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Articolo metodologico

Indagine sulla lesione ricorrente dell'ictus ischemico in un modello di occlusione dell'arteria cerebrale media secondaria nel topo

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DOI:

10.3791/68806

⸱

16 settembre 2025

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of California, Davis, 2Department of Nutrition, China Medical University, 3Division of Neurosurgery, Department of Surgery, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University, 4Institute of Toxicology, College of Medicine, National Taiwan University, 5Department of Medical Research, China Medical University Hospital, China Medical University, 6Department of Pediatrics, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University

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Sommario

Qui, presentiamo un metodo per l'occlusione secondaria dell'arteria cerebrale media nei topi per studiare la progressione dell'ictus ischemico ricorrente. Vengono descritte le procedure chirurgiche, le cure postoperatorie, le alterazioni patologiche neuronali e il tasso di sopravvivenza.

Abstract

L'ictus è la seconda causa globale di mortalità e disabilità, con ictus ricorrenti che contribuiscono in modo significativo a esiti scadenti e aumento del carico neurologico. Nonostante i progressi nella gestione clinica dell'ictus acuto, i modelli sperimentali per l'ictus ischemico ricorrente rimangono limitati a causa della complessità procedurale e degli alti tassi di mortalità. In questo studio, abbiamo mirato a stabilire un ictus ischemico ricorrente in un modello murino e a valutare i cambiamenti patologici cerebrali e i deficit funzionali utilizzando un protocollo di occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) a due stadi. I topi maschi adulti C57BL/6J sono stati sottoposti a MCAO transitorio sotto monitoraggio del flusso sanguigno Laser Doppler. Un MCAO secondario è stato eseguito 14 giorni dopo l'intervento chirurgico iniziale per simulare la recidiva dell'ictus. Le valutazioni postoperatorie includevano l'analisi dell'attività locomotoria, il punteggio dei deficit neurocomportamentali utilizzando un sistema di punteggio a sei punti, i marcatori infiammatori tra cui il fattore inducibile dall'ipossia-1α (HIF-1α) e il fattore di necrosi tumorale-α (TNF-α) e la valutazione istopatologica utilizzando la colorazione con ematossilina ed eosina (H&E). Dopo somministrazione ricorrente di MCAO, i topi hanno mostrato un'attività locomotoria significativamente ridotta, una diminuzione della velocità di movimento e una diminuzione dei punteggi neurocomportamentali, nonché un aumento dei marcatori infiammatori, rispetto ai gruppi di controllo. Il rilevamento istopatologico ha rivelato necrosi delle cellule neuronali da moderata a grave, vacuolizzazione dei neuropi ed emorragia localizzata nella corteccia e nell'ippocampo di topi MCAO ricorrenti. I marcatori infiammatori sono stati indotti anche in questa procedura MCAO ricorrente. Questo modello murino MCAO a due stadi presenta, per la prima volta, un metodo che simula efficacemente l'ictus ischemico ricorrente con esiti neurologici e patologici coerenti e migliora la sopravvivenza postoperatoria. Questo modello potrebbe fornire una piattaforma affidabile per studi meccanicistici e potrebbe essere applicato nella valutazione futura di terapie neuroprotettive per l'ictus ricorrente.

Introduzione

L'ictus rimane una delle principali cause di morte e disabilità a lungo termine in tutto il mondo, ponendo un notevole onere clinico e socioeconomico. Più di 30 milioni di persone in tutto il mondo sono colpite da ictus e dalle sue conseguenze, tra cui la perdita di mobilità, il deterioramento cognitivo e l'aumento del rischio di malattie vascolari 1,2. Nonostante i progressi nel trattamento acuto come la trombolisi e la trombectomia endovascolare, molti sopravvissuti rimangono ad alto rischio di recidiva dell'ictus, che è associata a prognosi peggiore, maggiore disabilità e aumento dei tassi di mortalità. Gli ictus ricorrenti si verificano in circa il 10-20% dei pazienti entro 90 giorni da un evento primario, con il rischio più elevato durante un periodo di attacco ischemico transitorio o ictus minore3. Ancora più importante, l'ictus ricorrente colpisce spesso i territori vascolari e provoca un infarto più esteso e lesioni gravi, come compromissione emodinamica cerebrale4, disregolazione immunitaria acuta e cronica e necrosi neuronale sottocorticale5, suggerendo che il cervello può diventare più vulnerabile e causare più complicazioni a seguito di un insulto ischemico iniziale.

Alcuni studi recenti hanno eseguito modelli di ictus ischemico o emorragico in animali da esperimento e hanno rivelato modelli di lesione specifici per regione, risposte neurovascolari interrotte e diversi meccanismi di riparazione endogena per adattarsi alle condizioni cliniche umane 6,7. Tuttavia, i modelli di ricerca sull'ictus ricorrente rimangono meno consolidati a causa delle loro procedure complicate e dell'alto tasso di mortalità. Alcuni studi precedenti hanno stabilito un modello murino fototrombotico, che è emerso come uno strumento prezioso per lo studio dell'ictus ischemico ricorrente 8,9,10. Hanno dimostrato l'esacerbazione del danno neuronale, la risposta infiammatoria prolungata e il declino cognitivo nei topi con ictus ricorrente e hanno esplorato i meccanismi sottostanti, tra cui la demenza multi-infartuale e il priming infiammatorio 8,9,10.

Un altro studio ha mostrato un nuovo modello murino invecchiato di emorragia intracerebrale ricorrente nello striato bilaterale, che è stato iniettato con collagenasi due volte, con conseguente ritardo nel recupero della funzione locomotoria e ha causato perdita cognitiva e danno neurologico nei topi ricorrenti11. Vale la pena notare che i modelli murini di ictus fototrombotico ed emorragico inducono frequentemente lesioni in regioni anatomiche distinte durante l'ictus ricorrente, riflettendo differenze metodologiche intrinseche. Tali variazioni generano modelli eterogenei di danno neuronale, interrompono le dinamiche microcircolatorie ed esercitano effetti divergenti sulle risposte immunitarie periferiche 11,12. Al contrario, il modello MCAO, ampiamente considerato come il paradigma più rappresentativo dell'ictus ischemico per i roditori, offre il vantaggio della stabilità procedurale e consente un controllo preciso sia sul sito che sulla durata dell'occlusione cerebrale. Tuttavia, la MCAO e la MCAO ricorrente hanno anche dimostrato un rischio sostanzialmente elevato di mortalità 13,14, il che impone limitazioni significative alla loro più ampia applicabilità nella ricerca sperimentale. In questo studio, abbiamo mirato a stabilire un modello murino MCAO a due stadi stabile e riproducibile che imita l'ictus ricorrente. Sono state valutate le lesioni neuronali associate, le menomazioni funzionali e i cambiamenti istopatologici. Questo modello ha anche dimostrato un tasso di sopravvivenza stabile, suggerendo la sua applicabilità per future ricerche sulla fisiopatologia dell'ictus ricorrente e sulle strategie terapeutiche neuroprotettive.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati esaminati e approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) dell'Università Nazionale di Taiwan (Piano di Studio ID20230335) e sono stati condotti seguendo le linee guida etiche stabilite per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.

1. Preparazione degli animali

  1. Ospita topi maschi C57BL/6J di 8 settimane del peso di 20-25 g in condizioni ambientali controllate a 22 ± 1 °C con un'umidità relativa del 55% e un ciclo di luce e 12 ore di buio. Fornire cure umane con accesso gratuito al cibo e all'acqua distillata.
  2. Assegna in modo casuale 28 topi maschi in tre gruppi: sham (n = 8), MCAO (n = 10) e MCAO ricorrente (n = 10). Animali in quarantena per 2 settimane (−d14); eseguire l'acclimatazione, la pesatura e il raggruppamento a −d7; amministrare MCAO a d0; condurre test comportamentali a D0, D2, D14 e D16; ed eseguire interventi chirurgici MCAO ricorrenti a d14.

2. Prima somministrazione chirurgica di MCAO

  1. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici in autoclave, pesare ciascun topo, somministrare carprofene per via orale a 5 mg/kg 1 ora prima dell'incisione iniziale e indurre l'anestesia con isoflurano al 3% in un gas miscelato con ossigeno.
  2. Monitorare la frequenza respiratoria (100-120 respiri/min, BPM) e valutare la profondità dell'anestesia controllando la palpebra e il riflesso di deglutizione. Posizionare il soggetto su una piastra riscaldante elettronica per mantenere la temperatura corporea a 37 °C.
  3. Radere la schiena e il collo vicino alla testa e rimuovere il pelo e i detriti dei topi usando un aspirapolvere. Applicare un unguento oftalmico, strofinare la pelle e disinfettare con procedure asettiche per la chirurgia di sopravvivenza dei roditori.
  4. Usa le forbici e le pinze cutanee per praticare l'incisione iniziale di 0,5 cm tra le orecchie per esporre il lato sinistro della linea di fusione centrale e la parte posteriore alla bregma sul cranio. Rimuovere il tessuto molle sulla parte superiore del cranio usando una pinza.
  5. Centrare l'adattatore Laser Doppler nel cervello del topo e fissarlo con colla per tessuti in una posizione di 3 mm lateralmente a sinistra e 2 mm caudale rispetto al bregma, assicurandosi che il bordo dell'adattatore sia pretagliato per adattarsi alla base del cranio, quindi fissare il cappuccio Laser Doppler con adesivo per consentire il monitoraggio continuo del flusso sanguigno.
    NOTA: In questa fase, fissare saldamente il cappuccio Laser Doppler sulla bregma utilizzando la colla per tessuti, posizionandolo all'intersezione delle suture coronale e sagittale sulla linea mediana superiore della calvaria per garantire un monitoraggio stabile del flusso sanguigno cerebrale.
  6. Quando si è sicuri dell'area sezionata, estrarre la colla per tessuti utilizzando la micropipetta e applicare la colla attorno alla base dell'adattatore.
  7. Preparare il cemento dentale e applicarne una quantità sufficiente a circondare la cappetta Doppler per garantirne la stabilità durante tutta la procedura.
  8. Ruotare l'animale in posizione supina e praticare un'incisione cutanea di 1 cm dall'ingresso toracico verso il mento lungo la linea mediana del collo.
  9. Continuare con la dissezione smussata per separare il ventre posteriore dei muscoli digastrico, sternoioide e sternomastoideo, seguita dall'uso di divaricatori per allontanare delicatamente i muscoli per esporre le arterie carotidi comuni (CCA), esterne (ECA) e interne (ICA) e posizionare una sezione di seta 6-0 attorno al CCA.
    NOTA: In questa fase, le ghiandole salivari devono essere rivolte verso l'alto per facilitare l'isolamento della biforcazione del CCA e dell'ECA. L'ICA si trova al di sopra del CCA. La dissezione smussata con pinze cutanee viene utilizzata per prevenire la rottura vascolare e isolare i tessuti molli e i nervi circostanti.
  10. Individuare un piccolo ramo (arteria tiroidea superiore, STA) che sporge dall'ECA. Usa il cauterizzatore bipolare per bruciare questo piccolo ramo. Procedere a tagliare il recipiente bruciato; ciò isolerà ulteriormente la Corte dei conti europea.
    NOTA: STA è tipicamente il primo ramo dell'ECA che emerge al di sotto del livello del corno maggiore dell'osso ioide. Per evitare lesioni, utilizzare un cauterizzatore bipolare per bruciare il ramo del vaso per ottenere l'emostasi.
  11. Posizionare due sezioni di sutura di seta 6-0 attorno all'ECA. Fai un nodo permanente sul lato distale dell'ECA e un nodo sciolto nel sito della biforcazione.
  12. Posizionare la sonda dell'ago Laser Doppler nell'adattatore della sonda sul cranio. Assicurarsi che il software di acquisizione mostri un valore di lettura del flusso sanguigno cerebrale (CBF). Registrare la lettura di base.
    NOTA: La misura standardizzata del CBF ottenuta con Laser Doppler è stata presentata come unità di perfusione (PU), con valori basali tipicamente calibrati nell'intervallo da 350 a 450. Se si osservano valori ridotti dell'unità di perfusione (PU), regolare la posizione dell'adattatore della sonda Laser Doppler nel mouse per garantire una misurazione accurata (vedere il passaggio 2.5).
  13. Clamp l'ICA usando il morsetto del vaso microvascolare e utilizzare la sezione di seta 6-0 attorno al CCA per fare un nodo scorsoio per legare temporaneamente il CCA.
    NOTA: In questa fase, viene rilevata una riduzione del CBF sul monitor Laser Doppler.
  14. Preparare il monofilamento di nylon rivestito in gomma siliconica. Segnare il filamento con il pennarello d'argento a 9-10 mm dalla punta della testina in silicone e utilizzare le forbici microchirurgiche per praticare una piccola incisione tra la sutura stretta e la sutura allentata sull'ECA.
    NOTA: Il sangue residuo nel sito di incisione deve essere pulito e risciacquato con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) per preservare l'integrità vascolare.
  15. Inserire con cautela il filamento (prima la testa in silicone) nell'ECA attraverso la piccola incisione.
    NOTA: Questa fase di inserimento del filamento è omessa negli animali fittizi.
  16. Quando circa la metà della testina in silicone è stata inserita, stringere leggermente la sutura sciolta attorno all'arteria e al filamento e rimuovere il morsetto sull'ICA.
  17. Tagliare l'ECA sotto il primo nodo stretto, ruotare con cautela il recipiente ECA e il filamento verso il basso (in senso antiorario) in modo che la testina in silicone sia rivolta verso l'alto e spingere la punta del filamento verso l'alto verso l'ICA.
    NOTA: Questo passaggio è fondamentale e deve essere eseguito lentamente in senso antiorario per ridurre al minimo l'interruzione vascolare e ridurre il rischio di aggrovigliamento o rottura.
  18. Una volta che l'intera parte in silicone è nel vaso sanguigno, stringere leggermente la sutura di tenuta, allentare il nodo scorsoio sul CCA e continuare a spingere il filamento verso l'interno, utilizzando la marcatura argentata sul filamento per la guida della posizione.
  19. Monitorare continuamente il software Laser Doppler e, quando la resistenza impedisce l'ulteriore avanzamento del filamento con una forza appropriata mentre si osserva un forte calo del CBF, terminare l'inserimento nell'arteria cerebrale media distale.
    NOTA: La riduzione del CBF a meno del 30% della condizione preischemica è una procedura standard nota come metodo di Longa15.
  20. Mantenere il filamento all'interno dell'MCA per 40 minuti per indurre una lesione ischemica cerebrale.
  21. Rimuovere il filamento dopo il periodo ischemico designato di 40 minuti per ristabilire il CBF, applicare la colla tissutale per ottenere l'emostasi, registrare la corrispondente misurazione CBF ripristinata, staccare tutti i divaricatori e rimuovere l'adattatore montato sul cranio.
  22. Chiudere l'incisione cutanea vicino al vaso con una clip per ferite, mantenere un monitoraggio continuo della temperatura corporea a 37 °C e valutare la frequenza respiratoria. Dopo aver confermato la stabilità della pressione sanguigna e della respirazione entro 160-200 BPM, interrompere l'anestesia e consentire il recupero.

3. Seconda amministrazione MCAO

  1. Rimuovere le clip della ferita 14 giorni dopo l'intervento chirurgico MCAO iniziale, quindi ripetere i passaggi da 2.1 a 2.9 per completare la preparazione del cranio, fissare il posizionamento della sonda Laser Doppler ed esporre il CCA.
  2. Isolare il CCA dal tessuto circostante e posizionare tre segmenti di sutura di seta 6-0 attorno al CCA.
  3. Posizionare la sonda Laser Doppler nell'adattatore e registrare la CBF di base.
  4. Fai un nodo scorsoio sul lato distale del CCA, un nodo permanente all'estremità prossimale e un nodo sciolto in mezzo.
  5. Preparare il nylon rivestito in gomma siliconica del filamento di occlusione per la somministrazione MCAO secondo il passaggio 2.14 descritto.
  6. Fai una piccola incisione sul CCA vicino al permanente e inserisci il filamento nel CCA.
    NOTA: Anche il sangue residuo nel sito di incisione deve essere pulito e risciacquato con PBS per preservare l'integrità vascolare. Questo è molto importante.
  7. Stringere leggermente il nodo sciolto e rilasciare il nodo scorsoio. Far avanzare il filamento nell'ICA fino a quando il filamento non è sottoposto a una forza appropriata e viene rilevata una marcata riduzione del CBF.
    NOTA: Anche la riduzione del CBF a meno del 30% della condizione preischemica è considerata una procedura standard.
  8. Mantenere il filamento in posizione per 40 minuti per indurre una lesione ischemica, come specificato al punto 2.20.
  9. Al termine dell'intervallo ischemico designato, ritirare il filamento e chiudere l'incisione cutanea seguendo le procedure descritte nei passaggi 2.21 e 2.22 dell'intervento chirurgico MCAO iniziale.

4. Assistenza post-operatoria

  1. Somministrare soluzione fisiologica calda per via sottocutanea a 10 mL·kg-1·die-1 due volte al giorno per 3 giorni consecutivi per prevenire la disidratazione dopo l'intervento chirurgico MCAO. Applicare una soluzione di iodio povidone al 10% sul sito chirurgico e somministrare amoxicillina (10 mg/kg) per prevenire l'infezione. Somministrare carprofene per via orale (5 mg/kg) per 3 giorni per alleviare lo stress postoperatorio e facilitare il recupero sotto controllo veterinario dopo la prima e la seconda procedura MCAO.
  2. Condurre valutazioni quotidiane dello stato di salute dei topi. Registra i cambiamenti nell'aspetto, nonché il consumo di cibo e acqua durante la prima e la seconda procedura.

5. Attività locomotoria animale e valutazione del danno neurobiologico

  1. Valuta l'attività locomotoria valutando la traiettoria del movimento, la distanza e la velocità. Posiziona i mouse all'interno di scatole di prova (10 x 20 x 15 cm) e configuralo in condizioni di bassa luminosità.
  2. Abituare il mouse all'ambiente di test attraverso un periodo di stabilizzazione di 30 minuti, seguito da una valutazione formale di 10 minuti. Registra e analizza tutti i parametri, tra cui la distanza percorsa (cm), la velocità (cm/s), la durata del movimento (s), la durata totale in zona (s), la latenza della prima occorrenza (s) e i gradi di direzione (tempi) per determinare l'attività locomotoria.
  3. Valutare il danno neurobiologico utilizzando un sistema di punteggio della funzione motoria modificato (0-6 punti)16 e facendo riferimento ai punteggi mNSS (in parte della valutazione della funzione motoria, 6 punti)17.
  4. Definire i livelli di lesione come segue: punteggio 0 per assenza di deficit neurologico, punteggio 1 per la flessione degli arti anteriori che interessa il polso o la spalla, punteggio 2 per la flessione degli arti anteriori accompagnata da ridotta resistenza alla spinta laterale, punteggio 3 per il cerchio unidirezionale verso il lato deficit, punteggio 4 per la rotazione longitudinale verso il lato deficit, punteggio 5 per la rotazione longitudinale accompagnata da attività convulsiva, e punteggio 6 per la completa perdita di movimento.

6. Protocollo di colorazione con ematossilina ed eosina

  1. Fissare il tessuto cerebrale MCAO e MCAO ricorrente in un tampone di formaldeide al 10% e sezionare il campione in quattro parti uguali utilizzando un'affettatrice cerebrale coronale di topo da 1 mm. Elaborare la terza porzione anteriore per la valutazione patologica.
  2. Eseguire la reidratazione dei campioni inclusi in paraffina: xilene per 10 minuti, etanolo al 95% per 10 minuti, etanolo al 75% per 10 minuti, etanolo al 50% per 10 minuti, acqua distillata (ddH2O) per 10 minuti e PBS per 10 minuti.
  3. Colorare i campioni: colorazione con ematossilina per 45 s e risciacquo in ddH2O caldo a 30 °C per 1 min; colorazione eosina per 30 s e a freddo ddH2O per 45 s.
  4. Disidratare ed essiccare i campioni in etanolo al 75%, 95%, 100% e xilene per 45 s ciascuno e asciugare all'aria per 60 s.
  5. Montare i vetrini e conservarli in una camera buia.
  6. Valutare la gravità della lesione secondo un criterio stabilito su una scala a cinque punti: 1 = minimo (<1%); 2 = lieve (1-25%); 3 = moderato (26-50%); 4 = da moderato a grave (51-75%); 5 = grave (76-100%). Condurre un esame patologico del tessuto cerebrale sotto valutazione in cieco da parte di un patologo veterinario.

7. Protocollo di Western blotting

  1. Omogeneizzare i tessuti cerebrali di MCAO e topi ricorrenti in tampone RIPA integrato con proteasi e inibitore della fosfatasi (fluoruro di sodio 30 mM, ortovanadato di sodio 30 mM e pirofosfato di sodio 30 mM).
  2. Centrifugare i lisati a 10.000 x g e raccogliere il surnatante. Quantificare la concentrazione proteica del surnatante utilizzando un test dell'acido bicinconnico (BCA).
  3. Eseguire il western blotting come descritto in precedenza18: caricare 20 μg di proteina totale denaturata, preparata facendo bollire in acqua bollente a 100 °C, in gel di sodio dodecil solfato-poliacrilammide all'8-12% (SDS-PAGE).
  4. Trasferire a 100 V per 90 minuti per separare le proteine sulle membrane in PVDF nella cella frigorifera e bloccare le membrane con albumina sierica bovina al 3% per 60 minuti.
  5. Incubare per una notte a 4 °C con il fattore di necrosi tumorale alfa (TNF-α, diluizioni 1:1000), la gliceraldeide-3-fosfato deidrogenasi (GAPDH, diluizioni 1:2.000) e il fattore 1 alfa inducibile dall'ipossia (HIF-1α, diluizioni 1:1.000). Incubare le membrane con anticorpi secondari appropriati per 1 ora.
  6. Rileva l'espressione proteica utilizzando un kit di substrato di chemiluminescenza (ECL) potenziato e visualizza con un sistema di fotoimaging digitale.

8. Analisi statistica

  1. Presenta i dati come media ± errore standard della media (SEM) ed esegui analisi statistiche utilizzando l'analisi della varianza a una via (ANOVA), seguita dal test post hoc di Tukey per determinare le differenze tra più gruppi. Interpretare i risultati come statisticamente significativi quando p < 0,05.

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Risultati

Valutazione dell'attività locomotoria e del danno neuronale in topi MCAO di primo e ricorrente
Nelle prime procedure MCAO, un monofilamento di nylon rivestito in gomma siliconica è stato inserito dall'ECA, dall'ICA all'MCA per 40 minuti. Il flusso sanguigno cerebrale (CBF) potrebbe essere rilevato per diminuire vistosamente (cali <30% della linea di base) dall'apparecchiatura Laser Doppler, quando il filamento rimaneva nell'area MCA. In questa procedura, tutti i topi ...

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Discussione

L'ictus rimane la seconda causa di mortalità e disabilità in tutto il mondo, con un alto rischio di ictus ricorrente. Attualmente, nonostante i progressi nello sviluppo della tecnologia e delle strategie mediche, la prevenzione dell'ictus e della sua recidiva rimane insufficiente per il miglioramento. Negli ultimi decenni, vari modelli di studio dell'ictus sono stati ampiamente utilizzati nell'indagine di ricerca sulle lesioni e sui meccanismi dell'ictus ischemico. Tra questi, il metodo ...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato tecnicamente dai team del National Laboratory Animal Center e sostenuto finanziariamente da sovvenzioni della National Taiwan University Hospital Foundation, Taiwan (112-S0074), del China Medical University Hospital, Taiwan (CMU113-S-06) e del National Science and Technology Council, Taipei, Taiwan (112-2314-B-002 -219).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Sutura di seta 6-0  Shin-Teh Inc. TW.ST1N-ST6
Tagliatore coronale del cervello del topo da 1 mmThermo Fisher Scientific Inc., USAV11335
Tagliapeli di animaliPIÙ URBANA. Inc. TWMB033
Tagliatore cerebrale coronale del topoStrumento Zivic. Inc USA & nbsp;BSMAS001-1
Sistema di foto-immagine digitaleAzure Biosystem, Inc., Dublino, CA, USAAzure -300
Cauterizzatore bipolare elettronicoIndiamartAARON 940
Piastra termica elettronicaReptizooAHM23
Pomata per gli occhiCura Veterinaria di Lodi. NOI17033-21-38
Rivelatore Doppler laserStrumenti di torbiere UK e nbsp;moorVMS-LDF1-HP
Adattatore sonda Doppler laserThermo Fisher Scientific Inc.05-700-76
Rilevatore di attività locomotoria Orchid scientific Inc.Tutto software di tracciamento labirinto.
(Tutti i Labirinti)Orchid scientific Inc.Trackezi. Ver 7.39
Pinza microvascolare per i vasiShin-Teh Inc. TW.ST-M104
Forbici microchirurgiche per vasiShin-Teh Inc. TW.ST-V108
Monitor della frequenza respiratoriaSDR scientific Ltd. USASAR-830/AP
Nylon monofilamento rivestito di silicone rivestito in gommaFisher scientificoNC1773962
Pinza cutaneaShin-Teh Inc. TW.ST-H212
Forbici per pelleShin-Teh Inc. TW.ST-S014PK
Cotton Swab sterileVincitore Medico401 003
Sistema di trasferimentoSistema semi-secco. Laboratorio Bio-rad, USA)1703940
Sostanze chimiche
10% povidone e ndash; Soluzione di iodioYoshida Pharmaceutical Co., Ltd JAPPVP– I  10%
Soluzione al 75% di etanolo  Sigma-Aldrich. USA111727
AmoxicillinaSigma-Aldrich, USA & nbsp;A5955
Albumina sierica bovinaSigma-Aldrich, USA.A2153
CarprofenPlexx Inc. Regno UnitoMD150-2
Anticorpo GAPDHSanta Cruz Biotechnology, CA, USASC-32233
H& Soluzione EBioPioneer Tech. CO. TWG1005
Anticorpo alfa fattore 1 indotta da ipossiaTecnologia di Segnalazione Cellulare, MA, USA#36169
Isoflurano (anestetico)Scienze della VitaR510-22-10
Soluzione salina normale sterileNova-Tech Inc. USA1760RX
fattore di necrosi tumorale alfaTecnologia di Segnalazione Cellulare, MA, USA#3707

Riferimenti

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Formal Correction: Erratum: Investigating Ischemic Stroke Recurrent Injury in a Secondary Middle Cerebral Artery Occlusion Model in Mouse
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

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