Questo studio presenta un modello preclinico di xenotrapianto di cuore addominale eterotopico utilizzando suini e macachi α-Gal knockout (GTKO). Il modello incorpora la selezione ottimizzata dei riceventi, le tecniche di anastomosi vascolare e le strategie di gestione perioperatoria. È adatto per la valutazione di nuovi agenti immunosoppressori e fornisce una comoda piattaforma per far progredire lo xenotrapianto di cuore.
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Articolo metodologico
Un modello standardizzato di xenotrapianto cardiaco eterotopico da maiale a macaco
In questo articolo
Sommario
Abstract
Sebbene siano stati compiuti progressi significativi nello xenotrapianto di cuore, sfide come la corrispondenza donatore-ricevente, il rigetto mediato da anticorpi, la disfunzione primaria del trapianto e la trombosi postoperatoria rimangono irrisolte. Rispetto al trapianto ortotopico, il trapianto eterotopico di cuore addominale offre una procedura tecnicamente più semplice e consente al ricevente di sopravvivere indipendentemente dalla funzione del trapianto, rendendolo particolarmente adatto per lo studio del rigetto immunitario xenogenico. Nei paesi in cui l'uso di babbuini come animali da esperimento è vietato, i macachi rappresentano l'alternativa più appropriata per studiare il rigetto immunitario nello xenotrapianto di cuore. Tuttavia, le dimensioni corporee più piccole dei macachi presentano maggiori sfide nella selezione dei donatori e nelle tecniche chirurgiche. Questo studio ha stabilito un modello eterotopico di xenotrapianto di cuore addominale utilizzando suini e macachi knockout α-Gal (GTKO), incorporando l'ottimizzazione sistematica della selezione del ricevente, le tecniche di anastomosi vascolare, le procedure intraoperatorie e la gestione perioperatoria. Il presente modello consente biopsie ripetute del trapianto, fornendo una piattaforma preziosa per valutare nuove strategie immunosoppressive e studiare i meccanismi del rigetto xenogenico.
Introduzione
Lo xenotrapianto di cuore offre nuove speranze per i pazienti con insufficienza cardiaca allo stadio terminale che necessitano di un trapianto ma non sono in grado di ricevere un organo da donatore adatto a causa della carenza di donatori. Negli studi di valutazione preclinica, lo xenotrapianto di cuore di supporto vitale ha raggiunto durate di sopravvivenza fino a nove mesi, soddisfacendo i criteri di efficacia richiesti per l'avvio degli studi clinici sull'uomo1. Sulla base di questi risultati, la Food and Drug Administration (FDA) degli Stati Uniti ha approvato l'uso dell'accesso esteso per due casi clinici di xenotrapianto cardiaco utilizzando cuori di donatori geneticamente modificati. Sebbene questi casi clinici abbiano dimostrato la fattibilità dello xenotrapianto cardiaco, sono emerse diverse sfide irrisolte, tra cui l'ipertrofia cardiaca anomala e il rigetto mediato da anticorpi 2,3,4,5. Pertanto, sono necessari ulteriori studi preclinici su modelli animali di grandi dimensioni in condizioni di buona pratica di laboratorio per fornire ulteriori dati e sviluppare nuovi regimi immunosoppressivi per garantire la sicurezza dei futuri studi clinici sull'uomo.
La sopravvivenza a lungo termine degli xenotrapianti cardiaci ortotopici non è limitata solo dal rigetto, ma anche dalla disfunzione primaria del trapianto. È stato riportato che l'incidenza complessiva della disfunzione primaria varia da circa il 40% al 60% in diversi gruppi di ricerca 4,6,7. A causa dell'elevata suscettibilità dei cuori dei donatori suini al danno ischemico, alcuni gruppi hanno sviluppato dispositivi di perfusione ipotermica per ridurre l'incidenza della disfunzione primaria del trapianto. Tuttavia, l'ipertrofia cardiaca postoperatoria rimane difficile da controllare. Anche con i suini donatori knockout per il recettore dell'ormone della crescita (GHR), la funzione cardiaca può essere compromessa dall'assenza di GHR, limitando così la vitalità a lungo termine del trapianto 2,3. In questo contesto, lo xenotrapianto di cuore eterotopico presenta diversi vantaggi: evita un eccessivo precarico e postcarico, semplifica la procedura chirurgica e riduce il tempo ischemico totale 8,9. Questo modello riflette meglio il danno del trapianto guidato dal rigetto xenogenico e, a differenza del trapianto ortotopico, lo xenotrapianto di cuore eterotopico consente la sopravvivenza a lungo termine del trapianto, laparotomie ripetute per biopsie in vivo e l'osservazione prolungata dell'attivazione immunitaria e della funzione dinamica delle cellule immunitarie. Serve come modello prezioso per studiare i meccanismi di rigetto immunitario xenogenico e per valutare l'efficacia e la sicurezza di nuove strategie immunosoppressive10,11.
Tuttavia, la maggior parte dei modelli di xenotrapianto di cuore eterotopico addominale ha utilizzato babbuini come riceventi, ma l'approvvigionamento di babbuini come animali da esperimento rimane impegnativo in molti paesi. Al contrario, i macachi sono i primati non umani più utilizzati e hanno un'elevata omologia filogenetica con gli esseri umani12, il che li rende un'alternativa pratica per la ricerca sugli xenotrapianti. Tuttavia, le loro dimensioni corporee significativamente più piccole rispetto ai babbuini richiedono specifici adattamenti del protocollo chirurgico per adattarsi alle loro distinte dimensioni anatomiche.
Questo studio presenta un protocollo passo-passo per lo xenotrapianto di cuore eterotopico da maiale GTKO a macaco. L'uso di suini knockout α-Gal (GTKO) ha principalmente lo scopo di prevenire il rigetto iperacuto, che altrimenti porterebbe al fallimento del trapianto entro pochi minuti dallo xenotrapianto di cuore. È strutturato come segue: (1) principi di corrispondenza tra suini donatori e macachi riceventi; (2) ottimizzazione della procedura chirurgica per lo xenotrapianto di cuore eterotopico; e (3) gestione perioperatoria. Questo studio mira a diffondere queste tecniche di trapianto per facilitare la comparabilità tra i team di ricerca e migliorare la riproducibilità e la rilevanza traslazionale degli studi di xenotrapianto cardiaco.
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Protocollo
Questo studio è stato approvato dal Comitato etico animale dell'ospedale Fuwai (FWAEC-JL-010-1/0-2020). Per ridurre al minimo la compressione addominale, sono stati utilizzati macachi maschi del peso di >9 kg e di età compresa tra 10 e 15 anni e maiali nani maschi di Bama del peso di 5-6 kg (~60 giorni di età). I macachi più grandi hanno avuto la priorità per prevenire la compressione addominale da parte del cuore del donatore e per accogliere la crescita post-trapianto. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.
1. Criteri di selezione del donatore e del ricevente
- Selezione del macaco destinatario
- Screening di anticorpi preesistenti: utilizzare la citometria a flusso per valutare il livello di anticorpi xenogenici preformati, consentendo la selezione di riceventi con basso rischio immunologico.
NOTA: In questo test, le cellule endoteliali suine GTKO provenienti da aorte suine di maiale GTKO sono isolate attraverso la digestione enzimatica, come descritto in precedenza13.- Incubare le cellule endoteliali suine GTKO con il plasma ricevente.
- Quantificare il legame delle IgM e delle IgG dei macachi alle cellule suine utilizzando anticorpi secondari marcati in fluorescenza contro le IgM e le IgG dei macachi. Selezionare i riceventi con bassi livelli di anticorpi preformati.
- Valutazione della salute di base: eseguire la biochimica del siero, l'emocromo completo e i test di funzionalità della coagulazione per confermare un'adeguata funzione d'organo al basale.
- Screening di anticorpi preesistenti: utilizzare la citometria a flusso per valutare il livello di anticorpi xenogenici preformati, consentendo la selezione di riceventi con basso rischio immunologico.
- Criteri di selezione del suino donatore
- Screening ecocardiografico: selezionare suini donatori con funzione ventricolare sinistra e destra normale, nessuna anomalia strutturale o funzionale delle valvole cardiache, una frazione di eiezione superiore al 65% e nessuna evidenza di ipertensione polmonare.
- Corrispondenza del sesso: selezionare suini donatori dello stesso sesso del ricevente.
- Gruppo sanguigno: selezionare suini donatori con gruppo sanguigno O.
2. Preparazione preoperatoria
- Anestesia e sedazione
- Anestesia: Indurre i macachi con ketamina (10 mg/kg) e midazolam (1 mg/kg) (seguendo il protocollo approvato dall'istituto). Dopo l'induzione, mantenere l'anestesia con isoflurano (2%-3%) più dexmedetomidina (1 μg/kg/h) e propofol (1-2 mg/kg/h).
- Intubazione: intubare il suino donatore con un tubo endotracheale da 5,0 mm. Intubare il macaco ricevente con un tubo endotracheale da 5,5 mm.
- Inserimento del catetere ureterale: inserire un catetere urinario a doppio lume 6-F nel macaco; omettere nel suino donatore.
- Preparare e disinfettare i campi chirurgici
- Preparazione della pelle: Taglia i peli dal petto, dal collo, dall'addome, dalla schiena e dagli arti.
- Disinfezione: strofinare le aree rasate con iodio povidone, compresi gli zoccoli (maiali) o le mani e i piedi (scimmie).
- Posizionamento del catetere venoso centrale nel ricevente
- Posizionamento: Posizionare il macaco ricevente in un decubito laterale sinistro parziale con elevazione della spalla per ottimizzare l'esposizione della regione cervicale destra. Selezionare la vena giugulare interna destra come sito preferito per l'accesso venoso centrale.
- Sterilizzazione e drappeggio: Disinfettare e drappeggiare il campo chirurgico con iodio povidone seguendo procedure asettiche standard.
- Incisione ed esposizione dei vasi: Praticare un'incisione di 5 cm a circa 1 cm mediale rispetto al muscolo sternocleidomastoideo, parallela al suo bordo interno. Eseguire una dissezione smussata della fascia e ritrarre il muscolo lateralmente.
- Identificare la vena giugulare esterna, che si trova superficialmente e al di fuori della guaina carotidea. Legare con cura piccoli rami comunicanti della vena giugulare interna. Aprire la guaina carotidea per esporre la vena giugulare interna, il nervo vago e l'arteria carotide.
- Inserimento del catetere: inserire un catetere venoso centrale a triplo lume 8-F utilizzando una tecnica di tunneling retrogrado. Collegare l'estremità prossimale del catetere all'ago per tunnellizzazione in condizioni sterili e tirarlo attraverso il tunnel nell'incisione del collo.
- Esteriorizzare l'estremità distale nel punto medio della scapola. Tagliare il catetere a una lunghezza appropriata per assicurarsi che la sua punta raggiunga la giunzione della vena cava superiore e l'atrio destro.
- Chiusura dell'incisione: chiudere la ferita a strati. Chiudere la fascia e il tessuto sottocutaneo utilizzando suture riassorbibili 3-0 e chiudere la pelle con suture di seta 1-0. Garantire una copertura completa e un fissaggio sicuro del catetere sotto lo strato fasciale per ridurre al minimo il rischio di infezione.
- Utilizzare il catetere venoso centrale come via di accesso al fluido critico per la somministrazione postoperatoria dei farmaci e la rianimazione del volume nei macachi. Eseguire quotidianamente l'antisepsi povidone-iodio e la medicazione con garza sterile per preservare l'integrità del catetere e prevenire l'infezione.
- Mantenere il catetere venoso centrale in situ fino alla procedura di sacrificio finale per garantire un accesso vascolare affidabile.
3. Chirurgia del ricevente (fase preimpianto)
- Incisione addominale della linea mediana
- Selezione dell'incisione: praticare un'incisione addominale sulla linea mediana di circa 12-15 cm di lunghezza (Figura 1A).
- Dettagli dell'incisione: incidere in sequenza attraverso la pelle, la fascia superficiale, la linea alba, la fascia trasversale e la fascia sottoperitoneale (compreso il grasso extraperitoneale), quindi incidere il peritoneo parietale per accedere alla cavità addominale. Utilizzare una lama chirurgica #23 per l'incisione cutanea e l'elettrocauterizzazione per una dissezione tissutale più profonda per ottenere taglio ed emostasi simultanei.
- Esplorazione addominale e gestione intestinale
- Adesiolisi: esplorare la cavità addominale per valutare le aderenze, concentrandosi sulla presenza di aderenze tra l'intestino e la parete addominale. Se presenti, sezionare attentamente le aderenze utilizzando l'elettrocauterizzazione per ridurre al minimo le lesioni tissutali e ridurre il rischio di ostruzione meccanica intestinale postoperatoria.
- Protezione intestinale: Esteriorizzare delicatamente l'intestino tenue e posizionarlo su una garza umida sterile per proteggere l'esposizione dell'aorta addominale e della vena cava inferiore.
- Esposizione dell'aorta addominale e della vena cava inferiore
- Mobilizzare l'aorta addominale e la vena cava inferiore: sezionare attentamente i tessuti circostanti dall'aorta addominale e dalla vena cava inferiore, riducendo al minimo il rischio di lesioni vascolari e sanguinamento. Esporre l'aorta addominale e la vena cava inferiore tra l'origine delle arterie renali e la biforcazione delle arterie iliache il più completamente possibile.
- Maneggiare i rami vascolari: Preservare l'arteria mesenterica inferiore e la vena che l'accompagna durante la dissezione. Conserva meticolosamente tutti i rami lombari.
4. Approvvigionamento del cuore del donatore
- Sternotomia mediana e mobilizzazione dei vasi
- Sternotomia mediana: eseguire una sternotomia della linea mediana per accedere alla cavità toracica (Figura 1B). Dividi con cura lo sterno del donatore con un coltello Lebsche.
- Mobilizzazione dei vasi: dopo aver esposto la cavità toracica, incidere il pericardio e sezionare meticolosamente per separare l'aorta ascendente e l'arteria polmonare principale.
- Bloccaggio dei vasi e raffreddamento cardiaco
- Bloccaggio dei vasi: posizionare una sutura 4-0 sulla radice aortica, quindi inserire una cannula per cardioplegia anterograda monouso per cardioplegia (Figura 1C). Bloccare in sequenza la vena cava superiore e inferiore, seguita da un bloccaggio incrociato dell'aorta ascendente.
- Immediatamente dopo il cross-clamping aortico, incidere le vene polmonari e la vena cava inferiore per la decompressione, assicurandosi che le incisioni siano sufficientemente grandi per un drenaggio sufficiente.
- Raffreddamento cardiaco: aspirare la cavità pericardica per evacuare il sangue residuo, quindi immergere immediatamente il cuore in soluzione fisiologica sterile ghiacciata per ottenere un ambiente ipotermico (0-4 °C).
- Bloccaggio dei vasi: posizionare una sutura 4-0 sulla radice aortica, quindi inserire una cannula per cardioplegia anterograda monouso per cardioplegia (Figura 1C). Bloccare in sequenza la vena cava superiore e inferiore, seguita da un bloccaggio incrociato dell'aorta ascendente.
- Cardioplegia e monitoraggio della perfusione
- Cardioplegia: mantenere la pressione di perfusione a 150 mmHg utilizzando una sacca a pressione. Perfondere il cuore del donatore con 30 mL/kg di peso corporeo di soluzione HTK (ad es. 150 mL per un suino di 5 kg).
- Monitoraggio della perfusione: palpare contemporaneamente la radice aortica e il ventricolo sinistro per verificare la corretta pressione di erogazione della cardioplegia e prevenire la distensione ventricolare. Dopo aver completato l'infusione di cardioplegia, confermare l'arresto cardiaco mediante palpazione e ispezione visiva. Assicurarsi dell'assenza di qualsiasi fibrillazione miocardica, quindi procedere con l'escissione del cuore del donatore.
- Resezione e conservazione cardiaca
- Resezione cardiaca: dopo la cardioplegia, applicare ulteriore ghiaccio sulla cavità pericardica (Figura 1D). Sollevare delicatamente il cuore e sezionare in sequenza la vena cava inferiore e le vene polmonari usando le forbici chirurgiche. Prestare particolare attenzione per evitare lesioni alla vena cava superiore e all'atrio destro durante la divisione della vena polmonare superiore destra.
- Proteggere la trachea dissociando la parete posteriore dell'atrio sinistro. Una volta che la dissezione raggiunge il livello del tetto atriale sinistro e delle arterie polmonari, riposizionare temporaneamente il cuore nella cavità pericardica.
- Dissociare e sezionare l'arco aortico prossimale e la vena cava superiore per esporre il tronco polmonare. Continuare la dissezione lungo i piani tissutali verso il tetto atriale sinistro, consentendo la rimozione del cuore e dei suoi grandi vasi.
NOTA: Legare saldamente il moncone della vena azygos dopo la resezione cardiaca per prevenire il sanguinamento.
- Conservazione cardiaca: immergere immediatamente il cuore espiantato in soluzione salina ghiacciata per la conservazione. Inoltre, perfondere il cuore del donatore con un'altra soluzione dell'Università del Wisconsin (UW) a un volume di 30 mL/kg, poiché la soluzione UW fornisce una protezione miocardica superiore (Figura 1E).
- Resezione cardiaca: dopo la cardioplegia, applicare ulteriore ghiaccio sulla cavità pericardica (Figura 1D). Sollevare delicatamente il cuore e sezionare in sequenza la vena cava inferiore e le vene polmonari usando le forbici chirurgiche. Prestare particolare attenzione per evitare lesioni alla vena cava superiore e all'atrio destro durante la divisione della vena polmonare superiore destra.
- Principali differenze rispetto all'approvvigionamento di cuore da donatore umano
- Impostazioni della pressione di infusione: Impostare la pressione di perfusione nella sacca a pressione su 150 mmHg, considerata ottimale per la perfusione miocardica.
- Posizione del morsetto a croce aortica: poiché i suini hanno solo due rami principali dall'arco aortico, i tronchi brachiocefalici sinistro e destro, posizionare il morsetto a croce tra questi rami. Legare il tronco brachiocefalico destro con suture di seta prima del clampaggio incrociato per preservare una lunghezza maggiore dell'aorta donatrice.
- Strategia di decompressione ventricolare: per ridurre al minimo l'iperdistensione ventricolare e limitare il tempo ischemico, decomprimere regolarmente solo il ventricolo sinistro. Se il ventricolo destro inizia a gonfiarsi, aprire la vena cava superiore sopra la vena azygos. Se il ventricolo sinistro si gonfia, incidere la vena polmonare destra ed estendere il taglio verso l'ilo polmonare destro.
5. Impianto di cuore del donatore
- Preparazione del cuore del donatore
- Preparazione del cuore del donatore: chiudere saldamente la vena cava superiore del donatore, la vena cava inferiore e gli orifizi della vena polmonare dell'atrio sinistro utilizzando suture in prolene 4-0.
- Conservazione del nodo seno-atriale: Preservare la vena cava superiore del donatore e il nodo seno-atriale situato vicino all'appendice atriale destra.
- Anastomosi end-to-side dell'arteria polmonare alla vena cava inferiore
- Eparinizzazione: somministrare 5.000 unità di eparina sodica per via endovenosa al macaco ricevente prima dell'anastomosi cardiaca del donatore per prevenire la formazione di trombi.
- Anastomosi dell'arteria polmonare: posizionare un morsetto tangenziale atraumatico DeBakey sulla vena cava inferiore ricevente. Creare un'incisione longitudinale leggermente più grande dell'arteria polmonare del donatore per ridurre al minimo la stenosi postoperatoria.
- Utilizzando una sutura in prolene 5-0 a doppio braccio, iniziare l'anastomosi a ore 12 inserendo un ago dall'interno (lato luminale) del vaso ricevente verso l'esterno. Inserire l'altro ago dal lato dell'arteria polmonare del donatore, passando dal lume verso l'esterno alla corrispondente posizione delle ore 12.
- Fare il nodo iniziale sulla parete esterna del vaso. Invertire la direzione dell'ago, passando dall'esterno nel lume dell'arteria polmonare del donatore. Continuare a suturare continuamente in senso orario verso la posizione delle 6, utilizzando un gancio nervoso per mantenere la tensione della sutura.
- Ruotare il cuore per esporre il lato opposto, passare all'altro ago e suturare la parete controlaterale dalle 12 alle 6 con uno schema di ingresso dell'ago dall'esterno all'interno sul vaso ricevente e dall'interno all'esterno sul vaso donatore, completando l'anastomosi end-to-side.
- Evacuazione dell'aria: prima di fissare il nodo finale, iniettare soluzione salina nel sito anastomotico per garantire la completa evacuazione dell'aria. Occludere l'arteria polmonare del donatore utilizzando un morsetto vascolare atraumatico, quindi rilasciare in sequenza il morsetto vascolare della vena cava inferiore (Figura 1F).
- Anastomosi end-to-side dell'aorta donatrice all'aorta addominale ricevente
- Anastomosi aortica: Bloccare parzialmente l'aorta addominale ricevente utilizzando una pinza tangenziale atraumatica DeBakey. Praticare un'incisione longitudinale leggermente più grande del diametro dell'aorta del donatore per prevenire la stenosi postoperatoria.
- Utilizzando una sutura in prolene 5-0 a doppio braccio, iniziare l'anastomosi inserendo l'ago a ore 12 dall'interno (lato luminale) dell'aorta ricevente verso l'esterno. Inserire l'altro ago dall'aorta donatrice a ore 12, sempre dall'interno verso l'esterno, e legare il primo punto sulla parete esterna del vaso.
- Invertire la direzione dell'ago, passando dall'esterno verso l'interno sul vaso donatore, e suturare continuamente in senso orario fino alla posizione delle 6, mantenendo la tensione della sutura con un gancio nervoso. Capovolgere il cuore per esporre il lato opposto, invertire di conseguenza la direzione dell'ago (dall'esterno all'interno sul vaso donatore, dall'interno all'esterno sul vaso ricevente) e suturare continuamente dalle 12 alle 6, completando l'anastomosi end-to-side.
- Evacuazione dell'aria: prima di fare il nodo finale, iniettare soluzione salina nell'anastomosi per rimuovere l'aria. Rilasciare in sequenza il morsetto vascolare dell'aorta addominale per ripristinare la circolazione (Figura 1G).
- Anastomosi aortica: Bloccare parzialmente l'aorta addominale ricevente utilizzando una pinza tangenziale atraumatica DeBakey. Praticare un'incisione longitudinale leggermente più grande del diametro dell'aorta del donatore per prevenire la stenosi postoperatoria.
- Riperfusione e defibrillazione
- Prevenzione della fibrillazione ventricolare: somministrare 3 mg/kg di lidocaina per via endovenosa prima della riperfusione per prevenire la fibrillazione ventricolare. Osservare il cuore del donatore per le contrazioni spontanee entro 2 minuti.
- Defibrillazione: se si verifica una fibrillazione ventricolare, applicare la defibrillazione diretta posizionando le piastre a diretto contatto con entrambe le superfici ventricolari (sinistra e destra) ed erogare una scarica bifasica da 5 Joule. Il tempo ischemico totale del cuore del donatore è stato di circa 57,5 minuti ± 6,1 minuti (Tabella 1).
- Posizionamento dello scarico
- Drenaggio a pressione negativa: posizionare un tubo di drenaggio a pressione negativa nella cavità addominale per prevenire l'accumulo di liquidi postoperatori e monitorare l'emorragia attiva.
- Indicazione per la rimozione del drenaggio: monitorare il volume di drenaggio postoperatorio e rimuovere il drenaggio addominale quando la produzione nelle 24 ore scende al di sotto di 25 ml.
- Chiusura addominale
- Chiusura addominale ed esame ecografico: chiudere la parete addominale a strati, approssimando la fascia e il tessuto sottocutaneo con 3-0 punti di sutura riassorbibili e chiudere la pelle con 1-0 punti di sutura di seta. Eseguire l'ecografia addominale postoperatoria per valutare l'attività cardiaca (Figura 1H).
6. Gestione postoperatoria e monitoraggio del trapianto
- Linee guida per il monitoraggio e l'assistenza generale
- Monitoraggio comportamentale e dei sintomi: monitorare continuamente lo stato del ricevente durante le prime due settimane postoperatorie utilizzando la videosorveglianza. Eseguire valutazioni quotidiane del comportamento, dell'appetito, della distensione addominale, della dispnea, dell'edema e della normale defecazione e minzione.
- Monitorare il peso corporeo, le condizioni fisiche generali, la guarigione dell'incisione chirurgica, la potenziale infezione del catetere venoso centrale, l'aspetto della mucosa e l'accumulo di liquidi intra-addominali.
- Valutazione ecografica: utilizzare gli ultrasuoni per valutare la funzione del cuore trapiantato eterotopicamente e rilevare eventuali versamenti circostanti se sono presenti anomalie. La Figura 2 presenta le immagini ecocardiografiche dello xenotrapianto durante la diastole e la sistole il giorno postoperatorio (POD) 1, insieme al fallimento del trapianto osservato nell'esperimento M3. La linea rossa indica una marcata ipertrofia della parete ventricolare sinistra nello xenotrapianto fallito.
- Monitoraggio comportamentale e dei sintomi: monitorare continuamente lo stato del ricevente durante le prime due settimane postoperatorie utilizzando la videosorveglianza. Eseguire valutazioni quotidiane del comportamento, dell'appetito, della distensione addominale, della dispnea, dell'edema e della normale defecazione e minzione.
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Risultati
Sulla base delle fasi procedurali illustrate nella Figura 1, è stato stabilito con successo un modello di xenotrapianto cardiaco eterotopico riproducibile da maiale a macaco. Il processo chirurgico ha incluso una laparotomia della linea mediana nel macaco ricevente per accedere alla cavità addominale e una sternotomia mediana nel maiale donatore per l'approvvigionamento cardiaco. Dopo la pericardiotomia, il cuore del donatore è stato arrestato utilizzando la...
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Discussione
Sebbene il trapianto eterotopico di cuore addominale sia tecnicamente meno impegnativo del trapianto ortotopico di cuore toracico, è necessario affrontare diverse sfide critiche per garantire il successo, in particolare nei riceventi di piccolo peso corporeo come i macachi.
In primo luogo, la corrispondenza immunologica donatore-ricevente è essenziale, poiché il livello di anticorpi preformati nel ricevente determina in gran parte la gravità del rigetto acuto ...
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Dichiarazioni
Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.
Ringraziamenti
Questo lavoro è stato sponsorizzato dal Frontier Biotechnology Key Project del National Key R & S Program del Ministero della Scienza e della Tecnologia della Cina (2023YFC3404300; a Jiangping Song) e dal Progetto Speciale del Ministero della Scienza e della Tecnologia della Cina Supportato dallo State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences (2024GZZD-03; a Jiangping Song).
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Sutura di seta 1-0 | Suzhou Jiasheng | A8886 | |
| Pinza per l'occlusione aortica a 10 gradi | Sinoview-med | CP40431-19 | |
| Sutura antibatterica 3-0 (poliglatterina 910) | Ethicon | VCP442 | |
| Pinza per Occlusione Aortica a 45 Gradi | Sinoview-med | CP40044-18 | |
| Retrattore sternale adulto (di grandi dimensioni) | Sinoview-med | GR04136-00 | |
| Retrattore sternale adulto (di media dimensione) | Sinoview-med | GR04130-00 | |
| Pinze Atraumatiche | Sinoview-med | GF04021-25 | |
| Pinze Atraumatiche | Sinoview-med | GF04016-25 | |
| Pinze micro tipo penna a manico bilanciato | Sinoview-med | FC12010-21 | |
| Belzer UW Soluzione di Conservazione a Freddo | Bridge to Life Ltd. | 1000 ml/sacchetto | |
| Forbici ultra affilate con manico nero | Sinoview-med | SC35101-23UC | |
| Bretschneider Soluzione di Stoccaggio HTK | KOEHLER PHARMACEUTICALS (Pechino) Ltd. | 1000 ml/sacchetto | |
| Pinza curva | Sinoview-med | GC01002-12 | |
| Pinza curva | Sinoview-med | GC01002-16 | |
| Catetere usa e getta per perfusione aortica | Istituto di Ricerca sulle Materie Plastiche di Tianjin | DG Adulto 155 | |
| Sega elettrica per lo sterno | Sinoview-med | HF-X01 | |
| Pinze fine dissezionali | Sinoview-med | GC01090-20 | |
| Forbici Super Affilate con Manico d'Oro | Sinoview-med | SC35001-23SC | |
| Maialini miniatura GTKO Bama | Clonorgan Biotechnology Co., Ltd | / | |
| Portaago a penna resistente | Sinoview-med | NH10400-23 | |
| Secchio di ghiaccio | Sinoview-med | GQ13018-00D | |
| Isoflurano | Lunan Pharmaceutical | - | |
| Isoproterenolo | Harvest Pharmaceutical | - | |
| Pinze aortiche Kay Lambert | Sinoview-med | CP40411-20 | |
| Soluzione di Ringer lattata | Kelun Pharmaceutical | - | |
| Grande Bacino | Sinoview-med | GQ13033-00D | |
| Macachi | Beijing Prima Biotech Inc | / | |
| Intubazione tracheale medica | Covidien | 9345E-4.5 | |
| Bacino medio | Sinoview-med | GQ13032-00D | |
| Retrattore di nervi e tendini | Sinoview-med | GR04061-24 | |
| Retrattore nervoso | Sinoview-med | GR02403-18B | |
| Retrattore sternale pediatrico | Sinoview-med | GR04114-00 | |
| Portaago per micro ago a penna | Sinoview-med | NH11300-21 | |
| Pinza ad angolo retto | Sinoview-med | GC01110-14 | |
| Pinza ad angolo retto | Sinoview-med | GC01089-18 | |
| Catetere in gomma di silice | Crea Medico | 10 Fr/3 mL | |
| Piccolo Bacino | Sinoview-med | GQ13037-00D | |
| Pinze dritte | Sinoview-med | GC01001-12 | |
| Pinze dritte | Sinoview-med | GC01001-16 | |
| Sutura 5.0 Prolene BB | Ethicon | 9702H | |
| Sutura 5-0 Prolene BB | Ethicon | - | |
| Sutura Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 9706H | |
| Sutura Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | - | |
| Suture 2.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8522H | |
| Suture 2-0 Prolene Blu M SH | Ethicon | - | |
| Suture BB 4.0 Prolene | Ethicon | 82204H | |
| Suture BB 4-0 Prolene | Ethicon | - | |
| Portaago per l'anello in carburo di tungsteno | Sinoview-med | GN01013-22K | |
| Portaago per l'anello in carburo di tungsteno | Sinoview-med | GN01010-22K |
Riferimenti
- Cooper, D. K. C., Pierson, R. N. Milestones on the path to clinical pig organ xenotransplantation. Am J Transplant. 23 (3), 326-335 (2023).
- Griffith, B. P., et al. Genetically modified porcine-to-human cardiac xenotransplantation. N Engl J Med. 387 (1), 35-44 (2022).
- Griffith, B. P., et al. Transplantation of a genetically modified porcine heart into a live human. Nat Med. 31, 589-598 (2025).
- Schmauch, E., et al. Integrative multi-omics profiling in human decedents receiving pig heart xenografts. Nat Med. 30 (5), 1448-1460 (2024).
- Mohiuddin, M. M., et al. Graft dysfunction in compassionate use of genetically engineered pig-to-human cardiac xenotransplantation: A case report. Lancet. 402 (10399), 397-410 (2023).
- Yuan, Y., et al. Complement networks in gene-edited pig xenotransplantation: Enhancing transplant success and addressing organ shortage. J Transl Med. 22 (1), 324(2024).
- Montgomery, R. A., Griesemer, A. D., Segev, D. L., Sommer, P. The decedent model: A new paradigm for de-risking high stakes clinical trials like xenotransplantation. Am J Transplant. 24 (4), 526-532 (2024).
- Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim. 53 (6), 136-147 (2024).
- Adams, D. H., Chen, R. H., Kadner, A., Naficy, S. Technique for heterotopic pig heart xenotransplantation in primates. Ann Thorac Surg. 68 (1), 265-268 (1999).
- Goerlich, C. E., et al. Heterotopic porcine cardiac xenotransplantation in the intra-abdominal position in a non-human primate model. Sci Rep. 10 (1), 10709(2020).
- Singh, A. K., et al. Cardiac xenotransplantation: progress in pre-clinical models and prospects for clinical translation. Transpl Int. 35, 10171(2022).
- Gibbs, R. A., et al. Evolutionary and biomedical insights from the rhesus macaque genome. Science. 316 (5822), 222-234 (2007).
- Beigi, F., et al. Optimized method for isolating highly purified and functional porcine aortic endothelial and smooth muscle cells. J Cell Physiol. 232 (11), 3139-3145 (2017).
- Chaban, R., Cooper, D. K. C., Pierson, R. N. 3rd Pig heart and lung xenotransplantation: present status. J Heart Lung Transplant. 41 (8), 1014-1022 (2022).
- Genain, M. A., et al. Comparative anatomy and angiography of the cardiac coronary venous system in four species: human, ovine, porcine, and canine. J Vet Cardiol. 20 (1), 33-44 (2018).
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