Articolo metodologico

Un approccio strutturato all'estubazione nei ratti ventilati meccanicamente

DOI:

10.3791/68510

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18 luglio 2025

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1Department of Neurosurgery, Department of Anesthesiology, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Department of Intensive Care Medicine, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Laboratory of In Vivo Electrophysiology, Core Facility Center of Capital Medical University, 4Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio propone un approccio strutturato all'estubazione su misura per modelli di ratto di ventilazione meccanica (MV). L'approccio facilita una transizione graduale dalla respirazione MV alla respirazione spontanea, riducendo al minimo le complicanze legate all'estubazione. La standardizzazione dello svezzamento, della gestione delle vie aeree e delle cure post-estubazione migliora l'affidabilità e la riproducibilità degli studi sperimentali.

Abstract

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La ventilazione meccanica (MV) è ampiamente utilizzata in terapia intensiva, ma è associata a varie complicanze che influenzano sia gli esiti a breve che a lungo termine, tra cui il danno polmonare indotto dal ventilatore, la disfunzione del diaframma indotta dal ventilatore e il danno cerebrale associato al ventilatore. Questi sono componenti chiave della sindrome dell'unità di terapia post-intensiva (PICS). I modelli di roditori sono vitali per studiare gli impatti prolungati e i meccanismi sottostanti alla MV, ma i modelli standardizzati post-estubazione rimangono limitati. L'estubazione è una fase di transizione critica che viene spesso eseguita in modo incoerente nei modelli di ratto esistenti, portando a fallimenti e complicanze. Questo studio presenta un approccio di estubazione strutturato in quattro fasi per modelli di ratto Sprague-Dawley di MV, progettato per ottimizzare la transizione dalla MV alla respirazione spontanea riducendo al minimo le complicanze correlate all'estubazione. L'approccio prevedeva: (1) l'avvio dello svezzamento riducendo la sedazione con propofol al 50% e la valutazione della prontezza attraverso la frequenza respiratoria, lo spostamento del torace, i gas ematici arteriosi e i riflessi; (2) preparazione all'estubazione attraverso la pulizia delle vie aeree e il mantenimento dell'ossigenazione; (3) esecuzione dell'estubazione con sedazione mantenuta e rimozione controllata del tubo; e (4) fornire assistenza post-estubazione che comprenda un monitoraggio continuo e il supporto dell'ossigeno. Convalidato attraverso 20 estubazioni riuscite a seguito di fallimenti iniziali, questo modello offre una preziosa piattaforma per lo studio degli effetti a lungo termine della MVS, in particolare nel contesto della PICS. Questo approccio è ottimizzato per 6 ore di MV e si presume che sia estendibile ad altri ceppi e a durate di ventilazione più lunghe, sebbene tali adattamenti richiedano un'attenta convalida e monitoraggio per garantire l'affidabilità e il benessere degli animali.

Introduzione

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La ventilazione meccanica (MV) rimane una pietra miliare della terapia intensiva, fornendo un supporto respiratorio essenziale per l'insufficienza respiratoria acuta e fungendo da coadiuvante vitale durante l'anestesia per le procedure chirurgiche1. Tuttavia, la MV è associata a una serie di complicanze, come la lesione polmonare indotta dal ventilatore2, la disfunzione del diaframma e dei muscoli espiratori indotta dalla ventilazione 3,4,5,6 e la lesione cerebrale associata al ventilatore 7,8. Queste complicanze contribuiscono al fallimento dell'estubazione, alla degenza prolungata nelle unità di terapia intensiva (ICU) e negli ospedali e all'aumento della mortalità9. Con il miglioramento dei tassi di sopravvivenza in terapia intensiva, l'attenzione si è spostata sempre più verso le conseguenze a lungo termine della MV, con la sindrome post-ICU (PICS) che emerge come una preoccupazione critica10. I meccanismi fisiopatologici alla base della PICS rimangono poco chiari, in parte a causa della mancanza di modelli animali affidabili per catturare le sfumature del recupero post-estubazione e le sequele a lungo termine di MV11.

I modelli di ratto sono stati fondamentali per far progredire la comprensione delle lesioni indotte da MV, offrendo scalabilità, riproducibilità e approfondimenti meccanicistici. Tuttavia, la maggior parte dei modelli esistenti si concentra sugli effetti acuti della MV, con la tracheostomia che è il metodo predominante per la MV in contesti sperimentali 12,13,14. Mentre la tracheostomia facilita la MV e lo svezzamento dopo di essa, bypassa le vie aeree superiori, una barriera anatomica e funzionale critica. Ciò aumenta la suscettibilità alle complicanze polmonari come la polmonite associata al ventilatore15,16. Inoltre, l'assenza di flusso d'aria nasale nei modelli di tracheostomia interrompe la sincronizzazione della rete cerebrale. Ciò complica le indagini sugli esiti cognitivi e neurologici17,18. Al contrario, i modelli di intubazione/estubazione endotracheale mantengono l'integrità delle vie aeree superiori. Evitano gli svantaggi intrinseci della tracheostomia e assomigliano più da vicino alla traiettoria clinica dello svezzamento dalla MV.

Tuttavia, i modelli di estubazione esistenti spesso mancano di standardizzazione, portando a una notevole variabilità nel passaggio dalla MV alla respirazione spontanea19,20. Questa mancanza di struttura introduce rischi di complicanze correlate all'estubazione, tra cui ostruzione delle vie aeree, distress respiratorio e aspirazione, che possono causare la mortalità degli animali. Tali fallimenti non solo compromettono la capacità di studiare i risultati a lungo termine, ma rendono anche inefficace il modello MV iniziale, sprecando tempo, risorse e investimenti finanziari preziosi. Questi problemi sottolineano la necessità critica di un approccio strutturato all'estubazione per garantire una sopravvivenza post-estubazione di successo e solidi studi a lungo termine.

Per affrontare queste sfide, è stato sviluppato un approccio strutturato all'estubazione per i modelli di ratto Sprague-Dawley (SD) che si allinea strettamente con le pratiche cliniche per lo svezzamento dalla MV. Questo approccio comprende quattro fasi chiave: l'avvicinamento allo svezzamento, la preparazione all'estubazione, l'esecuzione dell'estubazione e l'assistenza post-estubazione. Le raccomandazioni procedurali chiave includono il mantenimento di una sedazione da leggera a moderata durante lo svezzamento, in particolare, la riduzione dell'infusione di propofol al 50% della dose utilizzata durante la MV completa, per consentire la respirazione spontanea prevenendo l'agitazione. La prontezza all'estubazione deve essere valutata sulla base di una frequenza respiratoria stabile di 60-70 respiri al minuto e di adeguati volumi correnti spontanei, che possono essere approssimati utilizzando una scala semplice e calibrata fatta in casa. Non è richiesto il pieno recupero della coscienza prima dell'estubazione. L'infusione di propofol deve essere interrotta al momento dell'estubazione per ridurre ulteriormente il rischio di agitazione indotta dall'intubazione. Standardizzando il processo di estubazione, questo approccio ha ridotto al minimo la variabilità, evitato complicanze correlate all'estubazione e migliorato i tassi di sopravvivenza. Questo modello è stato ottimizzato per durate MT fino a 6 ore; l'estensione della MV oltre questo periodo può richiedere protocolli di sedazione modificati, strategie di svezzamento incrementali e un attento monitoraggio fisiologico per garantire la sopravvivenza e risultati affidabili. Sebbene convalidato nei ratti SD, il protocollo può essere adattato per altri ceppi regolando le impostazioni di ventilazione per tenere conto della meccanica respiratoria specifica del ceppo e delle diverse suscettibilità alle lesioni polmonari. Con le opportune modifiche, l'approccio strutturato può anche supportare studi di ventilazione a lungo termine, migliorando sia la riproducibilità che la rilevanza traslazionale nei modelli sperimentali.

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Protocollo

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Lo studio si è concentrato sui test comportamentali post-estubazione ed è stato approvato dall'Animal Experiments and Experimental Animal Welfare Committee della Capital Medical University (n. AEEI-2024-391). Tutti i ratti di età compresa tra 8 settimane (DS, maschi, 200-250 g) sono stati acclimatati nella struttura per animali della Capital Medical University per 3 giorni prima dell'esperimento. Il ratto è stato alloggiato in un ambiente controllato, che comprendeva un ciclo luce/buio di 12 ore a partire dalle 8:00 del mattino, una temperatura di 25 °C ± 1 °C e un'umidità mantenuta al 50% ± al 10%. Cibo e acqua sono stati forniti ad libitum. Tutte le procedure che coinvolgono l'anestesia, l'aspirazione e la manipolazione del sangue sono state eseguite con misure di sicurezza adeguate, tra cui l'uso di dispositivi di protezione individuale, tecniche sterili e l'adesione ai protocolli istituzionali di biosicurezza. Tutte le procedure sono state eseguite nel rispetto delle linee guida ARRIVE. Tutte le apparecchiature utilizzate nel presente studio sono presentate nella Figura 1. L'elenco dei reagenti e delle attrezzature utilizzate è riportato nella Tabella dei Materiali.

1. Intubazione orale assistita da videolaringoscopia

  1. Preparare il dispositivo di intubazione.
    1. Utilizzare un dispositivo di intubazione personalizzato, adattato da un dispositivo per la rimozione del cerume (diametro della paletta 5,5 mm, curvato in un abbassalingua). Questo dispositivo è dotato di una sorgente luminosa e di una fotocamera, collegata tramite Bluetooth a uno smartphone per la visualizzazione in tempo reale (Figura 2A).
  2. Seleziona un tubo endotracheale.
    1. Scegli un tubo endotracheale da 16 g in base al peso del ratto.
  3. Indurre l'anestesia (seguendo protocolli istituzionalmente approvati).
    1. Iniettare il propofol (2 mg/100 g) attraverso la vena caudale. Confermare l'anestesia verificando l'assenza di risposte visive e di pizzicamento delle dita dei piedi. Monitorare il colore della pelle distale come indicatore dello stato di ossigenazione.
  4. Posiziona il topo.
    1. Fissare il ratto anestetizzato su un piccolo tavolo per animali. Fissare arti e incisivi e mantenere la temperatura corporea a 37-38 °C utilizzando una coperta riscaldante per piccoli animali.
  5. Eseguire l'intubazione.
    1. Tirare delicatamente la lingua verso l'angolo destro del cavo orale. Inserire il dispositivo di intubazione alla base della lingua e farlo avanzare verso l'epiglottide.
    2. Sollevare la punta del dispositivo per esporre la glottide. Inserire il tubo endotracheale durante l'inalazione (Figura 2-C). Una volta intubato, il ratto sarà collegato al ventilatore.

2. Ventilazione meccanica

  1. Collegare il concentratore di ossigeno.
    1. Regolare la concentrazione di ossigeno appropriata e collegarlo al ventilatore (di solito all'80%).
  2. Impostare i parametri del ventilatore.
    1. Ventilare il ratto per 6 ore utilizzando un ventilatore per piccoli animali con impostazioni di protezione polmonare: volume corrente: 4-6 mL/kg, PEEP: 0 cmH2O.
  3. Mantenere l'anestesia: infondere propofol (4 mg/kg/h) tramite una pompa a siringa.
  4. Monitorare i gas ematici.
    1. Testare i gas ematici arteriosi ogni 3 ore utilizzando un analizzatore di gas ematici. Monitorare continuamente il colore della pelle distale tra le analisi dei gas nel sangue come indicatore dello stato di ossigenazione.

3. Procedura di estubazione del punto finale di controllo della pressione delle vie aeree (APEC)

NOTA: Una volta completata la durata prevista della ventilazione meccanica, procedere con il protocollo di estubazione in quattro fasi: (1) Avvicinarsi allo svezzamento, (2) Preparare l'estubazione, (3) Eseguire l'estubazione e (3) Prendersi cura dopo l'estubazione (Figura 3). Questo approccio sistematico garantisce una transizione graduale alla respirazione spontanea, riducendo al minimo le complicanze correlate all'estubazione e preservando l'integrità del modello sperimentale.

  1. Avvicinarsi allo svezzamento
    1. Ridurre l'infusione di propofol: ridurre la velocità di infusione di propofol del 50% per consentire la riattivazione del diaframma riducendo al minimo i movimenti degli arti e della testa.
    2. Valutare la prontezza allo svezzamento: Controllare i seguenti parametri prima di scollegare il ventilatore - Frequenza respiratoria: 60-70 respiri/min; Spostamento del torace: ≥1 mm (misurare utilizzando un ago d'acciaio posizionato sul processo xifoideo); PaCO2: 35-45 mmHg; pH: 7,35-7,45; Presenza di riflessi dei baffi e della lingua (opzionale).
      NOTA: I riflessi dei baffi e della lingua sono stati definiti come indicatori binari (assenti o presenti). Il riflesso dei baffi si riferisce al movimento involontario o alle contrazioni delle vibrisse in risposta a una leggera stimolazione tattile. Il riflesso della lingua era caratterizzato dal ritiro o dal movimento della lingua dopo una leggera stimolazione.
    3. Scollegare il ventilatore: scollegare il ventilatore una volta soddisfatti tutti i criteri e procedere alla preparazione del ratto per l'estubazione.
  2. Preparazione per l'estubazione
    1. Garantire l'ossigenazione: utilizzare una maschera facciale autocostruita per mantenere un'adeguata ossigenazione (di solito l'80%) e utilizzare il colore della pelle come indicatore dello stato di ossigenazione.
    2. Eliminare le secrezioni delle vie aeree: utilizzare un dispositivo di aspirazione autocostruito (catetere epidurale accorciato [~5,5 cm] collegato a una siringa da 10 ml). Controlla la velocità di aspirazione a ~2 mL/s per 3-4 s per sessione.
    3. Dopo un'adeguata preparazione e la libera delle vie aeree, la procedura procede all'esecuzione dell'estubazione.
      NOTA: Il volume tipico delle secrezioni è di <0,5 ml per aspirazione. L'aspirazione viene eseguita ogni 30 minuti durante la MT per ridurre al minimo l'accumulo. Al momento dell'estubazione, la frequenza di aspirazione era comunemente di 5-8 volte, con una quantità stimata di 2-4 ml in totale.
  3. Esecuzione dell'estubazione
    1. Mantenere la sedazione: mantenere il propofol a metà dose per prevenire l'agitazione durante l'estubazione.
    2. Rimuovere il tubo endotracheale: utilizzare una tecnica a due mani e stabilizzare la testa del ratto con l'indice sinistro e il pollice. Rimuovere delicatamente il tubo con l'indice e il pollice destri.
    3. Interrompere l'infusione di propofol: Interrompere l'infusione di propofol immediatamente dopo l'estubazione.
      NOTA: L'estubazione riuscita non dovrebbe provocare ipossiemia o ipercapnia. E dopo l'estubazione riuscita, è essenziale un'assistenza diligente post-estubazione.
  4. Cura post-estubazione
    1. Monitorare i segni vitali: monitorare la frequenza respiratoria, l'ampiezza inspiratoria e il colore della pelle distale.
    2. Fornire ossigenazione: utilizzare una maschera facciale autocostruita per garantire un apporto sufficiente di ossigeno (di solito ~80%).
    3. Prepararsi per la reintubazione: tenere tutti i dispositivi di intubazione (Figura 1) a portata di mano e pronti per l'uso immediato, se necessario.
      NOTA: Il tempo medio di osservazione fino al ripristino del riflesso raddrizzante è di 48,5 minuti ± 10,4 minuti. L'emogasanalisi arteriosa è stata eseguita a una mediana di 20 minuti, con PaO2 di 73,2 mmHg ± 4,6 mmHg e PaCO2 di 48,3 mmHg ± 3,6 mmHg.

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Risultati

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Questo approccio strutturato all'estubazione è stato sviluppato su quattro estubazioni fallite e 20 successive estubazioni riuscite. Nei primi quattro tentativi, l'estubazione è stata eseguita in base all'esperienza o al giudizio individuale. Le ragioni per la mancata estubazione dei quattro ratti includevano l'agitazione durante l'estubazione (n = 2), l'insufficienza respiratoria post-estubazione (n = 1) e l'ostruzione delle vie aeree da parte delle secrezioni (n = 1). Questi fallimenti ...

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Discussione

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In questo studio, è stato stabilito un approccio strutturato all'estubazione APEC per un modello di ratto di MV, ispirato alle prime quattro estubazioni fallite e alle cause sottostanti. Tutti i 20 ratti estubati utilizzando questo approccio hanno avuto successo e hanno completato i successivi test comportamentali nei tre giorni successivi. L'approccio, che consiste in quattro passaggi chiave - Avvicinamento allo svezzamento, Preparazione dell'estubazione, Esecuzione dell'estubazione e C...

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Dichiarazioni

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Gli autori non dichiarano conflitti di interesse, finanziari o di altro tipo.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Tubo endotracheale 16GNJKEWBIONATubo endotracheale
Analizzatore di gas ematiciEpocal IncLettore EPOCMonitorare i gas ematici
Catetere endovenosoSicurezza IntrocanNumero 4254074BAbitato nelle arterie e nelle vene
Pompa a micro-siringaTecnologia medica SLGOCP-1000Infusione di farmaci
Concentratore di ossigeno per animali domesticiPechino zhongshidichuang Scienza e sviluppo tecnologico Co., LtdZS-MVFornitura di ossigeno
Coperta riscaldante per piccoli animaliPechino zhongshidichuang Scienza e sviluppo tecnologico Co., LtdZS-TMantenere la temperatura
Ventilatore per piccoli animaliNJKEWBIOKW-100Fornire respirazione

Riferimenti

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  1. Dasta, J. F., Mclaughlin, T. P., Mody, S. H., Piech, C. T. Daily cost of an intensive care unit day: The contribution of mechanical ventilation. Crit Care Med. 33 (6), 1266-1271 (2005).
  2. Slutsky, A. S. History of mechanical ventilation. From Vesalius to ventilator-induced lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 191 (10), 1106-1115 (2015).
  3. Reynolds, S. C., et al. Mitigation of ventilator-induced diaphragm atrophy by transvenous phrenic nerve stimulation. Am J Respir Crit Care Med. 195 (3), 339-348 (2017).
  4. Shi, Z. H., et al. Changes in respiratory muscle thickness during mechanical ventilation: Focus on expiratory muscles. Anesthesiology. 134 (5), 748-759 (2021).
  5. Shi, Z. H., et al. Expiratory muscle dysfunction in critically ill patients: Towards improved understanding. Intensive Care Med. 45 (8), 1061-1071 (2019).
  6. Van Den Berg, M., et al. Super-relaxed myosins contribute to respiratory muscle hibernation in mechanically ventilated patients. Sci Transl Med. 16 (758), eadg3894(2024).
  7. González-López, A., et al. Mechanical ventilation triggers hippocampal apoptosis by vagal and dopaminergic pathways. Am J Respir Crit Care Med. 188 (6), 693-702 (2013).
  8. Pun, B. T., Ely, E. W. The importance of diagnosing and managing ICU delirium. Chest. 132 (2), 624-636 (2007).
  9. Trudzinski, F. C., et al. Risk factors for prolonged mechanical ventilation and weaning failure: A systematic review. Respiration. 101 (10), 959-969 (2022).
  10. Voiriot, G., et al. Chronic critical illness and post-intensive care syndrome: From pathophysiology to clinical challenges. Ann Intensive Care. 12 (1), 58(2022).
  11. Brück, E., et al. Plasma HMGB1 levels and physical performance in ICU survivors. Acta Anaesthesiol Scand. 65 (7), 921-927 (2021).
  12. Bruells, C. S., et al. Influence of weaning methods on the diaphragm after mechanical ventilation in a rat model. BMC Pulm Med. 16 (1), 127(2016).
  13. Gayan-Ramirez, G., et al. Intermittent spontaneous breathing protects the rat diaphragm from mechanical ventilation effects. Crit Care Med. 33 (12), 2804-2809 (2005).
  14. Thomas, D., et al. Time course of diaphragm function recovery after controlled mechanical ventilation in rats. J Appl Physiol. 115 (6), 775-784 (2013).
  15. Henrich, D. E., Blythe, W. R., Weissler, M. C., Pillsbury, H. C. 3rd Tracheotomy and the intensive care unit patient. Laryngoscope. 107 (7), 844-847 (1997).
  16. Hsu, C. L., et al. Timing of tracheostomy as a determinant of weaning success in critically ill patients: A retrospective study. Crit Care. 9 (1), R46-R52 (2005).
  17. Gretenkord, S., et al. Coordinated electrical activity in the olfactory bulb gates the oscillatory entrainment of entorhinal networks in neonatal mice. PLoS Biol. 17 (1), e2006994(2019).
  18. Salimi, M., et al. Disrupted connectivity in the olfactory bulb-entorhinal cortex-dorsal hippocampus circuit is associated with recognition memory deficit in Alzheimer's disease model. Sci Rep. 12 (1), 4394(2022).
  19. Bruells, C. S., et al. Recovery of diaphragm function following mechanical ventilation in a rodent model. PLoS One. 9 (1), e87460(2014).
  20. Dénervaud, V., Gremlich, S., Trummer-Menzi, E., Schittny, J. C., Roth-Kleiner, M. Gene expression profile in newborn rat lungs after two days of recovery of mechanical ventilation. Pediatr Res. 78 (6), 641-649 (2015).
  21. De Souza, A. B. F., et al. Effects in vitro and in vivo of hesperidin administration in an experimental model of acute lung inflammation. Free Radic Biol Med. 180, 253-262 (2022).
  22. Almeida, M. R., et al. The effects of different ventilatory modes in female adult rats submitted to mechanical ventilation. Respir Physiol Neurobiol. 284, 103583(2021).
  23. Cândido, L. D. S., et al. Different tidal volumes may jeopardize pulmonary redox and inflammatory status in healthy rats undergoing mechanical ventilation. Oxid Med Cell Longev. 2021, 5196896(2021).
  24. Da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med (Maywood). 245 (15), 1404-1413 (2020).

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