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Articolo metodologico

Generazione di organoidi cardiaci umani da cellule staminali embrionali tramite induzione graduale del mesoderma e auto-organizzazione 3D

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DOI:

10.3791/68738

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7 ottobre 2025

 , 
1Basic Medicine Research Innovation Center for Cardiometabolic Diseases, Ministry of Education, Southwest Medical University, 2Nucleic Acid Medicine, Key Laboratory of Luzhou, Southwest Medical University, 3Department of Cardiology, The Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Southwest Medical University, 4Key Laboratory of Medical Electrophysiology, Ministry of Education, Southwest Medical University, 5Institute of Cardiovascular Research, Southwest Medical University

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive un metodo graduale per la generazione di organoidi cardiaci umani funzionali da cellule staminali embrionali umane (hESC). Include le fasi di scongelamento, differenziazione e maturazione delle cellule, fornendo una solida piattaforma per lo sviluppo cardiaco e la modellazione della malattia.

Abstract

Gli organoidi cardiaci derivati da cellule staminali embrionali umane (hESC) sono strutture tridimensionali multicellulari (3D) che ricapitolano gli aspetti chiave dello sviluppo e della funzione precoce del cuore umano. Questi organoidi auto-organizzanti mostrano contrattilità spontanea, espressione di marcatori cardiomiocitari e un'architettura simile a un tessuto che ricorda il miocardio nativo. Qui, presentiamo un protocollo robusto e riproducibile per generare organoidi cardiaci dalla linea H9 hESC tramite la differenziazione graduale del lignaggio. L'induzione del mesoderma inizia trattando gli sferoidi per 36-40 ore con activina A (50 ng/mL), proteina morfogenetica ossea 4 (BMP4, 10 ng/mL), fattore di crescita dei fibroblasti 2 (FGF2, 30 ng/mL), laduviglusib (CHIR99021, 3 μM) e un inibitore della fosfatidilinositolo 3-chinasi (PI3K) (LY294002, 5 μM). La specificazione del lignaggio cardiaco è successivamente diretta dall'esposizione giornaliera per quattro giorni a BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL), un inibitore della via Wnt (XAV-939, 5 μM) e acido retinoico (0,5 μM). La differenziazione e la maturazione dei cardiomiociti sono ulteriormente promosse dal giorno 5,5 in poi utilizzando BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL) e insulina (10 μg/mL). La validazione funzionale si ottiene attraverso l'imaging time-lapse e l'analisi in immunofluorescenza, confermando la generazione di cardiomiociti contrattili caratterizzati dall'espressione della troponina T cardiaca (cTnT). Inoltre, l'immunocolorazione 3D rivela la presenza di α-SMA e CDH5, indicando l'emergere di popolazioni di cellule muscolari lisce e simili all'endoteliale. Questi organoidi cardiaci dimostrano costantemente contrazioni ritmiche; Tuttavia, non è stata eseguita la convalida elettrofisiologica diretta dell'accoppiamento elettromeccanico. Le limitazioni note includono l'incapacità di passare gli organoidi e la potenziale necrosi centrale durante colture estese. In sintesi, questo modello fornisce una piattaforma scalabile e fisiologicamente rilevante per lo studio della cardiogenesi umana, delle risposte ai farmaci e delle cardiopatie congenite.

Introduzione

Le malattie cardiovascolari rimangono la principale causa di morbilità e mortalità in tutto il mondo, sottolineando l'urgente necessità di modelli in vitro affidabili che ricapitolino lo sviluppo e la funzione cardiaca umana 1,2. Le tradizionali colture monostrato bidimensionali (2D) di cardiomiociti, sebbene preziose, non riescono a riprodurre la complessità spaziale, le interazioni multicellulari e l'integrazione elettromeccanica del cuore umano nativo 3,4. Gli organoidi cardiaci 3D derivati da cellule staminali pluripotenti sono emersi come potenti piattaforme che affrontano queste limitazioni, fornendo strutture multicellulari auto-organizzanti che imitano la morfogenesi cardiaca precoce e la maturazione funzionale in vitro5.

Le hESC, come la linea H9, possiedono la capacità intrinseca di differenziarsi in tutti i tipi di cellule somatiche, inclusi cardiomiociti, cellule endoteliali e fibroblasti cardiaci6. In condizioni di coltura controllate, le hESC possono essere guidate attraverso le fasi sequenziali dell'induzione del mesoderma, della specificazione del mesoderma cardiaco e della differenziazione dei cardiomiociti 5,7. Questo processo graduale può essere regolato utilizzando specifiche molecole di segnalazione e inibitori, tra cui activina A, BMP4, FGF2, inibitori di PI3K, inibitori di CHIR99021, Wnt e acido retinoico 5,8. Imitando da vicino l'ambiente di segnalazione in vivo dello sviluppo cardiaco embrionale, questi segnali promuovono una cardiogenesi efficiente e riproducibile in vitro 5,7.

A differenza di molti sistemi di organoidi che richiedono l'incorporazione in componenti della matrice extracellulare (ECM) come Matrigel, gli organoidi cardiaci possono auto-assemblarsi in condizioni di bassa adesione senza supporto della matrice 5,9. L'aggregazione di hESC differenzianti in sospensione produce strutture 3D sferiche che mostrano un battito spontaneo entro la prima settimana di differenziazione10. Questi organoidi contengono popolazioni di cellule cardiache funzionalmente rilevanti e dimostrano caratteristiche caratteristiche, come l'organizzazione sarcomerica, i transitori del calcio e le contrazioni ritmiche11,12, offrendo un modello fisiologicamente rilevante del tessuto cardiaco umano precoce.

La capacità di generare organoidi cardiaci derivati da hESC offre interessanti opportunità per la biologia dello sviluppo, la modellazione delle malattie, lo screening dei farmaci e i test di cardiotossicità13,14. Inoltre, l'integrazione con le tecnologie di editing del genoma e le cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC) paziente-specifiche consente la modellazione personalizzata della malattia e l'esplorazione terapeutica per i disturbi cardiaci ereditari.

In questo articolo, presentiamo un protocollo dettagliato e passo dopo passo per la generazione di organoidi cardiaci da cellule staminali embrionali umane, evidenziando le fasi chiave della differenziazione, le condizioni di coltura e le tecniche di convalida. Questa piattaforma fornisce un sistema robusto e scalabile per ricapitolare lo sviluppo cardiaco umano e stabilire una base per la futura ricerca traslazionale.

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Protocollo

Tutte le procedure che coinvolgono le cellule staminali embrionali umane (H9) sono state condotte in conformità con le linee guida istituzionali e approvate dal Comitato Etico Biomedico della Southwest Medical University, approvazione 20241023-031. Tutti i lavori di coltura tissutale descritti di seguito devono essere eseguiti in una cappa a flusso laminare di Classe II. Assicurarsi sempre che i terreni e i reagenti siano a temperatura ambiente, equilibrati naturalmente prima dell'uso. Non utilizzare un bagnomaria per riscaldare i fluidi.

1. Scongelamento e coltura routinaria delle HESC (H9)

  1. Rivestimento con vitronectina di piastre di coltura
    1. Scongelare il brodo di Vitronectina con ghiaccio e diluirlo a una concentrazione di lavoro di 10 μg/mL utilizzando un terreno E8 freddo.
    2. Aggiungere 1 mL per pozzetto della soluzione diluita di Vitronectina in una piastra a 6 pozzetti. Incubare la piastra in un'incubatrice a 37 °C, 5% CO2 per 1-4 ore prima dell'uso.
    3. Prima di seminare le cellule, aspirare l'eccesso di Vitronectina e non risciacquare.
      NOTA: L'incubazione nell'incubatore per colture cellulari migliora l'uniformità del rivestimento e migliora l'adesione delle cellule, particolarmente importante per le hESC sensibili. Non lasciare asciugare la soluzione di rivestimento. Questo protocollo utilizza piastre rivestite di vitronectina solo durante le fasi di scongelamento ed espansione delle hESC per fornire un sostituto ECM definito e legato alla superficie. Gli organoidi cardiaci si formano successivamente attraverso l'autoaggregazione in condizioni di sospensione a bassa aderenza, senza la necessità di ECM.
  2. Scongelamento di HESC crioconservati (H9)
    1. Almeno 30-60 minuti prima, lasciare che tutti i terreni e i reagenti necessari (ad es. terreno E8, E8 + inibitore ROCK, PBS) si equilibrino naturalmente a temperatura ambiente.
    2. Recuperare un crioviale di cellule staminali embrionali umane H9 da un deposito di azoto liquido utilizzando adeguati dispositivi di protezione individuale. Immergere immediatamente il crioviale in un bagno d'acqua a 37 °C. Agitare delicatamente il flaconcino e monitorare attentamente.
    3. Una volta che rimane un piccolo cristallo di ghiaccio (~90% scongelato, ~1-2 min), trasferire prontamente la fiala in una cappa di biosicurezza. Disinfettare l'esterno del crioviale con etanolo al 75% prima dell'apertura.
    4. Trasferire lentamente il contenuto della crioviale goccia a goccia in una provetta conica da 15 mL contenente 5 mL di terreno E8 a temperatura ambiente integrato con 10 μM di Y-27632 (inibitore ROCK). Miscelare delicatamente pipettando su e giù con un puntale per pipetta a foro largo.
    5. Centrifugare a 200 × g per 5 min a temperatura ambiente. Aspirare con cautela il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 2 mL di terreno E8 + Y-27632.
    6. Piastra le cellule su una piastra a 6 pozzetti rivestita di Vitronectina (preparata in anticipo) alla densità di semina desiderata (in genere 150.000-200.000 cellule/pozzetto). Agitare delicatamente la piastra per distribuire uniformemente le cellule e trasferirle in un incubatore a 37 °C, 5% di CO2 .
      NOTA: L'uso dell'inibitore ROCK (Y-27632) è fondamentale durante le prime 24 ore dopo lo scongelamento per prevenire l'anoikis e supportare la sopravvivenza.
  3. Manutenzione ordinaria e passaggio
    1. Cambiare il terreno ogni giorno utilizzando 2 ml di terreno E8 fresco per pozzetto.
    2. Monitorare quotidianamente al microscopio a contrasto di fase; celle di passaggio quando raggiungono una confluenza del ~70-80%, in genere ogni 3-4 giorni.
      1. Al passaggio: aspirare il terreno e risciacquare delicatamente con 1 ml di DPBS.
      2. Aggiungere 0,5 mL di reagente di dissociazione delle cellule staminali e incubare a temperatura ambiente per 3-5 minuti. Picchiettare delicatamente la piastra per rimuovere le colonie.
      3. Raccogliere la sospensione cellulare e riplaccare con un rapporto di divisione 1:3-1:4 su pozzetti rivestiti di Vitronectina fresca in terreno E8 contenente 10 μM di Y-27632. Dopo 24 ore, sostituire il fluido con E8 senza ROCKi.
        NOTA: Per un recupero ottimale e la successiva efficienza di differenziazione, gli HESC devono essere fatti passare come piccoli gruppi di 2-10 cellule.
        Si consiglia l'uso di punte a foro largo per ridurre al minimo lo sforzo di taglio. Per la miscelazione è possibile utilizzare un puntale per pipetta da 5 ml o una pipetta sierologica da 10 ml.

2. Differenziazione degli HESC (H9) in linea cardiaca

  1. Induzione del differenziamento mesodermico (Giorno 0-1,5)
    NOTA: Evitare di differenziare direttamente gli HESC (H9) appena scongelati in organoidi cardiaci. È fondamentale che le cellule vengano prima passate e mantenute per almeno un passaggio prima di iniziare la differenziazione per garantire una vitalità cellulare ottimale e una differenziazione sana. La differenziazione delle cellule immediatamente dopo lo scongelamento può portare a scarsi risultati a causa della compromissione della salute cellulare.
    1. Semina pre-induzione: quando le hPSC raggiungono circa il 70% di confluenza, dissociare delicatamente le cellule in piccoli cluster utilizzando un reagente di dissociazione appropriato. Risospendere i cluster in 2 mL di terreno E8 integrato con 10 μM di inibitore ROCK (Y-27632).
    2. Aggregazione: Seminare 200 μL della sospensione cellulare (in genere 12.000-15.000 cellule) in ciascun pozzetto di una piastra di attacco ultra-bassa a 96 pozzetti e quindi centrifugare la piastra a 200 × g per 3 minuti a temperatura ambiente per facilitare l'aggregazione cellulare sul fondo di ciascun pozzetto.
    3. Incubazione: Porre la piastra in un'incubatrice a 37 °C, CO2 al 5% e coltura per 24 ore per consentire la formazione di corpi embrioidi (EB) compatti e uniformi.
    4. Preparare il terreno di coltura basale (BC-M) combinando il 50% di IMDM, il 50% di miscela di nutrienti F12, 15 μg/mL di insulina-transferrina-selenio (ITS-G), 450 μM di monotioglicerolo e 5 mg/mL di frazione di albumina sierica bovina V.
    5. Preparare MD-M integrando BC-M con activina A (50 ng/mL), BMP4 (10 ng/mL), CHIR99021 (3 μM), FGF2 (30 ng/mL) e LY294002 (5 μM).
    6. Induzione mesodermica: dopo 24 ore di aggregazione, indurre EB per 36 ore con MD-M.
      NOTA: Per garantire l'efficienza e la consistenza dell'induzione degli organoidi cardiaci, abbiamo rigorosamente limitato l'uso delle hESC H9 a tre passaggi dopo lo scongelamento. Questa strategia è fondamentale per mantenere un'elevata efficienza di differenziazione e un'affidabilità sperimentale complessiva.
      Una manipolazione delicata durante lo scambio del fluido è fondamentale per preservare l'integrità degli aggregati formati. Evitare di interrompere la morfologia sferica degli EB.
  2. Induzione del differenziamento mesodermico cardiaco (Giorni 1,5-5,5)
    NOTA: L'inibitore della segnalazione Wnt (XAV-939) è fondamentale per sopprimere i segnali mesodermici posteriori e promuovere la specificazione del lignaggio cardiaco. L'acido retinoico svolge un ruolo dose-sensibile nel pattern anteroposteriore; un'eccessiva artrite reumatoide può portare a specifiche di foregut.
    1. Integrare BC-M (composizione dettagliata al punto 2.1) con BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL), acido retinoico (0,5 μM) e XAV-939 (5 μM) per preparare il mezzo di differenziazione mesodermica cardiaca (CMD-M).
    2. Dopo 36-40 h di induzione mesodermica, aspirare con cura l'MD-M e sostituirlo con CMD-M per 4 giorni con cambio medio ogni giorno.
      NOTA: Maneggiare delicatamente gli aggregati durante i cambi di fluido per evitare interruzioni meccaniche o apoptosi indotta da stress.
      Durante questo periodo, gli sferoidi diventano più compatti e organizzati. I primi segni di impegno del lignaggio cardiaco possono essere osservati al microscopio in campo chiaro entro il 5° giorno.
  3. Specificazione dell'organoide cardiaco (giorni 5,5-7,5)
    1. Integrare BC-M (composizione dettagliata al punto 2.1) con BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL) e insulina (10 mg/mL) per preparare il terreno di specifica dell'organoide cardiaco (COS-M).
    2. Il giorno 5.5, aspirare delicatamente CMD-M e sostituire con COS-M per 2 giorni con cambio medio ogni giorno.
      NOTA: BMP4 e FGF2 promuovono sinergicamente l'espansione dei progenitori cardiaci e sopprimono i destini non cardiaci in questa fase. L'insulina supporta l'attività metabolica e lo sviluppo strutturale dei cardiomiociti differenzianti.
  4. Maturazione degli organoidi cardiaci
    NOTA: Evitare la dissociazione completa o il pipettaggio degli sferoidi durante il trasferimento. I cardiomiociti sono altamente sensibili allo stress da taglio.
    1. Integrare BC-M (composizione dettagliata al punto 2.1) con insulina (10 mg/mL) per preparare il terreno di maturazione degli organoidi cardiaci (COM-M).
    2. Dal giorno 7.5 in poi, passare a COM-M. Eseguire quotidianamente cambi di terreno per mantenere i livelli di nutrienti e rimuovere le scorie metaboliche riducendo al minimo lo stress.
    3. Dal giorno 8 al giorno 12, cerca il battito spontaneo degli organoidi cardiaci, che in genere diventa evidente al microscopio ottico.
    4. Entro il giorno 12+, conferma che il ritmo contrattile è regolare e sostenuto.
      NOTA: La frequenza dei battiti e la morfologia possono essere quantificate utilizzando la microscopia timelapse e gli strumenti di analisi delle immagini.
      L'analisi elettrofisiologica (ad es. imaging del calcio o MEA) può essere eseguita dal giorno 12 in poi per valutare la maturità funzionale.

3. Preparazione per la crioconservazione

  1. Trasferire con cura gli organoidi cardiaci dalla piastra di coltura utilizzando una pipetta a foro largo per evitare stress meccanici. Metterli in una provetta conica da 15 mL e lasciare che gli organoidi si depositino naturalmente per gravità per 3-5 minuti senza centrifugazione.
  2. Preparare il terreno di crioconservazione (Cryo-CM) con i seguenti componenti (concentrazioni finali): 80% CM-M, 10% FBS, 10% DMSO.
  3. Risospendere delicatamente gli organoidi cardiaci in 500 μL di Cryo-CM per crioviale.
  4. Mettere i crioviali in un contenitore di congelamento a base di isopropanolo. Conservare a -80 °C per 12-24 ore per garantire un raffreddamento graduale a ~1 °C/min.
  5. Dopo il congelamento notturno, trasferire le fiale in un deposito di azoto liquido per la conservazione a lungo termine.
    NOTA: Abbiamo crioconservato gli organoidi cardiaci ad una densità di circa 20-30 organoidi maturi per crioviale, sospesi in 1 mL di terreno di crioconservazione.

4. Recupero e scongelamento degli organoidi cardiaci

  1. Per recuperare gli organoidi, scongelare rapidamente le fiale a bagnomaria, trasferire gli organoidi cardiaci nel terreno CM-M, centrifugare delicatamente per rimuovere il DMSO e risospendere gli organoidi in CM-M fresco.
    NOTA: La battitura post-scongelamento riprende in genere entro 24-48 ore, a seconda della maturità degli organoidi e della qualità della manipolazione.

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Risultati

Il successo della differenziazione delle hESC H9 in organoidi cardiaci inizia con la robusta rinascita e il mantenimento delle cellule staminali pluripotenti. Dopo lo scongelamento, le hESC dimostrano un'elevata vitalità e aderenza quando vengono piastrate su piastre rivestite di vitronectina in terreno E8 integrate con un inibitore ROCK. Entro 24-48 ore, si possono osservare colonie compatte con bordi definiti ed elevati rapporti nucleo/citoplasma, indicando il recupero della tipica morfologia indifferenziata (

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Discussione

Il successo della generazione di organoidi cardiaci da hESC H9 si basa su una precisa regolazione temporale e spaziale delle principali vie di segnalazione per imitare lo sviluppo cardiaco precoce. Questo protocollo ricapitola le fasi critiche dell'induzione del mesoderma, della specificazione del lignaggio cardiaco e dell'auto-organizzazione in strutture contrattili 3D in un sistema chimicamente definito. Il metodo fornisce una piattaforma robusta e riproducibile per la modellazione del...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

Ringraziamo Junfeng Ji (Scuola di Scienze Mediche di Base, Università di Zhejiang, Cina) e Tao Luo (Scuola di Scienze Mediche di Base, Università di Zhejiang, Cina) per aver gentilmente fornito hESC (H9). Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni della National Natural Science Foundation of China (sovvenzione n. U23A20398 a C.Z.), del Sichuan Science and Technology Program (sovvenzione n. 2022YFS0578 e 2022YFS0614 a C.Z.), della Research Start-up Foundation della Southwest Medical University (sovvenzione n. 00040155 a C.Z.), della Research Start-up Foundation della Southwest Medical University (sovvenzione n. 00170071 a B.W.), I programmi di cooperazione strategica scientifica e tecnologica del governo popolare municipale di Luzhou e della Southwest Medical University (sovvenzione n. 2024LZXNYDJ088 a BW), il progetto di cooperazione strategica scientifica e tecnologica della Southwest Medical University (sovvenzione n. 2024PZXNYD01 a BW) e la fondazione della Southwest Medical University (sovvenzione n. 2024ZKZ014 a BW).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
0,02% EDTABeyotimeCodice: C0198
6 pozzetti  piattoCORNING3516
7,5% albumina sierica bovinaACMECAC11954
Piastra di fissaggio ultra-bassa a 96 pozzettiCORNING7007
Alexa Fluor 488 Donkey anti-Mouse IgGYeasenCodice 34106ES60
Alexa Fluor 555 Capra anti-coniglioInvitrogenA-21428
CHIR-99021 monocloridratoYeasenCodice: 52965ES10
DMSO Distretto di SolarbioD8370
Soluzione salina tamponata con fosfato Dulbecco (D-PBS)YeasenCodice 60152ES76
FBSGibcoCodice 10099141C
Proteina FGF2, umana, ricombinanteTargetMolTMPY-00749-50 μ g 
Miscela di nutrienti F-12 di Ham'sTecnologie per la vita11765054
hPSC-CDM (Essential 8 medium)Cauliscell400105
Proteina ricombinante BMP-4 umanaGibcoPHC9534
IMDM, integratore GlutaMAXTecnologie per la vita31980030
Insulina-transferrina-selenio (ITS -G)Gibco41400045
LY294002SelleckS1105-50 mg
MonotiogliceroloSigma-AldrichCodice: M6145
Topo anti-alfa; SMAAbmartMN50104
ProLong Diamond Antifade Mountant con DAPIInvitrogenP36966
Coniglio anti-CDH5AbmartTA6265
Coniglio anti-cTNTInvitrogen701620
Proteina BMP-4 umana ricombinanteYeasenCodice 92053ES20
Insulina umana ricombinanteYeasenCodice 40112ES25
Proteina ricombinante dell'activina A umana/topo/rattoYeasenCodice 91702ES10
ReLeSRCellule staminali100-0483
Acido retinoicoSigma-AldrichCodice: R2625
VitronectinaGibcoCodice: A14700
XAV-939SelleckS1180
Y-27632 2HCl (inibitore ROCK)SelleckEpisodio 1049

Riferimenti

  1. Savoji, H., et al. Cardiovascular disease models: A game-changing paradigm in drug discovery and screening. Biomaterials. 198, 3-26 (2019).
  2. Ni, B., Ye, L., Zhang, Y., Hu, S., Lei, W. Advances in humanoid organoid-based research on inter-organ communications during cardiac organogenesis and cardiovascular diseases. J Transl Med. 23 (1), 380(2025).
  3. Mohr, E., Thum, T., Bär, C. Accelerating cardiovascular research: Recent advances in translational 2D and 3D heart models. Eur J Heart Fail. 24 (10), 1778-1791 (2022).
  4. Thomas, D., Choi, S., Alamana, C., Parker, K. K., Wu, J. C. Cellular and engineered organoids for cardiovascular models. Circ Res. 130 (12), 1780-1802 (2022).
  5. Lewis-Israeli, Y. R., et al. Self-assembling human heart organoids for the modeling of cardiac development and congenital heart disease. Nat Commun. 12 (1), 5142(2021).
  6. Mummery, C. L., et al. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: A methods overview. Circ Res. 111 (3), 344-358 (2012).
  7. Yang, N., et al. Human cardiac organoid model reveals antibacterial triclocarban promotes myocardial hypertrophy by interfering with endothelial cell metabolism. Sci Bull. 70 (3), 342-346 (2025).
  8. Lian, X., et al. Directed cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells by modulating Wnt/β-catenin signaling under fully defined conditions. Nat Protoc. 8 (1), 162-175 (2013).
  9. Hofbauer, P., et al. Cardioids reveal self-organizing principles of human cardiogenesis. Cell. 184 (12), 3299-3317.e22 (2021).
  10. Liu, C., Feng, X., Li, G., Gokulnath, P., Xiao, J. Generating 3D human cardiac constructs from pluripotent stem cells. EBioMedicine. 76 (1), 103813(2022).
  11. Lee, J., et al. In vitro generation of functional murine heart organoids via FGF4 and extracellular matrix. Nat Commun. 11 (1), 4283(2020).
  12. Yang, J., et al. Generation of human vascularized and chambered cardiac organoids for cardiac disease modelling and drug evaluation. Cell Prolif. 57 (8), e13631(2024).
  13. Kim, H., Kamm, R. D., Vunjak-Novakovic, G., Wu, J. C. Progress in multicellular human cardiac organoids for clinical applications. Cell Stem Cell. 29 (4), 503-514 (2022).
  14. Drakhlis, L., et al. Human heart-forming organoids recapitulate early heart and foregut development. Nat Biotechnol. 39 (6), 737-746 (2021).
  15. Klimanskaya, I., McMahon, J. Approaches for derivation and maintenance of human embryonic stem cells. Handb Stem Cells. , 1st ed, Elsevier Academic Press. (2004).
  16. Uhrig, M., Ezquer, F., Ezquer, M. Improving cell recovery: Freezing and thawing optimization of induced pluripotent stem cells. Cells. 11 (5), 799(2022).
  17. Kupfer, M. E., et al. In situ expansion, differentiation, and electromechanical coupling of human cardiac muscle in a 3D bioprinted, chambered organoid. Circ Res. 127 (2), 207-224 (2020).

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