 4 mg/mL), dobutamina (250 mg diluiti in 50 mL di glucosio al 5% a una concentrazione di 5 mg/mL), epinefrina (1 mg diluito in 49 mL di soluzione fisiologica a 0,02 mg/mL), isoproterenolo (1 mg diluito in 50 mL di glucosio al 5% a 0,02 mg/mL) e noradrenalina (4 mg diluiti in 50 mL di soluzione fisiologica a 0,08 mg/mL). Il dosaggio deve essere aggiustato in base allo stato emodinamico del ricevente.
    3. Fistola vescicale: praticare una piccola incisione nell'addome inferiore per esporre la parete della vescica. Fissare la vescica ai bordi dell'incisione con punti di sutura sottili. Dopo aver inciso la parete vescicale, inserire un catetere urinario e fissarlo alla vescica con punti di sutura. Collegare il catetere a una sacca di raccolta per il drenaggio e il monitoraggio dell'urina.
      NOTA: A causa dell'uretra curva e allungata nei suini maschi, il cateterismo urinario di routine non è fattibile. Una fistola vescicale è necessaria per garantire un efficace drenaggio delle urine.
    4. Fai un'incisione nella regione femorale per esporre l'arteria femorale. Inserire un catetere arterioso per monitorare la pressione sanguigna degli arti inferiori e la saturazione di ossigeno. Assicurarsi che il catetere sia fissato saldamente per evitare lo spostamento o lesioni vascolari.
  2. Istituzione di bypass cardiopolmonare (CPB)
    1. Toracotomia ed esposizione dei grandi vasi: eseguire la toracotomia come descritto nei passaggi 2.2.1-2.2.4 per esporre completamente l'aorta ascendente, la vena cava superiore (SVC) e la vena cava inferiore (IVC). Ispezionare i grandi vasi per garantire l'idoneità all'incannulamento. Somministrare 300 U/kg di eparina per ottenere l'anticoagulazione sistemica, confermando un tempo di coagulazione attivato (ACT) superiore a 300 s prima di procedere.
    2. Assemblare la macchina CPB e adescarla con 2 L di soluzione di Ringer lattato e 500 mg di metilprednisolone.
      NOTA: A causa del volume di sangue relativamente piccolo dei maiali in miniatura Bama, garantire un volume di adescamento sufficiente nella macchina CPB. Se si verifica un'eccessiva diluizione del sangue, la trasfusione di sangue può essere presa in considerazione come necessaria.
    3. Trappola cavale: separa lo spazio tra l'aorta ascendente e l'arteria polmonare e posiziona una trappola attorno all'aorta ascendente per la trazione a sinistra. Esporre il lato mediale dell'SVC e utilizzare un morsetto ad angolo retto per circondare l'SVC posteriormente per l'intrappolamento. Applicare la stessa procedura per l'IVC, preparando entrambi per la successiva incannulamento.
    4. Incannulamento arterioso: Sull'aorta ascendente distale, posizionare due suture concentriche con corde della borsa utilizzando suture 5-0 (evitando la penetrazione a tutto spessore, cucendo solo l'avventizia). Posizionare le aperture di sutura sui lati sinistro e destro e fissarle con una pinza emostatica per l'incannulamento e il fissaggio. Utilizzare una piccola lama circolare per creare un'incisione leggermente più piccola del diametro della cannula arteriosa da 18 Fr al centro del cordone della borsa. Inserire immediatamente la cannula arteriosa nell'incisione, stringere i lacci della borsa con una pinza emostatica e fissare la cannula alla pinza emostatica con una sutura pesante. Collegare la cannula arteriosa al circuito arterioso CPB, assicurandosi che non siano presenti bolle d'aria.
    5. Incannulamento venoso: posizionare le suture del cordone della borsa sia sulla SVC che sull'IVC e collegare le pinze emostatiche. Praticare delle incisioni all'interno dei cordoni della borsa, inserire una cannula da 28 Fr nell'SVC e una cannula da 32 Fr nell'IVC e fissarle stringendo la pinza emostatica. Fissare le cannule alle pareti del vaso con punti di sutura pesanti. Collegare le cannule alla linea venosa del circuito CPB.
    6. Incannulamento per cardioplegia: posizionare una sutura a cordino di borsa sull'avventizia dell'aorta ascendente prossimale utilizzando 5-0 Prolene e fissarla con una pinza emostatica. Inserire la cannula per cardioplegia nell'aorta ascendente attraverso il cordoncino della borsa e fissarla in posizione. Collegare la cannula al sistema di rilascio della cardioplegia.
    7. Avvio del CPB: Verificare che tutte le cannule e le connessioni siano posizionate correttamente e non ostruite. Avviare il CPB ed eseguirlo per alcuni minuti prima di intrappolare progressivamente la SVC e l'IVC per stabilire il CPB completo, reindirizzando tutto il sangue venoso alla macchina CPB (Figura 1H).
      NOTA: Mantenere una pressione arteriosa media (MAP) di 60-90 mmHg e una CVP di 6-12 cmH2O durante la procedura.
    8. Bloccaggio incrociato aortico: quando la temperatura corporea interna scende a circa 30 °C, sollevare l'ansa dell'aorta ascendente e applicare un morsetto incrociato dell'aorta pediatrica. Somministrare una soluzione di St. Thomas modificata a freddo a 4 °C (10-15 mL/kg) attraverso la cannula per cardioplegia nella radice aortica e applicare una granita di ghiaccio sulla superficie cardiaca per un rapido raffreddamento e cardioplegia (Figura 1I).
      NOTA: Assicurarsi che la croce clamp è posizionato correttamente per evitare di comprimere il tronco brachiocefalico o l'arteria carotide comune, che potrebbero compromettere il flusso sanguigno cerebrale.
  3. Escissione cardiaca del ricevente
    1. Escissione dell'atrio destro: dopo aver aperto il pericardio, iniziare con l'asportazione dell'atrio destro del ricevente. Praticare un'incisione lungo il centro dell'atrio destro, estendendo l'incisione verso il basso fino all'apertura della vena cava inferiore e verso l'alto fino all'apertura della vena cava superiore, lasciando abbastanza parete atriale destra per la successiva anastomosi.
      NOTA: Poiché la vena emiazigote sinistra drena direttamente nel seno coronarico, il seno coronarico deve essere preservato e il drenaggio dalla vena emiazigote sinistra deve continuare. Per evitare interferenze con il campo chirurgico, utilizzare una pinza per bulldog per bloccare la vena dell'emiazigote sinistro e rimuoverla dopo l'impianto del cuore del donatore.
    2. Sezionare l'aorta e l'arteria polmonare alle radici, assicurandosi che siano di lunghezza sufficiente per la successiva anastomosi.
    3. Incidere l'atrio sinistro, partendo dall'appendice atriale sinistra e praticando un'incisione circolare attorno alle aperture delle vene polmonari, lasciando una cuffia atriale sinistra sufficiente. Infine, asportare l'intero cuore del ricevente, assicurandosi che tutti i vasi sanguigni siano di lunghezza adeguata per l'impianto del cuore del donatore (Figura 1J).
  4. Taglio del cuore del donatore
    1. Taglio dell'arteria polmonare: tagliare il cuore del donatore secondo necessità rimuovendo il tessuto in eccesso. Innanzitutto, sezionare il tessuto connettivo tra l'aorta e l'arteria polmonare e tagliare l'aorta e l'arteria polmonare per garantire una lunghezza adeguata, evitando una lunghezza eccessiva, che può portare a torsioni dopo l'anastomosi, o una lunghezza insufficiente, che può causare una tensione eccessiva.
    2. Taglio dell'atrio sinistro: per l'atrio sinistro, unire le vene polmonari in un'unica cuffia atriale sinistra e tagliare i bordi in modo che corrispondano alle dimensioni della cuffia atriale sinistra del ricevente.
    3. Rifilatura dell'atrio destro: per l'atrio destro, legare la vena cava superiore; quindi, tagliare l'atrio destro dall'appendice atriale destra alla vena cava inferiore, formando una cuffia atriale destra e tagliando i bordi in modo che corrispondano alla cuffia atriale destra del ricevente (Figura 1K, L).
      NOTA: Il nodo seno-atriale si trova all'incrocio tra la vena cava superiore e l'atrio destro. Bisogna fare molta attenzione a non danneggiare il nodo senoatriale del cuore del donatore, poiché ciò comporterà una dipendenza postoperatoria da un pacemaker.
  5. Anastomosi del cuore del donatore al ricevente
    1. Sequenza anastomosi: atrio sinistro-atrio destro-aorta-arteria polmonare
    2. Anastomosi dell'atrio sinistro: utilizzare la tecnica della sutura scorrevole a doppio ago per anastomizzare la cuffia atriale sinistra del ricevente a livello della vena polmonare superiore sinistra con la cuffia atriale sinistra del donatore vicino alla base dell'appendice atriale sinistra. Iniziare l'impianto del cuore del donatore (Figura 1M).
      1. Posizionare il cuore del donatore nel mediastino del ricevente, assicurandosi che il cuore sia raffreddato con una fanghiglia di ghiaccio per evitare il trasferimento di calore al tessuto toracico adiacente. Continua a suturare fino alla parte medio-inferiore del setto atriale. Dall'altro lato, continua a suturare lungo la parte superiore dell'atrio sinistro fino al setto. Valutare costantemente la differenza di dimensioni tra l'atrio sinistro del donatore e quello del ricevente e piegare il tessuto in eccesso in modo appropriato per completare l'anastomosi. Dopo aver tolto l'atrio sinistro, legare saldamente le estremità della sutura.
        NOTA: Un'attenta sutura della parete posteriore atriale sinistra è essenziale per prevenire il sanguinamento postoperatorio. Dopo il riavvio del cuore, il sanguinamento in quest'area può essere difficile da rilevare e controllare.
    3. Anastomosi dell'atrio destro: regolare il cuore del donatore in una posizione anatomica quasi normale, partendo dall'estremità inferiore del setto atriale destro. Passare una linea di sutura verso l'alto lungo il setto in senso antiorario e poi passarla sulla parete laterale atriale destra. Assicurarsi che l'altra linea di sutura vada verso il basso insieme alle suture lungo la parete atriale destra dall'apertura della vena cava inferiore. Legare le due linee di sutura nel punto in cui si incontrano al centro della parete laterale dell'atrio destro (Figura 1N).
    4. Anastomosi dell'aorta: eseguire un'anastomosi end-to-end utilizzando la tecnica dello scorrimento, partendo dalla parete posteriore del vaso e completando l'anastomosi dal donatore alle arterie polmonari riceventi. Infine, lega saldamente la sutura alla parete anteriore.
    5. Anastomosi dell'arteria polmonare: utilizzare la stessa tecnica per l'anastomosi dell'arteria polmonare descritta per l'aorta, in genere iniziando il riscaldamento prima di eseguire l'anastomosi dell'arteria polmonare (Figura 1O).
  6. Rianimazione cardiaca e successive procedure
    1. Rianimazione cardiaca: dopo aver completato l'anastomosi dell'arteria polmonare, inserire un ago di sfiato dell'aria nella radice dell'aorta ascendente per rimuovere l'aria residua dal cuore del donatore e rimuovere la pinza aortica incrociata. Chiedi all'anestesista di assistere con il gonfiaggio polmonare.
    2. Circolazione ausiliaria: dopo che il cuore si è riavviato, fare affidamento sulla circolazione extracorporea per l'assistenza per un po' di tempo (Figura 1P).
      NOTA: La durata dell'assistenza è determinata dal tempo di ischemia e dal recupero della funzione cardiaca.
    3. Emostasi e chiusura: controllare attentamente tutte le anastomosi per verificare la presenza di sanguinamento e garantire l'emostasi. Posizionare un pacemaker provvisorio, rimuovere la circolazione extracorporea e prelevare le cannule. Posizionare un filo temporaneo del pacemaker epicardico sull'atrio destro e sulla superficie del ventricolo destro e posizionare i tubi di drenaggio nel mediastino e nella cavità toracica. Infine, chiudere l'incisione della linea mediana utilizzando tecniche standard.
      NOTA: Il tessuto vascolare suino è fragile, specialmente nell'atrio destro e nell'arteria polmonare, ed è soggetto a lacerazioni. Prestare particolare attenzione durante la procedura.

4. Assistenza postoperatoria

  1. Dopo l'intervento chirurgico, trasferire immediatamente l'animale nell'unità di terapia intensiva dedicata per un attento monitoraggio. Monitora continuamente i parametri emodinamici, tra cui CVP, pressione arteriosa, frequenza cardiaca e saturazione di ossigeno. Sulla base dei risultati del monitoraggio in tempo reale, regolare prontamente i farmaci vasoattivi e i trattamenti di supporto per mantenere stabili la pressione sanguigna e la gittata cardiaca.
  2. Monitoraggio della funzione cardiaca: monitorare continuamente l'elettrocardiogramma dopo l'intervento per osservare eventuali aritmie o segni di ischemia miocardica. In caso di aritmie, somministrare cardioversione elettrica o trattamento farmacologico.
    NOTA: Le aritmie postoperatorie precoci sono spesso causate dalla ripresa cardiaca e devono essere attentamente monitorate. I farmaci antiaritmici devono essere somministrati secondo necessità in base alle variazioni dell'ECG. La tachicardia sinusale postoperatoria è comune perché il cuore trapiantato manca di soppressione del nervo vagale. L'ivabradina è raccomandata per controllare il ritmo sinusale e i beta-bloccanti dovrebbero essere evitati perché i cuori di maiale sono altamente sensibili ad essi, il che può causare ipotensione.
  3. Gestione respiratoria: fornire un supporto respiratorio postoperatorio precoce utilizzando la ventilazione meccanica per garantire una respirazione stabile. Man mano che la funzione cardiaca e polmonare si riprende gradualmente, ridurre i farmaci sedativi e, una volta che l'animale riprende la respirazione spontanea, rimuovere il tubo endotracheale.
    NOTA: La rimozione precoce del tubo endotracheale e il ripristino della respirazione spontanea sono fondamentali. L'intubazione prolungata può portare a insufficienza respiratoria e influire sul recupero postoperatorio.
  4. Gestione del dolore postoperatorio: fornire sollievo dal dolore in base ai segni di dolore dell'animale (farmaci analgesici comuni, inclusi farmaci antinfiammatori non steroidei (FANS) e oppioidi).
  5. Monitoraggio della funzionalità renale: monitorare regolarmente la produzione di urina e gli indicatori di funzionalità renale (come creatinina e azoto ureico) dopo l'intervento chirurgico. Somministrare diuretici in caso di diminuzione della produzione di urina o aumento della creatinina.
    NOTA: Il recupero della funzione renale è fondamentale per mantenere l'equilibrio elettrolitico e l'equilibrio acido-base.
  6. Prevenzione delle complicanze postoperatorie: osservare attentamente l'animale per le complicanze postoperatorie, come infezioni e sanguinamento. Somministrare antibiotici, farmaci emostatici e trasfusioni di sangue appropriati per prevenire e trattare le complicanze.

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Risultati

La Figura 1 illustra le fasi procedurali chiave del trapianto di cuore ortotopico nei suini, tra cui la sternotomia della linea mediana, l'apertura del pericardio per esporre i principali vasi sanguigni, l'infusione aortica di soluzione cardioplegica, il raffreddamento del cuore con fanghiglia di ghiaccio e la conservazione del cuore del donatore. Un aspetto critico evidenziato è la gestione della vena azygos sinistra, che è un passaggio fondamentale nella procedura di trapianto. Per il cuor...

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Discussione

Il modello di trapianto ortotopico di cuore suino è un'efficace piattaforma sperimentale che simula il trapianto clinico di cuore15. Il cuore suino condivide molte somiglianze anatomiche e fisiologiche con il cuore umano12. Pertanto, questo modello ha un valore applicativo significativo nello studio di vari aspetti del trapianto di cuore, in particolare nella protezione del cuore, nelle procedure chirurgiche e nell'immunologia dei trapianti...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sponsorizzato dal Fondo Nazionale di Scienze Naturali per Illustri Giovani Studiosi della Cina (82125004; a Jiangping Song), dal Progetto Chiave di Biotecnologia di Frontiera del Programma di Ricerca e Sviluppo Chiave Nazionale del Ministero della Scienza e della Tecnologia della Cina (2023YFC3404300; a Jiangping Song), dal Progetto Speciale del Ministero della Scienza e della Tecnologia della Cina Supportato dal Laboratorio Chiave Statale delle Malattie Cardiovascolari, Ospedale Fuwai, Accademia cinese delle scienze mediche (2024GZZD-03; a Jiangping Song) e Fondazione nazionale di scienze naturali della Cina (82300464; a Yuan Chang)

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Morsetto a croce aortica di 10 gradiSinoviewCP40431-19Chirurgia del donatore
Morsetto a croce aortica di 10 gradiSinoviewCP40431-19Chirurgia del ricevente
Morsetto vascolare di branca dell'arco a 30 gradiSinoviewCP40432-19Chirurgia del donatore
Morsetto a croce aortica a 45 gradiSinoviewCP40044-18Chirurgia del donatore
Morsetto a croce aortica a 45 gradiSinoviewCP40044-18Chirurgia del ricevente
Sistema di ossigenazione Affinity FusionMedtronicBB841Bypass cardiopolmonare
Macchina per anestesiaMindrayA9Anestesia e altri
Cannula arteriosaMedtronic18FrBypass cardiopolmonare
AtracurioHengrui Farmaceutico-Anestesia e altri
Pinza piatta atraumaticaSureMedGF04021-25Chirurgia del donatore
Pinza piatta atraumaticaSureMedGF04021-25Chirurgia del ricevente
Pinza piatta atraumaticaSureMedGF04016-25Chirurgia del ricevente
Pinza microchirurgica a penna con impugnatura bilanciataSinoviewFC12010-21Chirurgia del donatore
Pinze microchirurgiche a penna con impugnatura bilanciataSinoviewFC12010-21Chirurgia del ricevente
Maialini in miniatura BamaIstituto di Zoologia, Accademia Cinese delle Scienze, Northern Large Animal Research Facility-Animali da esperimento
Belzer UW  Soluzione per celle frigoriferePonte per la vita SA1000 ml/bustinaChirurgia del donatore
Forbici estremamente affilate con manico neroSinoviewSC35101-23UCChirurgia del donatore
Forbici estremamente affilate con manico neroSinoviewSC35101-23UCChirurgia del ricevente
Analizzatore di gas ematiciEdiagnosiPT1000Anestesia e altri
Circuito di bypass cardiopolmonareMedtronicB-HL-159Bypass cardiopolmonare
Catetere venoso centraleBaihe Medical-Anestesia e altri
Pinze curveSureMedGC01002-16Chirurgia del donatore
Pinze curveSureMedGC01002-12Chirurgia del ricevente
Pinze curveSureMedGC01002-16Chirurgia del ricevente
Filtro monouso per microembolo di sangueSansinFAF-2Bypass cardiopolmonare
Filtro monouso per serbatoi di sangueSansinFCR300KBypass cardiopolmonare
Sistema di somministrazione monouso per cardioplegiaMedtronicXP41Bypass cardiopolmonare
DopaminaJiuan Farmaceutico-Anestesia e altri
Tubo endotrachealeMedicina YaxinYS-0000Anestesia e altri
EpinefrinaJinyao Farmaceutico-Anestesia e altri
Pinze da dissezione fineSureMedGC01090-20Chirurgia del donatore
Pinza per dissezione fineSureMedGC01090-20Chirurgia del ricevente
Forbici ultra affilate con manico doratoSinoviewSC35001-23SCChirurgia del donatore
Forbici ultra affilate con manico in oroSinoviewSC35001-23SCChirurgia del ricevente
Macchina cuore-polmoneLivaNovaS5Bypass cardiopolmonare
EparinaFarmaceutico della Cina settentrionale-Anestesia e altri
Secchiello per il ghiaccioSureMedGQ13018-00DChirurgia del donatore
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Porta-aghi a penna ponderataSinoviewNH10400-23Chirurgia del ricevente

Riferimenti

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