Articolo metodologico

Somministrazione di δ 9-tetraidrocannabinolo (THC) in topi adolescenti e adulti

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DOI:

10.3791/68358

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1 agosto 2025

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1Department of Anatomy and Neurobiology, University of California, Irvine, 2Department of Biological Chemistry, University of California, Irvine, 3Department of Pharmaceutical Sciences, University of California, Irvine

In questo articolo

Sommario

Il Δ 9-tetraidrocannabinolo (THC) è il costituente inebriante della cannabis e una sostanza controllata negli Stati Uniti. Questo articolo delinea le procedure standard per ottenere, conservare e somministrare il THC ai topi in conformità con le attuali normative legali e introduce brevemente un metodo per valutare gli effetti farmacodinamici di base del THC nei roditori.

Abstract

Il Δ 9-tetraidrocannabinolo (THC) è responsabile degli effetti inebrianti (psicotropi) della cannabis e dei prodotti derivati dalla cannabis attualmente disponibili nei mercati legali e illegali. Gli effetti psicotropi del THC sono prodotti attraverso l'attivazione dei recettori dei cannabinoidi CB1 nel cervello, che sono normalmente attivati dalle sostanze cannabinoidi endogene (endocannabinoidi). Al di fuori del cervello, il THC contribuisce alla regolazione di un'ampia gamma di processi fisiologici attivando i recettori CB1 e CB2. Le funzioni fisiologiche svolte dalle sostanze endocannabinoidi e dai recettori dei cannabinoidi - collettivamente note come sistema endocannabinoide - cambiano considerevolmente nel corso della vita, con l'adolescenza che è un periodo di maggiore sensibilità ai contributi di questo complesso di segnalazione. Questo articolo descrive un protocollo per preparare il THC per la somministrazione parenterale e valutare i suoi effetti farmacodinamici acuti in topi di entrambi i sessi in due fasi di sviluppo: adolescenza e giovane età adulta. Concentrandosi su tre dosi ampiamente utilizzate in letteratura (1, 5 e 10 mg/kg) e sulla via intraperitoneale, vengono illustrati gli effetti ben noti del THC - induzione della catalessi, inibizione dell'attività locomotoria e soppressione della nocicezione. Inoltre, dato lo status del THC come sostanza controllata negli Stati Uniti, vengono brevemente delineate le procedure per ottenerlo e conservarlo nel rispetto della legislazione vigente.

Introduzione

La prevalenza del consumo di cannabis nella popolazione adulta degli Stati Uniti è aumentata continuamente negli ultimi decenni ed è rimasta elevata nel 2023. Tra gli adulti di età compresa tra i 19 e i 30 anni, circa il 42% ha riferito di aver fatto uso di cannabis nell'ultimo anno, il 29% nell'ultimo mese e il 10% ha riferito di averne fatto uso quotidiano o quasi quotidiano (20 o più volte negli ultimi 30 giorni)1. Per gli adulti di età compresa tra i 35 e i 50 anni, le cifre sono rispettivamente del 29%, 19% e 8%. Sebbene queste stime non siano statisticamente diverse da quelle ottenute nel 2022, indicano aumenti negli ultimi 5 e 10 anni per entrambi i gruppi demografici1. È importante sottolineare che le prove attuali suggeriscono che circa il 9% delle persone che fanno uso di cannabis sviluppa tolleranza e dipendenza dalla droga, una condizione nota come disturbo da uso di cannabis (SUD)2 e un potenziale problema di salute3.

Come per altre droghe psicoattive, l'uso di cannabis inizia tipicamente nei primi anni dell'adolescenza e aumenta progressivamente durante l'adolescenza. Nel 2023, l'8% degli alunni dell'8aelementare negli Stati Uniti, il 18% degli alunni della 10aelementare e il 29% degli alunni della12a elementare hanno riferito di aver usato il farmaco almeno una volta4. Sebbene relativamente stabili negli ultimi anni, anche a fronte di una minore percezione del rischio 5,6, questi numeri rimangono troppo alti. Oltre al suo diffuso uso non medico, la cannabis ha mostrato un potenziale terapeutico in una serie di condizioni mediche 7,8. Una forma sintetica del suo costituente inebriante (psicotropo), il Δ 9-tetraidrocannabinolo (THC) (Figura 1), è stata utilizzata per più di 40 anni come farmaco da prescrizione per trattare la nausea e la perdita di appetito nei pazienti affetti da HIV e cancro sottoposti a chemioterapia 9,10. Sia il THC che il suo analogo cannabidiolo (CBD) (Figura 1), che non è psicotropo, sono stati implicati nella gestione del dolore, dell'infiammazione e di vari disturbi neurologici11,12. Pertanto, la rapida diffusione di prodotti derivati dalla cannabis medicinale - ad esempio, nell'epilessia infantile e nell'autismo - sta anche introducendo nuovi gruppi di giovani alla droga. Questi sviluppi sono particolarmente preoccupanti in un contesto sociale in cui le modifiche legislative e l'ampliamento dell'accettazione alimentano interessi finanziari che possono prevalere sulle preoccupazioni per la salute e la sicurezza pubblica13.

La cannabis contenente THC ("marijuana") viene consumata in varie forme, tra cui fumo, vaporizzazione, edibili, tinture e oli. Una volta ingerito, il THC si distribuisce in tutto il corpo ed entra nel cervello, dove produce euforia, rilassamento, percezione sensoriale alterata e aumento dell'appetito, sebbene possa anche causare ansia e paranoia in alcuni individui14,15. Il THC interagisce con il sistema endocannabinoide (ECB) attivando due tipi di recettori dei cannabinoidi (CB) situati sia all'interno che all'esterno del cervello15,16. Nel cervello, dove i recettori CB1 sono più abbondanti, la loro attivazione influisce sull'umore, sulla percezione del dolore, sull'appetito e sulla cognizione, tra le altre funzioni. Il THC attiva anche i recettori CB1 e CB2 negli organi periferici, influenzando il metabolismo energetico sistemico, tra cui l'assunzione, l'assorbimento e l'immagazzinamento dei nutrienti, nonché l'inizio del dolore, l'infiammazione e l'immunità17,18.

Il THC esercita effetti sia acuti che persistenti e sono ancora necessarie ulteriori ricerche precliniche e cliniche sulle conseguenze a lungo termine dell'uso di cannabis. Particolare enfasi dovrebbe essere data alle potenziali reazioni avverse al THC ad alte dosi, considerando che la concentrazione media di THC nella cannabis venduta negli Stati Uniti è aumentata negli ultimi decenni dall'8,9% nel 2008 al 17,1% nel 201719 e anche più alta negli ultimi anni. I "prodotti a base di cannabis ad alta potenza" (prodotti contenenti alte concentrazioni di THC) sono comuni in molti mercati legali negli Stati Uniti, dove il contenuto medio di THC nei fiori di cannabis è del 20-35%, con alcuni prodotti estrattivi che raggiungono fino al 90% di THC. A questi dosaggi elevati, il THC può avere effetti qualitativamente diversi da quelli prodotti dalla tradizionale "cannabis a bassa potenza" utilizzata negli anni '70 e '80, che conteneva il 6% di THC o meno20. Pertanto, comprendere la farmacologia dei prodotti a base di cannabis ad alta potenza è fondamentale per informare le strategie preventive e guidare la politica normativa e fiscale. Inoltre, capire come fattori come l'età, la genetica e le condizioni preesistenti influenzano le risposte individuali al THC può aiutare a personalizzare la prevenzione e il trattamento per popolazioni specifiche. In particolare, le conseguenze dell'uso di cannabis da parte degli adolescenti e delle madri in attesa o in allattamento dovrebbero essere ulteriormente studiate, poiché l'esposizione ai cannabinoidi durante i periodi prenatale/perinatale e adolescenziale, in cui il sistema ECB svolge un ruolo chiave nello sviluppo neurologico, potrebbe portare a conseguenze negative persistenti21. Inoltre, sono necessarie ulteriori ricerche per capire come il THC interagisce con altri farmaci o sostanze. Dati completi sulla sicurezza e l'efficacia del THC possono informare le decisioni normative e le politiche di salute pubblica, garantendo un uso sicuro sia in contesti medici che non medici.

Qui, descriviamo le procedure standard per ottenere, conservare e somministrare il THC in un ambiente di laboratorio in conformità con l'attuale legislazione degli Stati Uniti (il Controlled Substance Act del 1971). Concentrandosi su tre dosi di THC ampiamente utilizzate nella letteratura scientifica (1, 5 e 10 mg/kg)22 e sulla via di somministrazione intraperitoneale (i.p.), sono stati illustrati tre effetti classici sul THC: induzione della catalessi, inibizione dell'attività locomotoria e antinocicezione. Questo protocollo può essere utilizzato anche a seguito di iniezioni multiple di THC per studiare le conseguenze dell'uso cronico di THC, che porta alla tolleranza e a una serie di conseguenze sulla salute mentale che non sono tipicamente osservate con la somministrazione acuta negli esseri umani.

Protocollo

Tutte le procedure sono state approvate dall'IACUC dell'Università della California, Irvine, e sono state eseguite in stretta conformità con le linee guida del National Institutes of Health (NIH) per la cura e l'uso degli animali da esperimento.

1. Procedure per ottenere e conservare il THC

NOTA: Negli Stati Uniti, l'uso del THC in un contesto di ricerca accademica richiede di seguire diversi passaggi richiesti dallo status legale della cannabis. Sia la cannabis che il THC derivato dalla cannabis sono classificati come sostanze controllate dalla Tabella I. Per questo motivo, prima che la cannabis o il THC possano essere acquistati, i ricercatori devono ottenere una licenza dalla Drug Enforcement Administration (DEA). Di seguito viene fornita una panoramica di questo processo, che può richiedere fino a 6 mesi o più.

  1. Determinare l'ambito della ricerca: Definire lo scopo e gli obiettivi del processo di ricerca e specificare perché il THC è necessario. Sviluppa un protocollo di ricerca che descriva in dettaglio le quantità di THC necessarie, la sua fonte commerciale e come verrà maneggiato e conservato. Includi il maggior numero possibile di dettagli pertinenti.
  2. Ricevere l'approvazione normativa istituzionale: presentare la proposta di ricerca al Comitato per la cura e l'uso degli animali (IACUC) dell'istituzione locale (per il lavoro preclinico) o al Comitato di revisione istituzionale (IRB) (per il lavoro clinico). Questa fase di revisione protegge i diritti dei soggetti della ricerca e garantisce che lo studio sia conforme agli standard etici.
  3. Conformità alle normative statali: Fai attenzione a tutte le normative statali specifiche relative alla ricerca sulla cannabis, poiché queste possono variare in modo significativo. Ad esempio, in California, ottenere l'approvazione dal Research Advisory Panel of California (RAPC)23.
  4. Ottenere THC: Acquista cannabis e THC da coltivatori o produttori autorizzati a questo scopo.
    NOTA: Un elenco dei coltivatori approvati è disponibile sul sito web della DEA. Il National Institute on Drug Abuse (NIDA) fornisce THC attraverso il NIDA Drug Supply Program24. Per candidarsi a questo programma, è necessario fornire informazioni su un'istituzione, un protocollo di ricerca dettagliato e la documentazione dei regolamenti istituzionali come le lettere di approvazione IACUC o IRB. La compilazione del modulo DEA 222, che è il modulo di una sola pagina specificamente designato per ciascun numero di registrazione DEA, è necessario per l'acquisto o il trasferimento di sostanze controllate della Tabella 1.
  5. Ricezione e conservazione del THC
    1. Conserva il THC in una cassaforte chiusa a chiave o in un caveau che segua un design approvato dalla DEA. L'accesso all'area di ricerca deve essere controllato (ad esempio, le porte dell'edificio e/o del laboratorio devono essere chiuse a chiave). Solo il personale autorizzato dovrebbe avere accesso al THC.
    2. Prepara e imposta un elenco di persone autorizzate ad accedervi e mantieni l'elenco aggiornato. Etichetta chiaramente i contenitori di THC con nome, concentrazione, data di ricezione e avvertenze di pericolo.
    3. Seguire le procedure di smaltimento stabilite, che richiedono una documentazione specifica e il rispetto delle normative federali e statali. Mantieni il THC a una temperatura pari o inferiore a -20 °C.
  6. Gestione dell'inventario:
    1. Implementa un solido sistema di inventario per tenere traccia della quantità, dell'uso e della posizione del THC. Preparare un raccoglitore di sostanze controllate, che includa una licenza Schedule 1, informazioni sul personale autorizzato, registrazioni di tutte le ricevute, gli smaltimenti e l'uso di qualsiasi sostanza (Figura 2).
    2. Condurre audit regolari dell'inventario e delle pratiche di stoccaggio completando il registro semestrale dell'inventario per garantire la conformità ai requisiti normativi. Controllare periodicamente i registri di accesso e i record di inventario.
  7. Formazione e protocolli: La formazione dovrebbe essere fornita a tutto il personale che maneggia THC. Devono essere stabiliti protocolli chiari per la conservazione, la manipolazione e lo smaltimento del farmaco.
    NOTA: Implementando queste pratiche, i laboratori accademici possono garantire la conformità ai requisiti legali e mantenere un ambiente di ricerca sicuro.

2. Procedure per la somministrazione di THC ai topi mediante iniezione i.p.

NOTA: Quando si maneggia il THC, è essenziale controllare la temperatura e proteggere il composto dalla luce per preservarne la stabilità. Il THC è sensibile al calore e deve essere conservato a una temperatura pari o inferiore a -20 °C per una conservazione a lungo termine. Per una conservazione a breve termine, il THC può essere conservato a temperatura ambiente o refrigerato a 4 °C per diverse ore. Il THC è anche sensibile ai raggi ultravioletti (UV) e alla luce visibile, che possono causare la degradazione attraverso l'ossidazione. Per evitare ciò, il THC deve essere conservato in contenitori ermetici di vetro ambrato o contenitori trasparenti avvolti in un foglio di alluminio e conservati al buio. Si consiglia di etichettare tutti i campioni con le date e le condizioni di conservazione per garantire una corretta tracciabilità e stabilità.

  1. Materiali
    1. Preparare tutte le soluzioni utilizzando acqua ultrapura e reagenti di grado analitico. Ottieni THC da Cayman Chemical (Ann Arbor, MI) o RTI International (Research Triangle Park, NC) o attraverso il NIDA Drug Supply Program24.
  2. Attrezzature e forniture
    1. Assicurarsi che gli elementi elencati nella tabella dei materiali siano pronti prima di iniziare la procedura.
      NOTA: È essenziale utilizzare fiale di vetro (8 ml o simili) e contenitori quando si lavora con il THC. La plastica può reagire o assorbire molecole idrofobiche come il THC, che possono portare alla perdita di campione o a concentrazioni incoerenti. Il vetro è chimicamente stabile e non reattivo, il che aiuta a prevenire interazioni indesiderate con le molecole idrofobiche.
  3. Procedure per la somministrazione di THC nei topi
    1. Rimuovi il contenitore del THC dall'armadietto di sicurezza nel congelatore.
    2. Mantenendo il contenitore in ghiaccio, prelevare un volume adeguato di THC utilizzando una pipetta e aggiungerlo con cura sul fondo di una fiala di vetro da 8 ml. Calcolare il volume in base alla dose (mg/kg) e al peso corporeo dei topi (g).
    3. Spostare la fiala in una cappa chimica e far evaporare delicatamente il solvente fino a portarlo a secco con un leggero flusso di azoto gassoso. Fare attenzione a non spruzzare la soluzione contenente THC sui lati della fiala, poiché ciò provocherebbe una grave perdita. Questo processo richiede circa 5-10 minuti.
    4. Registrare nel registro di utilizzo della sostanza controllata I nel raccoglitore di sostanze controllate la quantità di THC prelevata dalla fiala attualmente in uso.
    5. Quando il solvente è completamente asciutto, aggiungere un volume appropriato di Tween-80. Questo è il volume di Tween-80 necessario per ottenere una concentrazione finale del 5% di Tween-80 in soluzione salina, come mostrato nel passaggio 2.3.8.
    6. Scaldare il flaconcino in un becher contenente acqua calda a una temperatura pari o inferiore a 60 °C. Agitare la fiala per sciogliere completamente il THC e ripetere se necessario.
    7. Aggiungere gradualmente soluzione fisiologica sterile con piccoli incrementi: ad esempio, 200 μL, 300 μL, 500 μL e 1 mL. Vorticare e riscaldare.
    8. Ripetere i passaggi 2.3.6 e 2.3.7 fino a quando non è stato aggiunto il volume totale di soluzione salina necessaria per ottenere una soluzione finale di THC in soluzione salina al 5% Tween-80 e al 95% e la soluzione è completamente disciolta.
    9. (FACOLTATIVO) Sonicare la fiala in un bagno d'acqua a ultrasuoni impostato a circa il 100% della potenza a 40 kHz e 37 °C per 5 minuti. Verificare che la soluzione sia limpida e priva di qualsiasi sostanza non disciolta. Il colore del liquido può variare a seconda del veicolo utilizzato.
    10. Pesare il mouse e determinare la quantità appropriata da iniettare. Il volume di iniezione deve essere di 10 ml/kg per topo.
    11. Procedere con le iniezioni intraperitoneali (i.p.). Assicurati che le soluzioni di THC siano preparate al momento il giorno dell'uso.

3. Procedure per valutare gli effetti farmacologici del THC

  1. Animali
    1. Usa topi di entrambi i sessi per questo studio.
      NOTA: In questo studio, sono stati utilizzati topi C57BL/6J adolescenti (giorno postnatale, PND, 30-35) e adulti (PND 70-75) di entrambi i sessi dei Jackson Laboratories (Farmington, CT).
      La procedura è applicabile ad altri ceppi di topi.
    2. Alloggiare i topi in gabbie ventilate (4-5 per gabbia) con cibo e acqua disponibili ad libitum. Assegna animali di uguale età e peso in modo casuale ai gruppi di trattamento e lasciali acclimatare per almeno 1 settimana prima degli esperimenti.
    3. Mantenere i locali di stabulazione su un ciclo di 12 ore luce/12 ore di buio (luci accese alle 6:30) con temperatura (20 ± 2 °C) e umidità relativa (55%-60%) costanti.
  2. Gruppi sperimentali
    1. Dividi ogni gruppo di età e sesso in quattro gruppi di trattamento: un gruppo di controllo del veicolo e tre gruppi di trattamento con THC per dosi di 1, 5 e 10 mg/kg.
  3. Somministrazione di farmaci
    1. Preparare il THC fresco come descritto sopra in un veicolo di soluzione salina al 95% con il 5% di Tween-80 e somministrato per iniezione i.p.
  4. Test comportamentali
    NOTA: In questo esempio, ogni animale è stato sottoposto ai test descritti di seguito per monitorare gli effetti del THC22. I tre test comportamentali sono stati condotti successivamente sulla stessa coorte di animali. L'ordine delle procedure era: locomozione (30 minuti post-THC), catalessi (45 minuti post-THC) e immersione nella coda (60, 180 e 300 minuti post-THC) (Figura 3). Per gli esperimenti sulle donne adolescenti, abbiamo riutilizzato lo stesso gruppo trattato con veicolo e poi abbiamo somministrato 1 mg/kg o 10 mg/kg di THC alla stessa coorte per condurre i test di catalessi e immersione nella coda. Questo approccio ci ha permesso di raggiungere una potenza statistica sufficiente riducendo al minimo il numero di animali utilizzati, in conformità con le linee guida etiche. Il comportamento è stato registrato utilizzando una videocamera e i file dei filmati sono stati analizzati utilizzando un software di tracciamento comportamentale.
    1. Test di catalessi
      NOTA: La catalessi nei topi è uno stato (pato)fisiologico caratterizzato da mancanza di movimento volontario, rigidità della postura e resistenza ai cambiamenti indotti dall'esterno nella posizione del corpo. È considerato uno dei quattro effetti standard del THC, insieme all'inibizione locomotoria, all'antinocicezione e alla diminuzione della temperatura corporea. In questo esempio, il comportamento catalettico è stato valutato sulla base di procedure stabilite22, come descritto di seguito:
      1. Configurazione: Preparare una barra orizzontale (7 cm di lunghezza) sollevata di 4 cm sopra la superficie di un banco da laboratorio pulito con illuminazione ambientale normale (160 lux). Posizionare un timer elettronico nelle vicinanze pronto per l'uso.
      2. Trasferisci il topo dalle strutture di stabulazione al laboratorio di prova e acclimatalo all'interno della gabbia per 60 minuti prima del test. Indossa un camice da laboratorio pulito e non profuma.
      3. Usando guanti di lattice puliti, rimuovi delicatamente il topo dalla sua gabbia, somministra in sicurezza una quantità adeguata di THC o veicolo e rimettilo nella gabbia.
      4. Al momento opportuno dopo l'iniezione di THC (45 minuti in questo caso), rimuovi il topo dalla gabbia e posiziona delicatamente le zampe anteriori sulla barra orizzontale.
      5. Registra il tempo di immobilità utilizzando il timer elettronico.
        NOTA: Il tempo di immobilità è definito come il tempo trascorso dal momento in cui il mouse viene posizionato sulla barra al momento in cui rimuove una o entrambe le zampe.
      6. Arresta il timer quando il mouse rimuove una o entrambe le zampe dalla barra o quando viene raggiunto il tempo limite di 10 s.
      7. Ripetere il test due volte per ogni topo, con un intervallo di riposo di 2 minuti tra le prove.
      8. Utilizzare la media dei due tempi di immobilità per l'analisi finale dei dati.
      9. Misura del risultato: utilizzare il tempo di immobilità (in secondi) come indicatore di catalessi.
    2. Test in campo aperto (Attività locomotoria in un ambiente nuovo)
      NOTA: L'ipolocomozione indotta dal THC viene valutata utilizzando il test in campo aperto e seguendo un protocollo stabilito25.
      1. Configurazione: utilizza un'arena all'aperto dotata di apparecchiature di tracciamento video per questo test. Assicurati che l'arena in campo aperto sia pulita e priva di odori provenienti da esperimenti precedenti.
        NOTA: Una pulizia efficace può essere eseguita utilizzando prodotti disponibili in commercio descritti nella Tabella dei materiali.
      2. Trasferisci il topo dalle strutture di stabulazione al laboratorio di prova e acclimatalo all'interno della sua gabbia per 60 minuti prima del test. Assicurarsi che la sala prove sia illuminata a bassa intensità (10 lux)25. Indossa un camice da laboratorio pulito e non usare profumi.
      3. Usando guanti puliti, rimuovi delicatamente il topo dalla sua gabbia, somministra in sicurezza una quantità adeguata di THC o veicolo e rimetti il topo nella gabbia.
      4. Al momento opportuno dopo l'iniezione di THC (30 minuti in questo caso), posiziona delicatamente il mouse al centro dell'arena, facendo attenzione a ridurre al minimo lo stress da manipolazione.
      5. Registra sessioni di 10 minuti utilizzando una videocamera e un software di tracciamento comportamentale.
      6. Dopo il test, rimetti il topo nella sua gabbia di casa e pulisci accuratamente l'arena con la soluzione detergente sopra descritta.
      7. Misura dell'esito: Calcola la distanza totale percorsa, misurata in metri, come parametro primario per quantificare l'attività locomotoria.
    3. Test di immersione della coda (soglie nocicettive, noto anche come test di ritiro della coda con acqua calda)
      NOTA: La nocicezione viene valutata utilizzando il test di immersione della coda, come descritto in precedenza26. Questo test viene utilizzato per valutare l'efficacia di potenziali analgesici e per valutare la tolleranza ai loro effetti. Durante il test, il calore viene applicato alla coda di un topo come stimolo doloroso e viene misurato il tempo per ritirare la coda dalla fonte di calore.
      1. Configurazione: Preparare un bagno d'acqua mantenuto a 54 °C in condizioni di illuminazione ambientale normale (160 lux). Posizionare un timer elettronico nelle vicinanze pronto per l'uso.
      2. Trattieni delicatamente il mouse utilizzando una tasca in tessuto morbido realizzata con cuscinetti per l'addestramento degli animali domestici (Glad), assicurandoti che la coda rimanga accessibile.
      3. Immergere il terzo distale della coda nel bagnomaria e avviare contemporaneamente il timer.
      4. Registra la latenza al ritiro della coda (in secondi), definita come il movimento riflessivo della coda.
      5. Impostare un tempo di cutoff massimo di 10 s per evitare danni e disagio ai tessuti.
      6. Ripetere la misurazione due volte per ogni topo in ogni momento (in questo caso, 60, 180 e 300 minuti dopo l'iniezione di THC), con un intervallo di 5 minuti tra le prove.
      7. Calcolare la media delle due misure di latenza per l'analisi dei dati.
      8. Misura dell'esito: calcolare la latenza all'astinenza dalla coda, misurata in secondi, come variabile di esito primaria per valutare gli effetti antinocicettivi.
  5. Analisi statistiche
    1. Esprimi i risultati come mezzi ± SEM. Determina la significatività utilizzando l'analisi bidirezionale della varianza (ANOVA) seguita dal test di confronto multiplo di Šídák o l'ANOVA a tre vie seguita dal test di confronto multiplo di Tukey. Considera le differenze significative se P < 0,05.
      NOTA: Per eseguire l'analisi è stato utilizzato GraphPad Prism versione 10.4.

Risultati

Per illustrare il protocollo sopra descritto, presentiamo i risultati sugli effetti farmacologici acuti del THC. A quattro gruppi di topi (8 per gruppo), maschio adolescente, maschio adulto, femmina adolescente e femmina adulta, sono state somministrate tre dosi di THC - 1, 5 e 10 mg / kg - insieme al veicolo come controllo. Quindi, sono stati valutati la catalessi, l'attività locomotoria e la nocicezione, concentrandosi sulla dipendenza dalla dose degli effetti e sulle differenze tra sessi ed età.

In primo luogo, per gli effetti catalettici acuti, il THC ha prodotto una catalessi dose-dipendente in topi maschi adolescenti e adulti (Figura 4A e Tabella 1). La durata della risposta è stata dose-dipendente (P<0,0001, ANOVA a due vie), con 5 e 10 mg/kg che hanno prodotto effetti statisticamente significativi in entrambi i gruppi di età, rispetto ai controlli del veicolo in ciascun gruppo (P < 0,0001 dal test di confronto multiplo di Šídák). Alla dose di 10 mg/kg, il THC produceva catalessi sia nei topi femmine adolescenti che in quelli adulti (Figura 4B e Tabella 2), con le femmine adulte che mostravano una risposta meno marcata rispetto alle femmine adolescenti (P < 0,0001 secondo il test di confronto multiplo di Šídák). I set di dati sono stati ulteriormente analizzati per determinare se il sesso ha influenzato la catalessi indotta dal THC. Una risposta sessualmente dimorfica modesta ma significativa è stata osservata nelle adolescenti di sesso femminile rispetto ai maschi (P = 0,0204) (Figura 4C e Tabella 3). Un effetto considerevolmente più forte del sesso è stato riscontrato nelle femmine adulte, che erano significativamente meno sensibili agli effetti catalettici del THC rispetto ai topi adulti maschi (P < 0,0001) (Figura 4D e Tabella 4).

In secondo luogo, per gli effetti locomotori acuti, il THC ha ridotto l'attività locomotoria nei topi maschi (Figura 5A e Tabella 5). Questo effetto era dipendente sia dalla dose di THC che dall'età dell'animale (P < 0,0001 e P = 0,0042, rispettivamente), con i topi adolescenti più sensibili all'effetto del THC rispetto ai topi adulti. Test di confronto multipli post-hoc hanno indicato che alla dose di 5 mg/kg di THC, i topi adolescenti si muovevano significativamente meno dei topi adulti (P < 0,0001). Il THC ha ridotto l'attività locomotoria anche nei topi femmina (Figura 5B e Tabella 6). L'ANOVA a due vie ha mostrato effetti significativi sia della dose che dell'età anche nei topi femmina (P < 0,0001 e P = 0,0103, rispettivamente) (Figura 5B e Tabella 6). Tuttavia, i test di confronto multipli post-hoc non hanno rivelato differenze statisticamente significative tra topi adolescenti e femmine adulte a dosi di 0 o 10 mg/kg di THC (Figura 5B). Questi set di dati sono stati ulteriormente analizzati per determinare se il sesso influenzasse l'ipolocomozione indotta dal THC. Il dimorfismo sessuale non è stato osservato nei topi adolescenti (Figura 5C e Tabella 7); tuttavia, i topi adulti hanno mostrato un dimorfismo sessuale statisticamente significativo (P = 0,0046), con le femmine adulte che mostravano un movimento significativamente più elevato rispetto ai maschi adulti. Tuttavia, i test di confronto multipli post-hoc non hanno rivelato differenze statisticamente significative tra i sessi a dosi di 0 o 10 mg/kg di THC (Figura 5D e Tabella 8).

In terzo luogo, per gli effetti antinocicettivi acuti, il THC ha ridotto la nocicezione da immersione della coda nei topi maschi (adolescenti, Figura 6A e Tabella 9; adulti, Figura 6C e Tabella 11). Nei maschi adolescenti, il THC ha prodotto effetti antinocicettivi significativi a 5 e 10 mg/kg, testati a 60, 180 e 360 minuti dopo la somministrazione (P < 0,0001 dal test di confronto multiplo di Šídák, rispetto alla latenza del colpo di coda dei topi di controllo del veicolo) (Figura 6A e Tabella 9). L'ANOVA a due vie ha confermato i forti effetti della dose di THC sulla latenza del colpo di coda (P < 0,0001) e ha mostrato una diminuzione dipendente dal tempo degli effetti antinocicettivi, specialmente alla dose più alta (P = 0,0133) (Figura 6A e Tabella 9). Un effetto dose-dipendente simile al THC, ma non l'effetto del tempo, è stato osservato nelle femmine di topi adolescenti (P < 0,0001 e P = 0,9923, rispettivamente) (Figura 6B e Tabella 10). Nei maschi adulti, il THC ha prodotto effetti antinocicettivi significativi solo alla dose più alta (10 mg/kg) e al primo punto temporale (60 minuti dopo la somministrazione) (P < 0,0001 secondo il test di confronto multiplo di Šídák, rispetto ai controlli del veicolo) (Figura 6C e Tabella 11). L'ANOVA a due vie ha mostrato un effetto significativo sia della dose che del tempo (dose, P < 0,0001; tempo, P = 0,0007) (Tabella 11). Nelle femmine adulte, un effetto antinocicettivo significativo è stato osservato solo alla dose più alta (10 mg/kg) e al primo punto temporale (60 minuti dopo la somministrazione) (P < 0,0012 dal test di confronto multiplo di Šídák, relativo ai controlli del veicolo) (Figura 6D e Tabella 12). Per quanto riguarda gli effetti del sesso e dell'età sull'antinocicezione indotta dal THC, l'ANOVA a due vie ha rivelato che gli effetti del THC sulla latenza del colpo di coda erano influenzati sia dall'età che dal sesso (Figura 6E, F, Tabella 13 e Tabella14). L'effetto più forte è stato osservato nei maschi adolescenti 60 minuti dopo la somministrazione di THC, sebbene tutti e quattro i gruppi di topi abbiano mostrato una significativa antinocicezione indotta dal THC rispetto ai controlli appropriati del veicolo in questo momento (Figura 6E). È interessante notare che un effetto significativo del sesso è stato osservato nei topi adolescenti ma non in quelli adulti al punto temporale di 60 minuti post-THC (adolescenti, P = 0,0083; adulti, P = 0,9919 secondo il test di confronto multiplo di Šídák) (Figura 6E e Tabella 13). Al punto temporale di 300 minuti post-THC, effetti antinocicettivi significativi sono stati trovati solo nei topi adolescenti, sia maschi che femmine, ma non nei topi adulti (Figura 6F e Tabella 14). L'ANOVA a tre vie ha testato simultaneamente le tre variabili, dose, età e sesso, e ha rivelato effetti significativi sia del tempo che della dose (P = 0,0007 e P < 0,0001, rispettivamente) e dell'interazione significativa tra tempo e dose (P = 0,0022) (Tabella 15).

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Figura 1: Strutture chimiche dei fitocannabinoidi, THC e CBD, e degli endocannabinoidi, anandamide e 2-AG. Il delta-9-tetraidrocannabinolo (THC) è prodotto nell'infiorescenza della pianta di cannabis femmina ed è responsabile dei suoi effetti psicotropi; Il THC agisce legandosi ai recettori CB1 e CB2 accoppiati alle proteine G nel cervello e in altri tessuti del corpo. Il cannabidiolo (CBD) è un cannabinoide non psicotropo con proprietà antiepilettiche e possibilmente antipsicotiche e antinfiammatorie. Due principali attivatori endogeni dei recettori CB, l'anandamide e il 2-arachidonoil-sn-glicerolo (2-AG), sono messaggeri derivati dai lipidi nel cervello e nei tessuti periferici, prodotti su richiesta, e sono coinvolti in vari processi di segnalazione a corto raggio come la regolazione fine della plasticità sinaptica nel SNC. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-2
Figura 2: Esempio di registro di utilizzo di una sostanza controllata I. Qualsiasi uso di THC deve essere registrato in un registro di utilizzo di sostanze controllate I ad hoc, che viene conservato nel raccoglitore di sostanze controllate conservato in un armadietto chiuso a chiave o in un ufficio sicuro. Questo modulo deve includere il nome e l'affiliazione del Principal Investigator che deve essere registrato per una licenza di Schedule 1, informazioni sul farmaco programmato e il lotto esatto, il numero di protocollo, la persona autorizzata che sta utilizzando il farmaco con la quantità e il saldo per ogni uso. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 3: Schema che mostra l'ordine degli esperimenti di test comportamentali. L'ordine delle procedure era: locomozione (30 minuti post-THC), catalessi (45 minuti post-THC) e immersione nella coda (60, 180 e 300 minuti post-THC). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 4: Catalessi acuta indotta da THC nei topi. Il THC produce catalessi nei topi adolescenti e adulti (A) maschi e (B) femmine. La risposta è stata valutata utilizzando il test della barra dopo l'iniezione i.p. di THC alla dose indicata. Lo stesso set di dati è stato analizzato per gli effetti del sesso sulla catalessi indotta da THC in topi (C) adolescenti e (D) maschi e femmine adulti. I risultati sono espressi come medie ± SEM. La significatività è stata determinata utilizzando l'ANOVA a due vie seguita dal test di confronto multiplo di Šídák. Le differenze sono state considerate significative se P < 0,05. P < 0,0001 rispetto al controllo del veicolo, ##P < 0,01 e ####P < 0,0001 rispetto al gruppo adolescente 10 mg/kg nel pannello B o al gruppo maschile 10 mg/kg nei pannelli C e D. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 5: Ipolocomozione acuta indotta dal THC nei topi. Il THC riduce l'attività locomotoria spontanea nei topi adolescenti e adulti (A) maschi e (B) femmine. La risposta è stata valutata utilizzando il test in campo aperto dopo iniezione i.p. di THC alla dose indicata. Lo stesso set di dati è stato analizzato per gli effetti del sesso sull'ipolocomozione indotta dal THC in (C) topi adolescenti e (D) maschi e femmine adulti. I risultati sono espressi come medie ± SEM. La significatività è stata determinata utilizzando l'ANOVA a due vie seguita dal test di confronto multiplo di Šídák. Le differenze sono state considerate significative se P < 0,05. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001 e ****P < 0,0001 rispetto al controllo del veicolo e ####P < 0,0001 rispetto al gruppo adolescente 5 mg/kg nel pannello A. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 6: Analgesia acuta indotta da THC nei topi. Gli effetti antinocicettivi acuti del THC sono stati misurati utilizzando il test di immersione della coda in (A) maschio adolescente, (B) femmina adolescente, (C) maschio adulto e (D) femmine adulte dopo 60, 180 o 300 minuti dall'iniezione i.p. di THC alla dose indicata. Lo stesso set di dati è stato analizzato per gli effetti dell'età e del sesso sull'antinocicezione indotta dal THC dopo (E) 60 minuti o (F) 300 minuti dalla somministrazione di THC. I risultati sono espressi come medie ± SEM. La significatività è stata determinata utilizzando l'ANOVA a due vie seguita dal test di confronto multiplo di Šídák. Le differenze sono state considerate significative se P < 0,05. *P < 0,05, ***P < 0,001 e ****P < 0,0001 rispetto al controllo del veicolo, e ##P < 0,01 tra il gruppo di 10 mg/kg di sesso maschile adolescente e il gruppo di donne adolescenti e @P < 0,05 e @@P < 0,01 rispetto al gruppo di 10 mg/kg di maschio adulto e di sesso femminile adulto, rispettivamente. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Tabella 1: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC nella produzione di catalessi in topi maschi adolescenti e adulti (correlato alla Figura 4A) (n = 7-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 2: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC nella produzione di catalessi in topi adolescenti e femmine adulte (correlata alla Figura 4B) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 3: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC nella produzione di catalessi in topi adolescenti maschi e femmine (correlato alla Figura 4C) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 4: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC nella produzione di catalessi in topi adulti maschi e femmine (correlato alla Figura 4D) (n = 7-10 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 5: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC sulla locomozione in topi maschi adolescenti e adulti (correlata alla Figura 5A) (n = 7-9 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 6: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC sulla locomozione in topi femmina adolescenti e adulti (correlato alla Figura 5B) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 7: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC sulla locomozione in topi adolescenti maschi e femmine (correlato alla Figura 5C) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 8: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti acuti del THC sulla locomozione in topi adulti maschi e femmine (correlato alla Figura 5D) (n = 7-9 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 9: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi maschi adolescenti (correlata alla Figura 6A) (n = 7-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 10: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi femmine adolescenti (correlato alla Figura 6B) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 11: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi maschi adulti (correlato alla Figura 6C) (n = 6-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 12: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi femmine adulte (correlata alla Figura 6D) (n = 7-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 13: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi adolescenti e adulti, maschi e femmine, testata dopo 60 minuti dall'iniezione di 10 mg/kg di THC (correlata alla Figura 6E) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 14: Analisi ANOVA a due vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi adolescenti e adulti, maschi e femmine, testata dopo 300 minuti dall'iniezione di 10 mg/kg di THC (correlata alla Figura 6F) (n = 5-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Tabella 15: Analisi ANOVA a tre vie sugli effetti analgesici acuti del THC in topi adolescenti e adulti, maschi e femmine, testata dopo 60, 180 e 300 minuti dall'iniezione di 10 mg/kg di THC (correlata alle Figure 6E e 6F) (n = 7-8 per gruppo). Clicca qui per scaricare questa tabella.

Discussione

Questo articolo fornisce una panoramica delle procedure per ottenere e conservare il THC in conformità con le attuali normative statunitensi e delinea un protocollo per preparare il THC per l'iniezione intraperitoneale e somministrarlo a topi adolescenti (PND 30-35) e giovani adulti (PND 70-75). È fondamentale ottenere il THC da una fonte legittima e rispettare tutte le normative applicabili. Negli Stati Uniti, i ricercatori devono soddisfare i requisiti normativi federali e statali, anche negli stati in cui la cannabis è legale sia per uso medico che non medico. L'utilizzo di una fonte certificata garantisce l'accesso a THC di qualità ricercativa, prodotto sotto stretto controllo che garantisce potenza e purezza costanti. Al contrario, l'utilizzo di una fonte non regolamentata o non autorizzata compromette l'integrità scientifica, introduce un rischio di diversione ed espone i ricercatori a conseguenze legali.

Abbiamo esaminato tre risposte farmacologiche standard al THC: catalessi, riduzione della locomozione e analgesia. Abbiamo riprodotto ampi dati di letteratura (vedi, ad esempio, riferimenti 27,28,29) che mostrano che il THC influenza queste risposte in modo dose-dipendente. Questi test sono utilizzati nella ricerca preclinica per valutare le proprietà farmacologiche degli agonisti del recettore dei cannabinoidi, sebbene la loro rilevanza per l'esperienza umana possa variare. La catalessi si riferisce a uno stato in cui il soggetto sperimenta una ridotta capacità di muoversi o di impegnarsi nelle normali funzioni motorie. Questo si manifesta come un'immobilizzazione fisica o rigidità, con il soggetto che mantiene posture insolite. La locomozione ridotta (o ipo-locomozione) si riferisce a una diminuzione del livello generale di attività motoria orizzontale, che si manifesta come movimento rallentato o meno frequente. Ciò può essere dovuto a sedazione, compromissione motoria o semplicemente mancanza di motivazione a muoversi. Negli studi sugli animali, questo è spesso osservato come una riduzione del comportamento esplorativo o dei livelli di attività generale in un nuovo ambiente. Il terzo test, l'antinocicezione, si riferisce alla capacità del THC di aumentare la latenza di ritiro della coda in un test di immersione della coda. Nei modelli animali, dove la valutazione della componente soggettiva dell'analgesia richiede test specializzati, l'antinocicezione con immersione nella coda fornisce una visione utile, anche se limitata, di come i farmaci influenzano la funzione nocicettiva.

I risultati qui presentati mostrano che il THC induce la catalessi in modo dose-dipendente indipendentemente dal sesso e dall'età, in particolare alle dosi di 5 mg/kg e 10 mg/kg. Un effetto specifico per età e sesso è stato osservato nei topi femmine adulte, che hanno mostrato una produzione significativamente attenuata di catalessi rispetto ai topi maschi o femmine adolescenti. L'ipolocomozione indotta dal THC in un nuovo ambiente era più forte nei topi adolescenti rispetto ai topi adulti, indipendentemente dal sesso. Questa differenza legata all'età era distinguibile dagli effetti ipolocomotori selettivi degli adulti del THC nella loro gabbia domestica, un ambiente familiare30. Per quanto riguarda le azioni antinocicettive acute del THC, sono stati riscontrati effetti statisticamente significativi sia alla dose di 5 mg/kg che a quella di 10 mg/kg nei topi maschi adolescenti, ma nei topi maschi adulti, solo la dose di 10 mg/kg è risultata efficace. Tra i tre punti temporali testati qui, gli effetti antinocicettivi del THC erano più alti a 60 minuti dopo il THC e sono diminuiti in seguito. I maschi adolescenti erano i più sensibili agli effetti antinocicettivi del THC tra i quattro gruppi di età-sesso, e una differenza significativa tra i sessi è stata osservata nei gruppi di topi adolescenti dopo 60 minuti dall'iniezione di 10 mg/kg di THC. Dopo 300 minuti di somministrazione di THC, è stato riscontrato un chiaro effetto dell'età in cui sono stati osservati significativi effetti antinocicettivi negli adolescenti ma non nei topi adulti, indipendentemente dal sesso. In generale, i topi adolescenti hanno mostrato una maggiore sensibilità al THC rispetto agli adulti, in particolare nelle misure di locomozione e nocicezione. Tutto sommato, questi risultati indicano che l'adolescenza è un periodo sensibile per gli effetti farmacologici acuti del THC, anche se questo può essere dipendente dal test30. I risultati qui identificano anche l'impatto dell'età e del sesso negli effetti del THC, suggerendo che le femmine adulte sono le meno sensibili al THC.

L'esposizione al THC durante l'adolescenza, specialmente se frequente e in dosi elevate, può interrompere la funzione del sistema endocannabinoide in tutto il corpo, compreso il cervello31. Questa interruzione può portare a effetti duraturi sulla salute mentale e fisica 32,33,34. Gli studi epidemiologici degli ultimi tre decenni hanno costantemente dimostrato associazioni tra l'uso di cannabis da parte degli adolescenti e disturbi a lungo termine della cognizione, dell'umore e del funzionamento psicosociale, con questi effetti che potenzialmente si estendono fino all'età adulta, anche dopo la cessazione dell'uso 32,33,34,35,36 . Inoltre, sono state riportate alterazioni a lungo termine del peso corporeo, del metabolismo e della funzione immunitaria. Sebbene queste associazioni siano ben documentate, è fondamentale stabilire una relazione causale tra l'uso di cannabis e i suoi potenziali impatti sulla salute. Vari metodi, tra cui l'analisi dei gemelli discordanti, la randomizzazione mendeliana e gli interventi quasi sperimentali, possono essere utilizzati per valutare la causalità nelle popolazioni umane. Tuttavia, anche gli esperimenti sugli animali da laboratorio svolgono un ruolo vitale nel chiarire la causalità37. I risultati del nostro laboratorio, finanziato dal National Institute on Drug Abuse, utilizzando un modello di roditore di esposizione moderata ma frequente al THC durante l'adolescenza, supportano l'ipotesi che l'adolescenza sia un periodo vulnerabile per l'esposizione al THC 17,18,25,38,39,40. Anche dosi moderate del farmaco durante questa finestra critica dello sviluppo possono avere effetti duraturi su vari componenti del sistema endocannabinoide adulto. Questi effetti sono legati a cambiamenti neurocomportamentali, nonché a menomazioni delle risposte immunitarie e della capacità di far fronte allo stress psicosociale. La nostra ricerca precedente ha anche scoperto alterazioni inaspettate nella funzione del tessuto adiposo, fornendo una potenziale spiegazione molecolare per i cambiamenti metabolici a lungo termine osservati nei consumatori regolari di cannabis18. Attivando in modo inappropriato i recettori CB1 nel cervello durante importanti periodi di sviluppo neurologico come l'adolescenza, il THC può interrompere l'equilibrio necessario per la maturazione cerebrale, portando a cambiamenti strutturali e funzionali che possono persistere nell'età adulta.

Negli esseri umani, il fumo e lo svapo sono i metodi più comuni di consumo di cannabis in tutte le fasce d'età. Il nostro attuale protocollo delinea la somministrazione di THC attraverso la via intraperitoneale (i.p.), che è pratica, riproducibile e produce risposte farmacocinetiche e farmacodinamiche nei roditori che, per diversi aspetti, assomigliano a quelle osservate nei consumatori umani di cannabis. Ad esempio, è stato dimostrato che una dose i.p. di 5 mg/kg di THC in topi maschi adolescenti e adulti produce concentrazioni ematiche di picco paragonabili a quelle riportate negli utenti umani adulti. La somministrazione di THC per aerosol (colloquialmente indicato come "vapore") è in fase di studio come complemento all'iniezione i.p. Questo approccio si basa sulla premessa che l'inalazione passiva di THC aerosolizzato, come fumare o svapare, porta all'assorbimento polmonare, con conseguente insorgenza più rapida degli effetti, riduzione del metabolismo epatico di primo passaggio ed esiti psicoattivi potenzialmente distinti rispetto alla somministrazione parenterale. In particolare, studi precedenti hanno dimostrato che i ratti si autosomministrano estratti di cannabis aerosolizzati o miscele di THC/cannabidiolo in paradigmi comportamentali operativi, evidenziando il potenziale di questo metodo per studiare le proprietà rinforzanti del THC.

In conclusione, questo protocollo si basa su metodi consolidati per valutare i comportamenti della tetrade indotta dai cannabinoidi41,42, che dipendono dall'attivazione dei recettori CB1 neuronali43, offrendo diversi aggiornamenti e perfezionamenti chiave. Innanzitutto, descriviamo le procedure che si allineano con le attuali normative DEA e istituzionali per ottenere, maneggiare e somministrare considerazioni critiche sul THC per chiunque non abbia esperienza pratica. In secondo luogo, applichiamo il paradigma della tetrade a topi adolescenti (PND 30-35) e giovani adulti (PND 70-75), due fasi di sviluppo che sono molto rilevanti per l'esposizione alla cannabis nei primi anni di vita e nell'adulto emergente, ma rimangono sottorappresentate nella ricerca preclinica. I risultati di questo studio ricapitolano gli effetti dose-dipendenti noti del THC sulla catalessi, la locomozione e l'analgesia, rivelando al contempo una maggiore sensibilità al THC nei topi adolescenti, in particolare nei domini nocicettivi e locomotori. Questa visione specifica dell'età e l'allineamento normativo rendono questo protocollo particolarmente prezioso per i neofiti nella ricerca sui cannabinoidi e per i ricercatori che studiano l'impatto dei cannabinoidi sullo sviluppo.

Dichiarazioni

Gli autori non segnalano interessi finanziari biomedici o potenziali conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes on Drug Abuse (sovvenzione n. 2P50DA044118 [a DP]).

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Siringhe da 1 mL TBBD309659200/cassa; Sterile, monouso.
Fiale di vetro da 8 mlFisher Scientific W224584144/Cassa, utilizzato per preparare la soluzione iniettabile di THC.
Software ANY-mazeQUALSIASI-labirinto6000Utilizzato per registrare video di test comportamentali e quantificare gli elementi dei test per l'analisi dei dati.
C57BL/6J MouseLaboratori Jackson#000664Topi wild type utilizzati per tutti gli esperimenti; Può specificare l'età esatta e il sesso desiderato.
Bilancia Compass CXOhausCR221Utilizzato per pesare i topi per determinare la quantità di THC da iniettare; 220 g massimo, d = 0,1 g.
Corning Pyroceram Piastra riscaldanteFisher Scientifico11500151Utilizzato per riscaldare il bagno d'acqua per il test Tail Flick.
Delta-9-tetraidrocannabinoloCayman Chemical 12068Conservato nella cassaforte chiusa a chiave per i farmaci della Tabella 1 in un -30 º C congelatore.
Fisherbrand Guanti in nitrileFisher Scientifico19-181-610100/confezione; Guanti monouso, privi di lattice, utilizzati per dispositivi di protezione individuale adeguati.
GraphPad Prism v10.4GraphPadn/aSoftware di analisi statistica utilizzato per analizzare i dati sperimentali ed eseguire test statistici.
Bicchiere per impieghi gravosiFisher ScientificoS81280Utilizzato per trattenere l'acqua calda per il test Tail Flick.
Azoto gassoso ad alta purezzaAria gasUN1066  Utilizzato per far evaporare l'etanolo dalla soluzione madre di THC.
Webcam Logitech C920Logitech960-001055Utilizzato per registrare test comportamentali sugli animali; Carl Zeiss 1080p/30 fps HD USB.
Apri la casella del campoStoelting Co60101Scatola con lati opachi per condurre prove in pieno campo; Fianchi facilmente rimovibili per la pulizia.
Tappetini per l'addestramento degli animali domesticiFeliceB088G1N2H885/confezione; 22 pollici e acuto; 22 pollici; utilizzato per avvolgere e tenere i topi per il test Tail Flick.
Aghi PrecisionGlideBD305109100/cassa; 0,4 mm &acuto; 13 millimetri; Sterile, monouso.
SalinoFisher Scientific (Cytiva)Z1377Bottiglie da 1 L, grado sterile USP.
SCOE 1xBioFOGR-SKSoluzione detergente utilizzata per pulire i materiali per i test comportamentali.
Interpolazione-80Sigma AldrichP8074-500MLBioXtra, liquido viscoso; CAS # 9005-65-6.
Bagno d'acqua ad ultrasuoniFisher Scientific (Branson)CPX2800Controllo della temperatura; Pulitore digitale ad ultrasuoni.
Miscelatore a vorticeFisher Scientifico2215365Utilizzato per miscelare il contenuto della soluzione iniettabile di THC durante la preparazione.

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