Articolo metodologico

Studio comparativo sul contenuto di polisaccaridi e sulle attività antiossidanti di Hippophae rhamnoides subsp. sinensis e Hippophae gyantsensis

DOI:

10.3791/68855

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15 agosto 2025

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1State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

In questo articolo

Sommario

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Questo studio ha confrontato il contenuto di polisaccaridi di Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi e Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian ottenuti mediante estrazione con acqua calda e quantificati mediante colorimetria con acido fenolo-solforico. Abbiamo anche studiato in vitro le attività antiossidanti dei polisaccaridi di queste due specie di Hippophae attraverso esperimenti di scavenging dei radicali liberi con 2,2-difenil-1-pirilidrazile.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro riporta uno studio comparativo ben progettato e approfondito sulle rese, i contenuti e le attività antiossidanti dei polisaccaridi di due specie di Hippophae di grande valore di ricerca, vale a dire, Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi e Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian. I polisaccaridi totali di H. rhamnoides subsp. sinensis e H. gyantsensis sono stati ottenuti attraverso l'estrazione con acqua calda. Le rese sono state confrontate e il contenuto di polisaccaridi è stato determinato con precisione attraverso la colorimetria dell'acido fenolo-solforico e confrontato. Nel frattempo, l'attività antiossidante dei polisaccaridi è stata valutata attraverso lo scavenging dei radicali liberi del 2,2-difenil-1-pirilidrazil (DPPH). I risultati hanno mostrato che la resa polisaccaridica (percentuale di estratto grezzo rispetto alla materia prima) di H. rhamnoides subsp. sinensis (1,18% ± 0,02%) era significativamente inferiore a quella di H. gyantsensis (3,12% ± 0,06%) (P < 0,01). Il contenuto di polisaccaridi (definiti come polisaccaridi puri nell'estratto) di H. rhamnoides subsp. sinensis (352,97±1,07 mg/g) era significativamente superiore a quello di H. gyantsensis (300,21 ± 1,49 mg/g) (P < 0,01). La concentrazione semi-inibitoria dell'attività di eliminazione dei radicali liberi DPPH dei polisaccaridi di H. rhamnoides subsp. sinensis (0,026 ± 0,004 mg/mL) era leggermente inferiore a quella dei polisaccaridi di H. gyantsensis (0,021 ± 0,004 mg/mL). Tuttavia, non è stata riscontrata alcuna differenza significativa tra le due specie di Hippophae (P > 0,05). Questo esperimento ha chiarito le differenze nella resa, nel contenuto e nell'attività antiossidante dei polisaccaridi tra H. rhamnoides subsp. sinensis e H. gyantsensis. Questo lavoro può fornire una base scientifica per la valutazione della qualità dell'olivello spinoso e l'ulteriore sviluppo di componenti attivi polisaccaridici.

Introduzione

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L'olivello spinoso è il frutto maturo essiccato delle piante della famiglia delle Elaeagnaceae. È un materiale medicinale e commestibile comunemente usato in Cina, nonché un'importante fonte di integratori alimentari e prodotti per la cura della salute in India, Russia, Finlandia e altri paesi europei grazie alle sue proprietà di rinvigorire la milza per aiutare la digestione, alleviare la tosse ed espellere il catarro, favorire la circolazione sanguigna e dissipare la stasi del sangue1. L'olivello spinoso contiene una ricca gamma di componenti bioattivi, come flavonoidi, composti fenolici, polisaccaridi, glicosidi e acidi organici, e ha una lunga storia di applicazioni nella medicina tradizionale cinese 2,3. In generale, i flavonoidi sono considerati i composti bioattivi più importanti dell'olivello spinoso. Tuttavia, è stato recentemente riconosciuto che i polisaccaridi possiedono anche eccellenti attività fisiologiche e farmacologiche e hanno quindi attirato l'attenzione dei ricercatori scientifici. È stato dimostrato che i polisaccaridi dell'olivello spinoso hanno attività nella regolazione del sistema immunitario, nella protezione del fegato e nella regolazione dei disturbi del metabolismo lipidico e del microbiota intestinale, nonché negli effetti antiossidanti, antinfiammatori, antitumorali e ipoglicemizzanti 4,5,6. Possono agire come antiossidanti naturali, consentendo così lo sviluppo di nuovi alimenti funzionali e prodotti farmaceutici. Nel frattempo, i polisaccaridi dell'olivello spinoso sono anche soggetti a decomposizione da parte dell'acido gastrico, che è benefico per l'assorbimento e l'utilizzo dei nutrienti nel corpo umano 7,8.

L'estrazione con acqua calda (HWE), l'estrazione assistita da microonde e l'estrazione assistita da ultrasuoni sono i metodi comunemente usati per l'estrazione dei polisaccaridi dell'olivello spinoso9. Le strutture dei polisaccaridi ottenuti attraverso diversi metodi di estrazione variano10in termini di composizione monosaccaridica, peso molecolare (Mw), grado di ramificazione, contenuto di acido uronico, tipi di legame glicosidico e conformazione della trielica11,12. Generalmente, le soluzioni polisaccaridiche ad alto Mw possiedono un'elevata viscosità e una bassa solubilità, che possono influenzare le loro attività biologiche e applicazioni13. L'HWE è la tecnica più comunemente impiegata per l'estrazione di polisaccaridi in laboratorio e in ambienti industriali grazie al suo vantaggio di semplicità14,15. Inoltre, è uno dei metodi di estrazione più comunemente usati per i polisaccaridi dell'olivello spinoso9. Pertanto, in questo studio, i polisaccaridi sono stati estratti attraverso l'HWE. I metodi principali per determinare il contenuto di polisaccaridi includono i metodi dell'acido fenolo-solforico e dell'acido antro-solforico 16,17,18,19. Il metodo dell'acido fenolo-solforico è ampiamente applicato grazie alla sua semplice procedura di rilevamento, alla buona stabilità e all'elevata sensibilità20. Wen et al. hanno determinato il contenuto di polisaccaridi estratti dall'olivello spinoso attraverso il metodo dell'acido fenolo-solforico21. Pertanto, in questo esperimento, il contenuto di polisaccaridi è stato determinato utilizzando il metodo dell'acido fenolo-solforico. La profondità della soluzione di composto arancione formatasi dopo la reazione dell'acido fenolo-solforico è proporzionale al contenuto di polisaccaridi e può essere determinata a una lunghezza d'onda di 490 nm22.

I polisaccaridi naturali mostrano notevoli attività antiossidanti in vivo e in vitro. I polisaccaridi del lampone possono alleviare lo stress ossidativo nei modelli di dieta ricca di grassi regolando il microbiota intestinale23. I polisaccaridi sono i principali componenti attivi della Pueraria lobata e mostrano diverse attività biologiche, tra cui l'antiossidante24. Dou et al. hanno scoperto che i polisaccaridi della mora hanno funzioni fisiologiche, come l'antiossidante25. L'attività antiossidante dei polisaccaridi è solitamente valutata sulla base della loro capacità di eliminare vari radicali liberi, tra cui il 2,2-difenil-1-picrilidrazil (DPPH), i radicali anionici ossidrilici e superossidi, nonché la loro capacità di eliminazione dei cationi radicali ABTS26. L'analisi DPPH è ampiamente utilizzata perché misura la capacità degli antiossidanti di ridurre i radicali DPPH viola in molecole stabili di colore giallo pallido attraverso il trasferimento di atomi di idrogeno27. I restanti radicali viola DPPH sono quantificati utilizzando uno spettrofotometro ultravioletto (UV)-visibile (Vis) a circa 515-520 nm per determinare l'attività antiossidante28,29.

Studi precedenti hanno studiato il contenuto e l'attività antiossidante dei polisaccaridi dell'olivello spinoso21. Tuttavia, la stragrande maggioranza di questi studi era limitata a Hippophae rhamnoides subsp. sinensis. È la specie di Hippophae più frequentemente utilizzata e ampiamente distribuita in Cina ed è ufficialmente registrata nella farmacopea cinese. Gli studi su Hipphophae gyantsensis, una specie endemica dello Xizang, in Cina, che è frequentemente impiegata nella medicina tibetana e documentata nel Catalogo provinciale del Sichuan dei materiali medicinali tibetani, sono stati raramente riportati. Inoltre, nessuna ricerca ha confrontato il contenuto e le attività antiossidanti dei polisaccaridi di diverse specie di Hippophae , vale a dire H. rhamnoides subsp. sinensis e H. gyantsensis. Pertanto, questo studio confronta innanzitutto il contenuto di polisaccaridi di H. rhamnoides subsp. sinensis e H. gyantsensis estratti attraverso HWE e quantificati attraverso la colorimetria dell'acido fenolo-solforico. Le attività antiossidanti dei polisaccaridi di queste due specie di Hippophae sono state ulteriormente studiate attraverso saggi di eliminazione dei radicali liberi DPPH. Ci si aspetta che il presente studio fornisca dati scientifici per la valutazione della qualità e l'ulteriore sviluppo dei componenti polisaccaridici attivi delle due specie di Hippophae di cui sopra.

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Protocollo

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1. Campioni e materiali

  1. Raccogli campioni di olivello spinoso di diverse ippofe dall'altopiano di Qinghai-Xizang.
    NOTA: I campioni sono stati identificati dal professore associato Yue Liu dell'Università di Medicina Tradizionale Cinese di Chengdu. I campioni dei voucher sono stati depositati presso la Scuola di Medicina Etnica dell'Università di Medicina Tradizionale Cinese di Chengdu. Le informazioni sul campionamento sono mostrate nella Tabella 1. I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate in questo studio sono elencati nella Tabella dei materiali.
  2. Asciugare i campioni in forno a 40 °C per 72 ore.
  3. Macinare 20 g di ogni campione di olivello spinoso in polvere e passarlo al setaccio n. 3. Elaborare ogni campione con tre repliche parallele. Continuate a frantumare i campioni che non sono passati attraverso il setaccio, quindi setacciateli fino a quando non saranno stati tutti setacciati.
  4. Conservare i campioni a -20 °C per gli studi di follow-up.

2. Estrazione dei polisaccaridi dell'olivello spinoso

NOTA: Questo studio ha adottato il metodo di estrazione precedentemente stabilito per l'olivello spinoso con alcune modifiche per ottenere polisaccaridi30.

  1. Pesare 5,0 g di polvere campione di olivello spinoso e metterlo in un pallone a fondo tondo da 250 ml. Aggiungere 50 mL di etanolo anidro alla polvere e immergerla a temperatura ambiente (RT; 25 °C) per 24 ore per rimuovere i componenti lipofili. Elaborare ogni campione con tre repliche parallele.
  2. Filtrare la polvere del campione, che è stata messa a bagno per una notte, utilizzando un imbuto Buchner, quindi scartare il filtrato per ottenere il residuo del filtro. Lavare tre volte il residuo del filtro con 50 mL di acqua deionizzata e asciugarlo a peso costante a 40 °C.
  3. Trasferire il residuo del filtro sgrassato in un pallone asciutto da 250 mL a fondo tondo, aggiungere 150 mL di acqua deionizzata ad un rapporto solido/liquido di 1:30 (g/mL) ed eseguire l'estrazione a riflusso in bagnomaria a 80 °C due volte per 2 ore ogni volta. Separare il filtrato per ottenere la soluzione polisaccaridica grezza di olivello spinoso.
  4. Concentrare l'estratto con un evaporatore rotante a 50 °C per 1,5 ore. Conservare la soluzione concentrata in frigorifero a 4 °C per un uso successivo.
  5. Aggiungere il reattivo Sevage (CHCl3:C4H9OH = 4:1, v:v) alla soluzione di polisaccaridi grezzi in un reattivo di Savage: rapporto in volume della soluzione di polisaccaridi grezzi di 1:4. Mescolare il composto con un agitatore magnetico a una velocità di 1050 giri/min per 20 minuti.
  6. Trasferire il liquido in una provetta da centrifuga da 50 ml e centrifugarla a 4000 × g per 15 minuti, quindi raccogliere il surnatante. Ripetere l'operazione di cui sopra tre volte fino a quando non appare alcun precipitato di flocculante bianco all'interfaccia tra le due fasi.
  7. Concentrare l'estratto di polisaccaride di olivello spinoso dopo la rimozione delle proteine. Aggiungere etanolo anidro in rapporto volumetrico 1:3 per la precipitazione con etanolo anidro e porre la miscela a 4 °C per una notte.
  8. Rimuovere lo strato superiore di etanolo anidro, trasferire la miscela in una provetta da centrifuga da 50 ml e centrifugarla a 4000 × g per 15 minuti per ottenere il precipitato. Liofilizzare il precipitato per ottenere polisaccaridi totali.
  9. Calcola le rese totali di polisaccaridi utilizzando l'equazione (1) di seguito:
    figure-protocol-1
    NOTA: Nell'equazione (1), m rappresenta il peso (g) dei polisaccaridi dell'olivello spinoso e M rappresenta la massa (g) del campione di olivello spinoso.

3. Determinazione del contenuto di polisaccaridi

  1. Preparazione della soluzione
    1. Preparazione della soluzione di reagente fenolo
      1. Pesare accuratamente 3 g di fenolo e trasferirlo in un matraccio tarato marrone. Aggiungere 50 ml di acqua deionizzata per sciogliere il fenolo.
      2. Agitare bene il composto fino a renderlo omogeneo. Etichettare il pallone e conservarlo per un uso successivo.
    2. Preparazione della soluzione standard di glucosio
      1. Pesare accuratamente 10 mg di glucosio anidro e trasferirlo in un matraccio tarato da 10 mL. Aggiungere acqua deionizzata per sciogliere il glucosio e agitare bene il composto.
      2. Diluire la miscela al volume desiderato con acqua deionizzata per ottenere una soluzione standard di glucosio.
    3. Preparazione della soluzione del campione di prova.
      1. Pesare accuratamente 5 mg di polisaccaridi di olivello spinoso liofilizzati (ZG1-ZG5 e JZ1-JZ5) in matracci volumetrici (n = 10). Aggiungere acqua deionizzata a ciascun pallone fino a un volume finale di 50 mL.
      2. Sonicare la miscela per 20 minuti fino a quando i polisaccaridi non si sono completamente dissolti. Elaborare ogni campione con tre repliche parallele.
  2. Costruzione della curva standard
    NOTA: Nel metodo dell'acido fenolo-solforico, i polisaccaridi reagiscono con l'acido solforico concentrato per generare derivati furfurali, che poi si condensano con il fenolo per formare un composto giallo-arancio. La lunghezza d'onda massima di assorbimento di questo composto è di circa 490 nm. Pertanto, la lunghezza d'onda di rilevamento per questo esperimento è stata fissata a 490 nm22.
    1. Diluire la soluzione di glucosio standard con acqua deionizzata a una concentrazione di 0,1 mg/mL. Utilizzando una micropipetta, trasferire con cura 200, 300, 400, 500, 600 e 700 μl della soluzione standard di glucosio in sei provette pulite separate. Aggiungere acqua pura fino a un volume totale di 1,0 ml, quindi mescolare delicatamente ciascuna soluzione per garantire una diluizione uniforme.
    2. Aggiungere 1,0 mL di soluzione di fenolo al 6% e 5,0 mL di acido solforico alle provette sopra menzionate. Mescolate bene, raffreddate e lasciate riposare a RT per 30 min.
      NOTA: Il fenolo è un composto chimico tossico e l'acido solforico concentrato è corrosivo. I guanti devono essere indossati quando si preparano soluzioni di fenolo e acido solforico e la procedura deve essere eseguita all'interno di una cappa aspirante.
    3. Trasferire i suddetti campioni in cuvette e utilizzare acqua pura come bianco al posto del campione. Misura la loro assorbanza a 490 nm con uno spettrofotometro UV-Vis e tre repliche.
    4. Tracciare la curva standard con le concentrazioni di glucosio come asse x e i valori di assorbanza come asse y. Ottenere l'equazione di regressione e calcolare il coefficiente di correlazione (R²).
      NOTA: Lo spettrofotometro UV-Vis deve essere preriscaldato per mezz'ora prima. Quando si misura l'assorbanza in questa fase, l'assorbanza deve essere compresa tra 0,2 e 0,8. Pertanto, la concentrazione del campione deve essere quantificata.
  3. Studio della metodologia
    1. Test di precisione:
      1. Prelevare JZ2 e preparare la soluzione di prova secondo il metodo descritto al punto 3.1.3. Eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico seguendo il metodo descritto al punto 3.2.2.
      2. Successivamente, determinare l'assorbanza secondo la procedura descritta al punto 3.2.3. Ripetere questa procedura sei volte e calcolare la deviazione standard relativa (RSD).
    2. Test di stabilità:
      1. Preparare la soluzione campione JZ2 seguendo il metodo descritto al punto 3.1.3. A 0, 2, 4, 6, 8 e 10 ore dalla preparazione del campione, eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico secondo il metodo specificato al punto 3.2.2.
      2. Successivamente, determinare l'assorbanza seguendo la procedura descritta al punto 3.2.3 e calcolare l'RSD.
    3. Test di ripetibilità:
      1. Preparare la soluzione campione JZ2 seguendo il metodo descritto al punto 3.1.3. Preparare sei repliche in parallelo. Eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico secondo il metodo specificato al punto 3.2.2.
      2. Successivamente, determinare l'assorbanza seguendo la procedura descritta al punto 3.2.3 e calcolare l'RSD.
    4. Test di recupero:
      1. Prelevare JZ2 e preparare la soluzione di prova secondo il metodo descritto al punto 3.1.3. Preparare nove repliche in parallelo. Aggiungere le soluzioni di riferimento equivalenti all'80%, 100% e 120% del contenuto totale di polisaccaridi nel campione e preparare tre campioni paralleli.
      2. Eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico secondo il metodo specificato al punto 3.2.2. Successivamente, determinare l'assorbanza seguendo la procedura descritta al punto 3.2.3 e calcolare il tasso di recupero utilizzando l'equazione (2).
        figure-protocol-2
        NOTA: Nell'equazione (2), A rappresenta la quantità di glucosio nella soluzione del campione di olivello spinoso, B rappresenta la quantità di glucosio aggiunto e C rappresenta il valore misurato della soluzione contenente glucosio e della soluzione del campione di olivello spinoso.
  4. Determinazione del contenuto
    1. Preparare la soluzione campione come descritto al punto 3.1.3 ed eseguire la colorimetria dell'acido fenolo-solforico secondo il metodo specificato al punto 3.2.2.
    2. Determinare l'assorbanza seguendo la procedura descritta al punto 3.2.3 e calcolare il contenuto di polisaccaridi utilizzando il metodo della curva standard. Eseguire queste operazioni in parallelo tre volte per ogni campione.

4. Attività di scavenging dei radicali DPPH31,32

  1. Pesare con precisione 2,7 mg di DPPH in un matraccio tarato vuoto da 50 mL. Scioglierlo in 50 mL di etanolo anidro per preparare una soluzione madre DPPH con una concentrazione di 0,054 mg/mL e ottenere la soluzione di lavoro DPPH.
    NOTA: La soluzione DPPH deve essere conservata al buio.
  2. Pesare accuratamente 5 mg di vitamina C (Vc) in un matraccio tarato vuoto da 10 mL e scioglierlo in 10 mL di acqua deionizzata per preparare una soluzione di Vc con una concentrazione di 0,5 mg/mL. Diluirlo successivamente per preparare soluzioni di test Vc con concentrazioni di 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 e 0,001953 mg/mL.
  3. Pesare con precisione 5 mg di ciascun polisaccaride di olivello spinoso (ZG1-ZG5 e JZ1-JZ5). Sciogliere ogni campione in 10 mL di acqua deionizzata per preparare soluzioni di campioni di polisaccaridi di olivello spinoso con una concentrazione di 0,5 mg/mL. Diluire le soluzioni di cui sopra successivamente per preparare soluzioni di prova per polisaccaridi di olivello spinoso con concentrazioni di 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 e 0,001953 mg/mL.
  4. Utilizzando la soluzione DPPH come substrato, preparare i seguenti gruppi in una piastra a 96 pozzetti: gruppo di controllo negativo A0 (150 μL di acqua e 50 μL di soluzione DPPH), gruppo campione A1 (150 μL di campione o soluzione Vc e 50 μL di soluzione DPPH) e gruppo di controllo del campione A2 (150 μL di campione e 50 μL di etanolo anidro). Eseguire questa procedura in triplice copia.
  5. Lasciare procedere la reazione per 30 minuti al buio. Quindi, misurare l'assorbanza a 517 nm. Ripeti l'esperimento tre volte e calcola il tasso di eliminazione dei radicali liberi DPPH utilizzando l'equazione (3).
    NOTA: L'assorbanza della soluzione di DPPH deve essere mantenuta a 0,7 ± 0,02. Concentrazioni eccessivamente alte e basse possono portare a letture imprecise dell'assorbanza, influenzando così i risultati sperimentali finali.
    figure-protocol-3
    Nell'equazione (3), A0 è l'assorbanza dell'acqua deionizzata e della soluzione DPPH, A1 è l'assorbanza del campione o della soluzione Vc e DPPH e A2 è l'assorbanza del campione e dell'etanolo anidro.
  6. Calcolo della concentrazione semi-inibitoria (Ic50)
    1. Genera una tabella di dati organizzata visivamente che illustra la correlazione tra le concentrazioni dei composti del test di reazione (0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 e 0,001953 mg/mL) e i corrispondenti valori percentuali di reazione.
    2. Utilizzare l'adattamento della curva non lineare (con GraphPad Prism) per determinare l'IC50 e l'errore standard.

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Risultati

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Resa di polisaccaridi grezzi
I polisaccaridi sono stati estratti attraverso l'HWE. Il reflusso a bagnomaria è mostrato nella Figura 1 supplementare. La concentrazione della soluzione di estratto di polisaccaridi è illustrata nella Figura 2 supplementare. L'effetto di stratificazione della centrifugazione dopo la deproteinazione è presentato nella Figura 3 supplementare. I cinque lotti di H. rhamnoides subsp. sinensis hanno rese polis...

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Discussione

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L'olivello spinoso è una medicina tradizionale tibetana. I polisaccaridi sono componenti importanti dell'olivello spinoso. Sono stati condotti molti studi sulla determinazione del contenuto di polisaccaridi e dell'attività antiossidante21. Tuttavia, solo pochi hanno confrontato il contenuto di polisaccaridi e le attività antiossidanti di diverse specie di Hippophae , come le specie medicinali H. rhamnoides subsp. sinensis e H. gyants...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto finanziariamente dalla National Natural Science Foundation of China (n. 82374145), dalla Natural Science Foundation della provincia del Sichuan (n. 2025ZNSFSC0608) e dalla National Natural Science Foundation of China (n. U23A20520)

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Bilancia analitica (con una precisione di 0,0001 g)Sartorius Scientific Instruments (Pechino) Co., Ltd.BSA224S-CW
Bilancia analitica (con una precisione di 0,00001 g)Sartorius Scientific Instruments (Pechino) Co., Ltd.CPA225D
Centrifuga da banco a bassa velocitàFornitore verificato - Shanghai Zigui Instrument, Ltd.TD4K-Z
DPPHShanghai Yuanye Bio-Technology Co., Ltd.CAS 1898-66-4
EtanoloChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 64-17-5
Tubo EPHunan BKMAK Holding Co., Ltd.BS-20-M2 ml
LiofilizzatoreLabconco CorporationLABCONCO
Glucosio anidroChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 50-99-7Norma di riferimento
GraphPad  Prim 9.5.0 GraphPad SoftwareN/ADeterminare il valore IC50 e il valore P.
Forno di essiccazione a circolazione d'aria caldaShanghai Yiheng Technology Instrument Co., Ltd.NB-DGG-9070A
Acido L-ascorbicoBeijing Labgic Technology Co., Ltd.CAS 50-81-7Farmaco per il controllo positivo
Lettore di micropiastreShanghai Shanpu Biotechnology Co., Ltd.Lettura Max 1500
piastra a 96 pozzettiBeijing Labgic Technology Co., Ltd.11512
OriginPro 2025Laboratorio OriginatoN/ACreare un grafico a linee del tasso di liquidazione
PUNTALI PER PIPETTEBeijing Labgic Technology Co., Ltd.BS-200-T200 μ L
PUNTALI PER PIPETTEBeijing Labgic Technology Co., Ltd.T-1000-B1000 μ L
FenoloChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 108-95-2
Evaporatore rotante  BUCHI Laboratory Equipment Trading (Shanghai) Ltd.Buchi R-100
Sistema di acqua pura di tipo reagente standardQingdao Flom Technology Co., Ltd.FBZ2001-up-p
Bagnomaria con display digitale termostaticoGuan'an Scientific Instruments (Zhejiang) Co., Ltd.WB100-6F
Spettrofotometro UV-VisibileShanghai Mapada Instruments Co., Ltd.V-1100D
UltrasuoniFornitore verificato - Sheng Zheng ChaoJie Industrial Co., Ltd.CJ-060SDPulitore ad ultrasuoni 360 W 50 Hz

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chinese Pharmacopoeia Committee. Pharmacopoeia of the People's Republic of China. 1, Chinese Medical Science and Technology Press. (2025).
  2. Su, S. Y., et al. Structure elucidation, immunomodulatory activity, antitumor activity and its molecular mechanism of a novel polysaccharide from Boletusreticulatus Schaeff. Food Sci Hum Wellness. 12 (2), 647-661 (2023).
  3. Wang, Y. X., et al. Utilizing relative ordered structure theory to guide polysaccharide purification for structural characterization. Food Hydrocoll. 115, 106603(2021).
  4. Zhang, W., et al. Seabuckthorn berry polysaccharide protects against carbon tetrachloride-induced hepatotoxicity in mice: via anti-oxidative and anti-inflammatory activities. Food Funct. 8 (9), 3130-3138 (2017).
  5. Wang, X., et al. Seabuckthorn berry polysaccharide extracts protect against acetaminophen induced hepatotoxicity in mice via activating the Nrf-2/HO-1-SOD-2 signaling pathway. Phytomedicine. 38, 90-97 (2018).
  6. Zhao, L., et al. Proteomic analysis reveals the molecular mechanism of Hippophae rhamnoides polysaccharide intervention in LPS-induced inflammation of IPEC-J2 cells in piglets. Int J Biol Macromol. 164, 3294-3304 (2020).
  7. Chen, J. H., Chen, X., Zhou, G. H., Xu, X. L. Ultrasound: a reliable method for regulating food component interactions in protein-based food matrices. Trends Food Sci Technol. 128, 316-330 (2022).
  8. Pundir, S., et al. Ethnomedicinal uses, phytochemistry and dermatological effects of Hippophae rhamnoides L.: A review. J Ethnopharmacol. 266, 113434(2021).
  9. Teng, H., He, Z. G., Hong, C. Z., Xie, S. Z., Zha, X. Q. Extraction, purification, structural characterization and pharmacological activities of polysaccharides from sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.): A review. J Ethnopharmacol. 324, 117809(2024).
  10. Niu, H., et al. Pectin-stabilized emulsions: Structure-emulsification relationships, covalent and non-covalent modifications, and future trends. Trends Food Sci Technol. 159, 104986(2025).
  11. Dou, Z. M., Chen, C., Huang, Q., Fu, X. The structure, conformation, and hypoglycemic activity of a novel heteropolysaccharide from the blackberry fruit. Food Funct. 12 (12), 5451-5464 (2021).
  12. Niu, H., et al. Multiscale combined techniques for evaluating emulsion stability: A critical review. Adv Colloid Interface Sci. 311, 102813(2023).
  13. Yuan, D., Li, C., Huang, Q., Fu, X. Ultrasonic degradation effects on the physicochemical, rheological and antioxidant properties of polysaccharide from Sargassum pallidum. Carbohydr Polym. 239, 116230(2020).
  14. Chen, R., et al. Extraction, structural characterization and biological activities of polysaccharides from mulberry leaves: A review. Int J Biol Macromol. 257, 128669(2024).
  15. Lei, J., et al. Pressurized hot water extraction, structural properties, biological effects, and in vitro microbial fermentation characteristics of sweet tea polysaccharide. Int J Biol Macromol. 222 (Pt B), 3215-3228 (2022).
  16. Chen, F., Huang, G. L. Antioxidant activity of polysaccharides from different sources of ginseng. Int J Biol Macromol. 125, 906-908 (2019).
  17. Chen, Y. F., Yang, H., Shen, Z. Z., Ye, J. R. Whole-genome sequencing and potassium-solubilizing mechanism of Bacillus aryabhattai SK1-7. Front Microbiol. 12, 722379(2022).
  18. Yun, Y. H., et al. A green method for the quantification of polysaccharides in Dendrobium officinale. RSC Adv. 5, 105057-105065 (2015).
  19. Kim, J. M., et al. Quantitative determination of fucoidan using polyion-sensitive membrane electrodes. Anal Chim Acta. 877, 1-8 (2015).
  20. Ogura, I., Sugiyama, M., Tai, R., Mano, H., Matsuzawa, T. Optimization of microplate-based phenol-sulfuric acid method and application to the multi-sample measurements of cellulose nanofibers. Anal Biochem. 681, 115329(2023).
  21. Wen, J., et al. Polysaccharides from sea buckthorn - Ultrasound-assisted enzymatic extraction, purification, structural characterization, and antioxidant activity analysis. Food Chem X. 26, 102265(2025).
  22. Yue, F. F., et al. Effects of monosaccharide composition on quantitative analysis of total sugar content by phenol-sulfuric acid method. Front Nutr. 9, 963318(2022).
  23. Dou, Z. M., et al. Pectin-type polysaccharides from raspberry (Rubus idaeus L.): structure characterization and activity against DSS-induced colitis. Carbohydr Polym. 364, 123710(2025).
  24. Li, Q., et al. α-D-1,3-glucan from Radix Puerariae thomsonii improves NAFLD by regulating the intestinal flora and metabolites. Carbohydr Polym. 299, 120197(2023).
  25. Dou, Z. M., Chen, C., Fu, X. Digestive property and bioactivity of blackberry polysaccharides with different molecular weights. J Agric Food Chem. 67 (45), 12428-12440 (2019).
  26. Zhou, S. Y., Huang, G. L., Huang, H. L. Extraction, derivatization and antioxidant activities of onion polysaccharide. Food Chem. 388, 133000-133009 (2022).
  27. Musa, K. H., Abdullah, A., Kuswandi, B., Hidayat, M. A. A novel high throughput method based on the DPPH dry reagent array for determination of antioxidant activity. Food Chem. 141 (4), 4102-4106 (2013).
  28. Garcia, E. J., et al. Antioxidant activity by DPPH assay of potential solutions to be applied on bleached teeth. Braz Dent J. 23 (1), 22-27 (2012).
  29. Wei, A., Shibamoto, T. Antioxidant/lipoxygenase inhibitory activities and chemical compositions of selected essential oils. J Agric Food Chem. 58 (12), 7218-7225 (2010).
  30. Song, Y. C. Extraction, purification and modulation of mice gut microbiota by sea buckthorn polysaccharides. , Xihua University. (2022).
  31. Dong, N., et al. Exploring quality variations of Polygonati Rhizoma during nine-steaming and nine-drying process through color-polysaccharides-antioxidant activity linkages. Chin Tradit Herbal Drugs. 56 (2), 476-486 (2025).
  32. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  33. Zhang, C. C., et al. Research progress in microevolutionary process of excellent traits and quality of Dao-di herbs. Chin Mater Med. 48 (22), 6021-6029 (2023).
  34. Li, X. W., Zhang, H. T., Zhang, Z. J. The relation between contents of flavonoids in leaves of Hippophae tibetana Schlecht. and ecological factors. J Ecological Environ. 27 (02), 239-245 (2018).
  35. Li, C., et al. Characterization, antioxidant and immunomodulatory activities of polysaccharides from Prunella vulgaris Linn. Int J Biol Macromol. 75, 298-305 (2015).
  36. Cao, C., et al. Physicochemical characterization, potential antioxidant and hypoglycemic activity of polysaccharide from Sargassum pallidum. Int J Biol Macromol. 139, 1009-1017 (2019).
  37. Li, Q. Y., et al. A comparison study on structure-function relationship of polysaccharides obtained from sea buckthorn berries using different methods: antioxidant and bile acid-binding capacity. Food Sci Hum Wellness. 13 (1), 494-505 (2024).

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