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Articolo metodologico

Innesti adiposi bianchi e marroni: un approccio per correggere i deficit riproduttivi, metabolici e renali nei topi obesi Black and Tan Brachyury (BTBR)

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DOI:

10.3791/68759

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9 settembre 2025

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1Albert Einstein Research and Education Institute, Hospital Israelita Albert Einstein, 2School of Medicine, Faculdade Israelita de Ciências da Saúde Albert Einstein, 3Nephrology Division, Federal University of São Paulo

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui presentiamo un protocollo di trapianto di tessuto adiposo bianco e marrone che offre una strategia promettente per invertire la subfertilità, l'obesità e l'iperglicemia, migliorando al contempo la funzione renale nei topi BTBR diabetici e obesi.

Abstract

Il trapianto di tessuto adiposo bianco (WAT) e tessuto adiposo bruno (BAT) è emerso come una strategia terapeutica promettente per invertire i disturbi metabolici senza la necessità di una somministrazione prolungata di agenti esogeni. Il WAT funziona come un organo endocrino chiave coinvolto nell'omeostasi energetica, mentre il BAT è un tessuto termogenico fondamentale per la termoregolazione. Il modello murino obeso Black and Tan Brachyuric (BTBR) imita da vicino le caratteristiche chiave dell'obesità, del diabete mellito di tipo 2 (T2DM) e della malattia renale diabetica (DKD), tra cui iperglicemia, insulino-resistenza, ipometabolismo e subfertilità.

Utilizzando il protocollo presentato di seguito, il trapianto combinato di WAT e BAT derivati da donatori BTBR wild-type ed eterozigoti in riceventi obesi BTBR ha portato all'inversione della subfertilità, all'attenuazione dell'aumento di peso, alla normalizzazione del controllo glicemico e al miglioramento dei parametri renali. In particolare, l'ipertrofia renale e l'apoptosi sono state ridotte, mentre il numero di podociti è stato preservato. Questi risultati suggeriscono che il trapianto combinato di WAT e BAT può rappresentare una strategia terapeutica alternativa per il trattamento del diabete di tipo 2, con benefici concomitanti nel mitigare la DKD e l'obesità. Inoltre, questo approccio può aiutare ad aumentare il numero di topi obesi BTBR vitali all'interno delle colonie di vivai. Ulteriori indagini sui meccanismi sottostanti possono facilitare la traduzione clinica di questo intervento.

Introduzione

La malattia renale diabetica (DKD), il diabete mellito di tipo 2 (T2DM) e l'obesità rappresentano condizioni interconnesse e multifattoriali che pongono sfide significative e crescenti per la salute globale. La DKD, definita come la coesistenza di diabete mellito (DM) e malattia renale cronica in assenza di altre cause identificabili di danno renale, colpisce circa il 20-40% degli individui con DM 1,2. Il diabete di tipo 2 è una malattia metabolica sistemica caratterizzata da iperglicemia cronica e interruzioni dell'omeostasi del glucosio, dei lipidi e dell'insulina. Si colloca tra le prime dieci principali cause di mortalità in tutto il mondo, con un impatto attualmente di oltre 500 milioni di individui3. L'obesità, causata da uno squilibrio cronico tra l'assunzione e il dispendio energetico, colpisce ora una persona su otto a livello globale ed è uno dei principali fattori che contribuiscono sia alla morbilità che alla mortalità. Queste tre condizioni sono strettamente interconnesse: l'obesità aumenta notevolmente il rischio di sviluppare il diabete di tipo 2, che, a sua volta, aumenta significativamente il rischio di DKD 1,4. La crescente prevalenza globale di obesità, diabete di tipo 2 e DKD sottolinea l'urgente necessità di una comprensione più profonda dei loro meccanismi fisiopatologici e dello sviluppo di strategie terapeutiche efficaci.

Il trapianto di BAT è emerso come una promettente strategia terapeutica per combattere l'obesità e il diabete di tipo 2. Questo intervento è stato associato a riduzioni del peso corporeo, miglioramenti della resistenza all'insulina e della steatosi epatica e aumenti dell'adiponectina circolante, dell'espressione del recettore β3-adrenergico e dei geni coinvolti nell'ossidazione degli acidi grassi5. Da notare, il tessuto adiposo dei mammiferi può essere classificato in tre tipi principali in base al colore: bianco, marrone e beige6. Il WAT inizia ad espandersi poco dopo la nascita ed è ampiamente distribuito in tutto il corpo. Funziona come un organo endocrino chiave, immagazzinando l'energia in eccesso sotto forma di trigliceridi sequestrando il glucosio circolante e gli acidi grassi liberi6. Al contrario, il BAT svolge un ruolo critico nella termoregolazione dissipando l'energia sotto forma di calore attraverso la termogenesi senza brividi piuttosto che immagazzinarla come ATP6. L'attività dei BAT diminuisce con l'età, l'obesità e il DM. Negli adulti, la BAT comprende una piccola frazione del tessuto adiposo totale ed è localizzata principalmente nelle regioni sopraclavicolare e cervicale nell'uomo, mentre nei topi è prevalentemente localizzata nella regione interscapolare6. Ricco di mitocondri, il BAT consuma notevoli quantità di glucosio e acidi grassi ed è associato alla resistenza all'aumento di peso7. Evidenze emergenti supportano il ruolo del BAT nel promuovere un fenotipo più snello e metabolicamente più favorevole, generando un crescente interesse per il suo uso terapeutico attraverso il trapianto.

La leptina, un ormone secreto principalmente dal WAT, svolge un ruolo centrale nella regolazione dell'equilibrio energetico, del metabolismo e della fertilità8. Agisce sul sistema nervoso centrale per stimolare la secrezione dell'ormone di rilascio delle gonadotropine (GnRH) nell'ipotalamo, che successivamente promuove il rilascio dell'ormone luteinizzante (LH) e dell'ormone follicolo-stimolante (FSH) dall'ipofisi anteriore9. La leptina agisce anche direttamente sulle cellule della teca ovarica e della granulosa per sostenere lo sviluppo follicolare9.

Il modello murino BTBRob/ob (BTBR obeso), geneticamente designato come BTBR. Cg-Lep ob/WiscJ (nero focato, obeso, ciuffo; vedi Tabella dei materiali), è omozigote per una perdita spontanea di funzione nel gene della leptina (Lep) e mostra una serie di anomalie metaboliche e riproduttive, tra cui iperglicemia, intolleranza al glucosio, iperinsulinemia, ipertrigliceridemia, alterata guarigione delle ferite, ipometabolismo, ipotermia e subfertilità dovuta a ipogonadismo ipogonadotropo. I maschi in genere sviluppano il diabete di tipo 2 entro le sei settimane di età, mentre le femmine lo sviluppano entro le otto settimane10. L'iperglicemia è grave e progressiva, con livelli di glucosio nel sangue a digiuno superiori a 400 mg/dL entro dieci settimane. Inoltre, i maschi obesi con BTBR mostrano albuminuria tempo-dipendente entro l'ottava settimana, progredendo verso DKD istologicamente evidente, inclusa l'espansione mesangiale e la podocituria. Queste caratteristiche stabiliscono i topi obesi BTBR come un robusto modello preclinico che ricapitola fedelmente la DKD10 umana.

Date le profonde conseguenze metaboliche della carenza di leptina, sono state studiate diverse strategie per invertire il fenotipo ob/ob , tra cui la terapia sostitutiva della leptina e il trapianto di tessuto adiposo. Mentre la maggior parte degli studi ha utilizzato topi ob/ob sullo sfondo C57BL/6, relativamente pochi hanno studiato questi interventi nel ceppo BTBR più metabolicamente compromesso. Nei topi C57BL/6 ob/ob , il trapianto di WAT ha dimostrato di normalizzare i livelli di insulina, migliorare la sensibilità all'insulina e ripristinare la fertilità8. Inoltre, è stato dimostrato che il trapianto di BAT in topi magri C57BL/6 previene l'aumento di peso corporeo, migliora la tolleranza al glucosio e la sensibilità all'insulina, riducendo al contempo la resistenza all'insulina, in particolare nel contesto dell'obesità indotta da una dieta ricca di grassi11. Inoltre, è stato dimostrato che il trapianto di BAT migliora l'emodinamica cardiaca e la salute metabolica12. Nonostante i risultati incoraggianti, questi studi presentano diversi importanti limiti. La maggior parte delle indagini sono state condotte su topi C57BL/6 ob/ob , che presentano un fenotipo metabolico relativamente lieve rispetto al ceppo BTBR ob/ob più gravemente colpito. Di conseguenza, la generalizzabilità di questi risultati a modelli con insulino-resistenza, iperglicemia, obesità e malattie renali più pronunciate è limitata. Inoltre, gli effetti della sostituzione della leptina e del trapianto di tessuto adiposo non sono stati sufficientemente studiati nel background BTBR, rappresentando una lacuna critica nella letteratura. Molti di questi interventi sono stati valutati anche in animali magri o per brevi periodi, che potrebbero non catturare adeguatamente la complessità e la natura cronica della malattia metabolica umana. Sebbene siano stati riportati miglioramenti nella sensibilità all'insulina, nella tolleranza al glucosio e nella fertilità, i meccanismi sottostanti rimangono poco compresi e la rilevanza traslazionale di questi risultati per i contesti clinici è ancora incerta. In particolare, gli effetti metabolici combinati del trapianto di tessuto adiposo bianco e bruno nei topi BTBR ob/ob rimangono in gran parte inesplorati.

Lo scopo di questo studio è standardizzare un protocollo per il trapianto combinato di WAT e BAT in topi obesi BTBR e valutarne gli effetti sul ripristino della fertilità, sulla funzione renale e sui cambiamenti istologici. Un obiettivo secondario è quello di facilitare l'espansione della colonia obesa di BTBR, riducendo al contempo la perdita di topi eterozigoti (BTBR ob/+) e wild-type (BTBR +/+) nel vivaio.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sono stati approvati dai Comitati Istituzionali per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Ospedale Israelita Albert Einstein (HIAE) e registrati presso l'Istituto Ebraico di Ricerca e Istruzione, San Paolo, SP, Brasile (N°. 3309-18 e N°. 4900-21). I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

NOTA: I topi obesi BTBR (knockout genico della leptina, omozigoti, ob/ob) sono stati utilizzati come modello per T2DM, DKD e obesità. I topi obesi BTBR femmine di età compresa tra 4 e 5 settimane sono stati destinatari del trapianto di tessuto adiposo. Gli animali donatori erano femmine di topi BTBR ob/+ (eterozigoti) o +/+ (wild-type) (genotipo non confermato, ma fenotipicamente magri). Al momento del trapianto, i topi riceventi avevano un peso corporeo medio compreso tra 25 e 32 g. Tutti gli animali sono stati alloggiati in gabbie ventilate individualmente in condizioni standard, con accesso ad libitum a cibo e acqua, un ciclo luce/buio di 12 ore e controllo della temperatura ambiente. Per gabbia sono stati alloggiati un massimo di cinque animali.

1. Procedura chirurgica

  1. Sopprimere i topi donatori utilizzando un sovradosaggio di isoflurano al 100% v/v (2,5-5%), seguito da lussazione cervicale (Figura 1A).
  2. Posizionare l'animale in decubito dorsale (a pancia in su) e disinfettare il basso addome con clorexidina digluconato alcolico allo 0,5%. Praticare un'incisione addominale della linea mediana di 2-3 cm per prelevare il WAT inguinale (Figura 1B). Posizionare il tessuto asportato in una provetta da 3 ml su ghiaccio.
  3. Riposizionare l'animale in decubito ventrale (pancia in giù) e praticare un'incisione della linea mediana di 1-2 cm tra le scapole per raccogliere la BAT interscapolare (Figura 1C). Pool di tessuto adiposo da 10-14 donatori. Assicurati che il WAT totale + BAT sia pari al 10-15% del peso corporeo del ricevente.
  4. Omogeneizzare WAT e BAT separatamente utilizzando un ago da 16 G e una siringa da 3 mL (Figura 1D).
  5. Misurare il peso finale del grasso utilizzando una bilancia analitica (Figura 1E) e conservare i campioni su ghiaccio fino al trapianto.
  6. Anestetizzare i topi obesi BTBR riceventi in una camera di isoflurano al 100% v/v (induzione 2,5-5%) e mantenere l'anestesia tramite maschera facciale (1,5-2,5%). Una volta che la respirazione scende a ≤1 respiro ogni 3 s, porre l'animale in decubito ventrale (Figura 1F).
  7. Disinfettare l'area dorsale utilizzando clorexidina digluconato non alcolico al 2,0% (Figura 1G).
  8. Iniettare 100-200 μl di grasso omogeneizzato per sito utilizzando un ago da 16 G su 6-26 siti sulla superficie dorsale. Usa il forcipe per facilitare la distribuzione. Applicare una soluzione di clorexidina allo 0,5% in ciascun sito di iniezione dopo il trapianto (Figura 1H).
  9. Somministrare una dose intramuscolare di tramadolo (soluzione da 40 mg/kg; 50 mg/mL) per l'analgesia e per gli animali domestici individualmente per prevenire lesioni durante il recupero.
  10. Il giorno seguente, pulire i siti di iniezione con una soluzione di clorexidina allo 0,5% e somministrare una seconda dose di tramadolo.

figure-protocol-1
Figura 1: Schema della procedura di trapianto di grasso. (A) Eutanasia del donatore utilizzando isoflurano in una scatola chiusa. (B) Prelievo di WAT inguinale. (C) Raccolta di BAT interscapolare. (D) Omogeneizzazione dei grassi. (E) Pesatura del grasso. (F) Anestesia del ricevente. (G) Asepsi posteriore. (H) Iniezione di grasso con tecnica assistita da forcipe. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

2. Accoppiamento post-trapianto

  1. Due settimane dopo il trapianto, co-ospitare topi obesi BTBR femmina con topi maschi BTBR ob/+ (eterozigoti) per l'accoppiamento.

3. Valutazioni funzionali

  1. Misurare il peso corporeo settimanalmente utilizzando una bilancia analitica.
  2. Valutare la glicemia a digiuno utilizzando un glucometro in cinque punti temporali: settimane 4-7, 8-10, 14-16, 18-20 e 24-26.
  3. Posizionare l'animale in una gabbia metabolica con accesso all'acqua per 6 ore, per raccogliere il campione di urina.
  4. Misurare i livelli di albumina urinaria utilizzando il metodo ELISA e determinare i livelli di creatinina urinaria utilizzando il metodo colorimetrico dell'acido picrico a 6-8 settimane. Calcolare il rapporto albumina/creatinina urinaria (uACR) dividendo la concentrazione di albumina (μg) per la concentrazione di creatinina (mg).

4. Analisi morfologica

  1. Eutanasia dei topi riceventi a 24 settimane di età somministrando un sovradosaggio di isoflurano al 100% v/v (2,5-5%), seguito da lussazione cervicale per garantire la morte.
  2. Raccogli ovaie, reni e pancreas a 24 settimane di età.
  3. Porre gli organi prelevati in formalina tamponata neutra al 10% e fissare a temperatura ambiente per 24-48 ore.
  4. Dopo la fissazione, processare i tessuti utilizzando un processatore automatico di tessuti per rimuovere l'acqua e incorporarli nella paraffina per l'analisi istologica.
    1. Immergere in sequenza i tessuti nelle seguenti soluzioni di etanolo per 1 ora ciascuna: 70%, 85%, 95% (2x) e 100% (2x).
    2. Trasferire i fazzoletti in xilene fresco per 1 ora, seguito da un secondo bagno di xilene per un'altra 1 ora.
    3. Immergere i fazzoletti in cera di paraffina fusa a 6 °C per 1 ora, quindi trasferire in paraffina fresca per un'altra 1 ora.
    4. Orientare i tessuti in uno stampo riscaldato riempito con paraffina fusa e lasciare solidificare a temperatura ambiente.
    5. Tagliare quattro sezioni non consecutive di 3,5 μm di spessore da ciascun blocco utilizzando un microtomo. Far galleggiare i nastri su un bagno d'acqua a 4 °C per appiattirli, quindi montare le singole sezioni su vetrini caricati positivamente. Scolare l'acqua in eccesso e posizionare i vetrini su una piastra riscaldante a 3 °C per 60 minuti.
  5. Valutare il numero di follicoli nelle ovaie e le dimensioni delle isole pancreatiche utilizzando la colorazione con ematossilina ed eosina (H&E).
    1. Incubare i vetrini di tessuto inclusi in paraffina in un forno a 6 °C per 1 ora. Trasferire i vetrini in un contenitore con xilene fresco e incubare per 30 minuti per sciogliere la paraffina, sostituendo lo xilene con una soluzione fresca dopo 15 minuti.
    2. Immergere i vetrini in sequenza per 30 secondi ciascuno in una miscela di xilene:etanolo, 100% etanolo, 85% etanolo ed etanolo 70%.
    3. Sciacquare in acqua di rubinetto (10 s), colorare con ematossilina di Harris (30 s) e immergere in etanolo al 95% (3 s).
    4. Immergere in sequenza i vetrini in una miscela di xilene:etanolo al 70%, 85%, 100% per 30 s ciascuno.
    5. Immergere i vetrini in xilene fresco per 5 minuti, seguiti da un secondo bagno di xilene per altri 5 minuti per garantire il fissaggio delle macchie.
    6. Montare i vetrini con i vetrini coprioggetti utilizzando un mezzo di montaggio.
  6. Valutare le dimensioni glomerulari e l'espansione della matrice mesangiale utilizzando la colorazione periodica con acido-Schiff (PAS) delle sezioni renali.
    1. Incubare i vetrini a 6 °C per 1 ora e immergerli in xilene fresco per 5 minuti per deparaffinare le sezioni di tessuto.
    2. Immergere in sequenza i vetrini in etanolo al 99%, 95% e 70% per 30 s ciascuno.
    3. Sciacquare in acqua di rubinetto per 10 s.
    4. Applicare 10 gocce di acido periodico e incubare per 10 min.
    5. Sciacquare in acqua corrente per 3 minuti e asciugare.
    6. Aggiungere 10 gocce di reagente Schiff e incubare per 15 minuti in una camera buia.
    7. Sciacquare in acqua corrente per 3 minuti e asciugare.
    8. Aggiungere 10 gocce di ematossilina di Harris per controcolorare e incubare per 3 minuti.
    9. Sciacquare gli scivoli in acqua corrente per 3 minuti e asciugarli.
    10. Immergere i vetrini in sequenza in una miscela di etanolo al 70%, 85%, 100% e xilene:etanolo per 30 s ciascuno.
    11. Immergere i vetrini in xilene fresco per 5 minuti, seguiti da un secondo bagno di xilene per altri 5 minuti per fissare la macchia.
    12. Montare i vetrini con i vetrini coprioggetti utilizzando un mezzo di montaggio.
  7. Valutare l'apoptosi follicolare (caspasi-3 scissata) nelle ovaie e nei reni e il numero di podociti (cellule WT-1+) nei reni mediante immunoistochimica (IHC).
    1. Incubare i vetrini a 6 °C per 1 ora, quindi procedere con un trattamento con xilene per 30 minuti (sostituire lo xilene dopo 15 minuti).
    2. Immergere in sequenza i vetrini in etanolo al 100%, 90% e 70% e acqua (30 s ciascuno).
    3. Eseguire il recupero dell'antigene riscaldando i vetrini in tampone citrato (pH 6,0) a 95 °C per 12 minuti utilizzando un forno a microonde per smascherare i siti dell'antigene.
    4. Risciacquare in 1 tampone di lavaggio per 15 minuti, sostituendo il tampone ogni 5 minuti.
    5. Bloccare la perossidasi endogena con perossido di idrogeno per evitare la colorazione di fondo e prevenire il legame non specifico utilizzando l'albumina sierica bovina (BSA).
      NOTA: Per la colorazione con caspasi-3 scissata, bloccare l'attività della perossidasi endogena per 7 minuti e 30 secondi; per la colorazione WT-1, bloccare per 5 min.
    6. Ripetere il lavaggio come al punto 4.7.4.
    7. Applicare 10 μL di anticorpi primari contro la caspasi-3 scissa (apoptosi) e WT-1 (podociti). Incubare per una notte a °C in una camera buia e umidificata.
    8. Ripetere il lavaggio come al punto 4.7.4.
    9. Applicare 10 μL di anticorpo secondario coniugato con perossidasi di rafano (HRP) per 1,5 ore a temperatura ambiente al buio.
    10. Ripetere il lavaggio come al punto 4.7.4.
    11. Applicare 10 μL di DAB (3,3'-Diaminobenzidina) come cromogeno per visualizzare l'attività HRP, producendo un precipitato bruno.
      NOTA: Per la colorazione con caspasi-3 scissata, incubare con DAB per 1 minuto e 30 s; per la colorazione WT-1, incubare per 45 s.
    12. Ripetere il lavaggio come al punto 4.7.4.
    13. Controcolorare le sezioni con ematossilina di Harris per 30 s - 1 minuto, a seconda dell'intensità desiderata.
    14. Sciacquare in acqua di rubinetto per 1-2 minuti o fino a quando l'acqua non diventa limpida.
    15. Immergere in sequenza i vetrini in etanolo al 70%, 85%, 95% e 100% (30 s ciascuno) e in una miscela xilene:etanolo (30 s).
    16. Mettere i vetrini in una soluzione di xilene fresco per 5 minuti e trasferirli in un secondo bagno di xilene per altri 5 minuti.
    17. Montare i vetrini con i vetrini coprioggetti utilizzando un mezzo di montaggio.
  8. Analizza le sezioni colorate utilizzando un microscopio a luce invertita con ingrandimento 40x. Utilizza un software di analisi automatizzata delle immagini per selezionare le regioni di interesse (ROI) per ciascun organo.
    1. Ovaie (H&E): Conta e classifica i tipi di follicolo per sezione.
    2. Pancreas (H&E): Seleziona le isole utilizzando lo strumento ROI per tracciare manualmente il contorno di ciascuna isola pancreatica. Una volta definito il ROI, il software calcolerà automaticamente l'area in micrometri quadrati (μm2).
    3. Rene (H&E): Quantifica l'area glomerulare selezionando lo strumento ROI per tracciare manualmente il bordo esterno di ciascun ciuffo glomerulare. Utilizzare la funzione Misura area per ottenere la sua area in μm2. Dopo il tracciamento, il software calcolerà automaticamente l'area in μm2.
    4. Reni (PAS)
      1. Per quantificare la matrice mesangiale, utilizzare lo strumento Soglia per identificare e selezionare le regioni PAS-positive (magenta/rosa) all'interno del glomerulo. Regola le soglie di colore e intensità secondo necessità per selezionare con precisione le aree macchiate PAS, utilizzando la finestra di anteprima per perfezionare la selezione. Definisci la regione PAS selezionata come ROI. Dopo il tracciamento, il software calcolerà automaticamente l'area in μm2.
      2. Normalizzare l'espansione della matrice mesangiale calcolando la percentuale di area PAS-positiva rispetto all'area glomerulare totale.
    5. Ovaie e reni (IHC per caspasi scissa-3)
      1. Selezionare le ROI corrispondenti alle strutture follicolari o glomerulari. Applicare una maschera colore per identificare la colorazione DAB-positiva (marrone) regolando le soglie di tonalità, saturazione e intensità. Utilizzare la funzione di anteprima per garantire una selezione accurata del segnale DAB e perfezionare le impostazioni di soglia per escludere la controcolorazione dell'ematossilina (blu) e lo sfondo non specifico.
      2. Una volta definita la soglia desiderata, impostare la selezione come ROI e misurare l'area positiva per il DAB (μm2). Calcola la percentuale di area macchiata dividendo l'area DAB-positiva per l'area ROI totale e moltiplicando per 100.
    6. Reni (IHC per WT-1+): Contare i nuclei colorati di marrone per glomerulo per stimare il numero di podociti.
      NOTA: La conta dei follicoli per sezione (media ± DS) era: BTBR obeso (7,7 ± 3,11), Trapiantato (5,8 ± 3,24), BTBR magro (4,6 ± 5,62). La conta delle isole per sezione (media ± SD) era: BTBR obeso (18,3 ± 8,42), Trapiantato (9,7 ± 5,45), BTBR magro (6,8 ± 1,72). Valutare 30 glomeruli per animale per la misurazione dell'area glomerulare e dell'espansione della matrice mesangiale. I dati sono stati espressi come media ± deviazione standard (SD) o errore standard della media (SEM), a seconda dei casi. La normalità è stata valutata utilizzando il test di Shapiro-Wilk. L'ANOVA unidirezionale con il test post hoc di Tukey è stata applicata per confronti tra gruppi normalmente distribuiti. Le misure ripetute sono state analizzate utilizzando ANOVA a due vie o modelli a effetti misti, con correzione Geisser-Greenhouse ove necessario. Per i dati non distribuiti normalmente, è stato utilizzato il test di Kruskal-Wallis con i confronti multipli di Sidak. Eseguire tutte le analisi utilizzando un software statistico appropriato, con significatività statistica impostata a p < 0,05 (vedi Tabella dei materiali per i dettagli).

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Risultati

Quantità di grasso trapiantato ed efficacia del protocollo
Dopo la standardizzazione del protocollo, sono stati valutati due volumi di trapianto di grasso (5-9,9% e 10-15% rispetto al peso corporeo del donatore) per l'efficacia, definita come il raggiungimento di almeno una gravidanza che ha portato a una prole vitale. Il gruppo 5-9,9% ha mostrato un tasso di successo del 23,8%, mentre il gruppo 10-15% ha raggiunto il 52,2%, corrispondente a un aumento di 2,2 volte de...

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Discussione

Questo studio dimostra che il trapianto combinato di WAT e BAT è un approccio terapeutico efficace per controllare l'iperglicemia, prevenire l'aumento di peso corporeo e l'ipertrofia delle cellule insulari, ripristinare la subfertilità femminile e migliorare la funzione renale riducendo l'apoptosi e preservando il numero di podociti in un modello preclinico di T2DM, DKD e obesità.

Sebbene studi precedenti abbiano studiato la WAT e il trapianto di BAT come stra...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Ringraziamo le équipe tecniche del Centro di Formazione Sperimentale e Chirurgica (CETEC) e dell'Istituto Ebraico di Ricerca e Istruzione (IIEP) per il loro sostegno. Questo lavoro è stato sostenuto da una borsa di ricerca master da CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior/Coordination for the Improvement of Higher Education Personnel) a S.B, una borsa di ricerca per dottorato diretto da CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior/Coordination for the Improvement of Higher Education Personnel) a M.L.F, una borsa di ricerca per master da parte di FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation; n. 2024/08173-6) a M.O.M., e una borsa di studio per l'iniziazione scientifica da parte di FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation; n. 2019/12636-3) a M.T.A.B-R. Questo lavoro è stato sostenuto anche da sovvenzioni della FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation; n. 2017/23195-2 e n. 2021/02216-7) e dell'EFSD (European Foundation for the Study of Diabetes) a É.B.R. Gli autori dichiarano di non aver utilizzato il lavoro generato dall'Intelligenza Artificiale (AI) in questo manoscritto.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Soluzione alcolica di clorexidina digluconato allo 0,5%Rioquí MicaSKU 1068253
Ago calibro 16Becton DickinsonSKU 305198
Soluzione di digluconato di clorexidina non alcolica al 2,0%Rioquí MicaSKU 1113045
Siringa da 3 mLBecton DickinsonSKU 309657
Strisce Accu-Check e ndash; PerformaRocheEAN 4015630981960
Alcian Blue PAS KitEasyPathSKU EP-11-20019
Albumina Sirica Bovina (BSA)Sigma-AldrichA4612
Software CellSensOlympusCELLSENS
Citrato Buffer pH 6.0: Acido citrico monoidrato + Idrossido di sodioSigma-AldrichC1909 + 28-3010
Anticorpo della Caspasi-3 tagliataTecnologia di segnalazione cellulare9661
Analizzatore Cobas C 111Roche4528778001
Creatinina KLabtest96-300
EnVision FLEX DAB+ ChromogenAgilent-DakoK3468
Reagente di rilevamento EnVision FLEX /HRPAgilent-DakoSM802
Reagente Envision FLEX che blocca la perossidasiAgilent-DakoSM801
Buffer Substrato EnVision FLEXAgilent-DakoSM803
EnVision FLEX era buffer 20xAgilent-DakoK800721-2
EosinaAgilent-DakoCS701
Lettore di microplacche GloMax DiscoverPromegaGM3000
Glucometro Accu-Check - PerformaRocheEAN 4015630980512
Software GraphPad Prism 8 (software statistico)GraphPad di Dotmatics-
100% v/v Isoforina (Isoflurano)Cristá Lia-
EmatossilinaAgilent-DakoCS700
Microscopio della luce IX51OlympusIX51
Gabbia metabolica per topo singoloTecniplast3600M021
Mezzo di montaggio - EntellanSigma-Aldrich100869
Kit ELISA per albumina topoAbcamAb207620
Ceppo di topo: BTBR. Cg-Lepob/WiscJJAX Laboratories4824
Periodic Acid Schiff (PAS) KitEasyPathEP-11-20014
RM255 MicrotomoLeica Biosystems14050237960
Processore di tessuti TP1020Leica BiosystemsTP-1020
Tramadolo 50 mg/mLGrü Nenthal4022444
Anticorpo WT-1Santa CruzSC-192

Riferimenti

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