Articolo metodologico

Valutazione dell'iperemia reattiva postocclusiva nella pelle della zampa di ratto utilizzando l'imaging laser a contrasto speckle

DOI:

10.3791/68986

⸱

3 ottobre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1V.A. Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology, 2Research and Development Center of Biomedical Photonics, Orel State University, 3College of Engineering and Physical Sciences, Aston University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo presenta un metodo per valutare i parametri dell'iperemia reattiva postocclusiva nella pelle di un ratto anestetizzato utilizzando l'imaging a contrasto laser speckle e la misurazione invasiva della pressione sanguigna.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il Laser Speckle Contrast Imaging (LSCI) è una tecnica moderna e non invasiva per valutare la perfusione microvascolare nell'uomo e negli animali da laboratorio. La combinazione di LSCI con la misurazione invasiva della pressione arteriosa (BP) e un test di occlusione vascolare consente lo studio dell'iperemia reattiva postocclusiva (PORH), fornendo una valutazione della riserva di flusso sanguigno microvascolare e della reattività vascolare. Questo articolo dimostra la tecnica di utilizzo dell'LSCI per registrare e visualizzare il PORH nella zampa posteriore di un ratto in anestesia generale. Una speciale cuffia pneumatica viene gonfiata per creare un'occlusione vascolare temporanea (180 s) a livello della tibia. La valutazione dei successivi PORH (picco di iperemia e indici cinetici) può fornire ulteriori informazioni sui meccanismi e sulla gravità del processo patologico oggetto di studio (shock circolatorio, insufficienza cardiaca, ipertensione, ecc.) o identificare gli effetti vascolari di un nuovo farmaco che non sono evidenti quando si valuta la perfusione a riposo. Il monitoraggio invasivo della pressione arteriosa consente di calcolare la conduttanza vascolare cutanea e di considerare i cambiamenti nell'emodinamica sistemica, che è particolarmente importante nei modelli sperimentali di malattia critica. Verrà inoltre dimostrato l'uso di questo approccio per identificare la disfunzione microvascolare in un modello di ratto di shock emorragico.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La disfunzione microvascolare è coinvolta nella patogenesi di molte malattie cardiovascolari, endocrine e di altro tipo, compromettendo la perfusione e l'ossigenazione dei tessuti e interrompendo i meccanismi di regolazione vasomotoria dell'emodinamica sistemica (ad esempio, nell'ipertensione)1. I disturbi del microcircolo hanno anche un grande significato fisiopatologico nei meccanismi di disfunzione d'organo in pazienti critici con traumi, sepsi e vari tipi di shock (emorragico, settico, cardiogeno, ecc.)2.

Attualmente, negli studi clinici e preclinici vengono utilizzati diversi metodi basati sul laser per la valutazione non invasiva della perfusione tissutale e della funzione microvascolare: Flussimetria laser Doppler (LDF), Laser Doppler Imaging (LDI/LDPI) e Laser Speckle Contrast Imaging (LSCI). Tra questi, LSCI è il più promettente per la valutazione non invasiva della perfusione cutanea in clinica. Presenta chiari vantaggi rispetto a LDF e LDI/LDPI in quanto il metodo è semplice da mettere in pratica e offre la visualizzazione dell'intera area di indagine con un'elevata risoluzione spaziale e temporale3. LSCI è una tecnica che utilizza la luce laser per creare modelli di macchioline, che vengono poi analizzati per visualizzare la dinamica del flusso sanguigno. Vengono fornite valutazioni in tempo reale e ad alta risoluzione del microcircolo, essenziali per varie aree di ricerca, come le neuroscienze4, la chirurgia addominale5, la dermatologia6 e altri studi di ricerca vascolare 7,8, sia in ambito clinico che sperimentale.

Una semplice valutazione dei valori di perfusione cutanea a riposo è spesso poco informativa per identificare i disturbi microvascolari. Ciò è dovuto sia alle caratteristiche funzionali intrinseche della circolazione cutanea (elevata variabilità, dipendenza dalla temperatura, dallo stress e da altri fattori) sia alla perfusione tissutale "falsamente normale" durante la risposta compensatoria dell'organismo (ad esempio, un aumento della gittata cardiaca nelle prime fasi dello shock settico). L'uso aggiuntivo del carico funzionale standard consente una migliore valutazione del microcircolo e l'identificazione della disfunzione microvascolare nascosta in condizioni di riposo1. È anche noto che la LSCI è utile nella valutazione del microcircolo cutaneo sotto stimoli farmacologici9.

La combinazione di LSCI con un test di occlusione vascolare consente una valutazione non invasiva del fenomeno dell'iperemia reattiva postocclusiva (PORH), che riflette importanti parametri funzionali del microcircolo, in particolare la riserva di flusso sanguigno e la reattività della microvascolarizzazione10. Questo approccio è ampiamente utilizzato negli studi clinici per identificare anomalie funzionali del microcircolo non evidenti dalle misurazioni di perfusione al basale11, ma la valutazione della PORH è rara negli studi preclinici sugli animali12,13. Rispetto agli studi clinici, l'uso di un test di occlusione vascolare in un esperimento in vivo fornisce al ricercatore ulteriori opportunità per valutare i meccanismi della PORH, la patogenesi di malattie gravi e la farmacodinamica dei farmaci vasoattivi. Naturalmente, queste opportunità devono rientrare nei limiti dei moderni standard bioetici per il trattamento umano degli animali.

Questo protocollo presenta un metodo per valutare i parametri di PORH nella pelle di un ratto anestetizzato utilizzando LSCI e misurazione invasiva della pressione sanguigna. Quest'ultimo comporta il cateterismo dell'arteria carotide del ratto e consente la misurazione della pressione arteriosa media (MAP) e della frequenza cardiaca. Inoltre, possono essere raccolti campioni di sangue arterioso per analisi di laboratorio (ad es. emogasanalisi arteriosa). Vale la pena notare che questo protocollo è principalmente orientato verso un esperimento acuto che non prevede il risveglio dell'animale dall'anestesia dopo il completamento delle procedure sperimentali (ad esempio, la modellazione di una malattia critica). Il metodo che proponiamo per valutare la microcircolazione nei ratti è relativamente semplice e sarà particolarmente utile negli studi di fisiologia vascolare comparativa e fisiopatologia, compresa la valutazione della disfunzione endoteliale, nonché nei test preclinici di nuovi farmaci vasoattivi.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le procedure descritte di seguito sono state eseguite nell'ambito di un protocollo approvato dall'Ethical Review Board del Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology.

1. Preparazione della cuffia pneumatica per l'occlusione vascolare

  1. Utilizzare un bracciale pneumatico di un sistema di misurazione della pressione sanguigna non invasivo (NIBP) per ratti per creare un'occlusione vascolare transitoria sulla zampa posteriore di un ratto.
  2. Collegare il bracciale al manometro aneroide e alla pompa di gomma di un tonometro meccanico convenzionale per misurare la pressione sanguigna nell'uomo. Utilizzare tre segmenti di tubo di plastica trasparente da 3 mm (di cui 1 m incluso nel sistema NIBP) e un connettore a T della dimensione appropriata (Figura 1).
  3. Verificare la funzionalità e la tenuta del sistema pneumatico assemblato prima di utilizzarlo su un animale. Verificare che la pressione del bracciale sia mantenuta a 200-220 mmHg per diversi minuti quando è gonfiato.

2. Preparazione del catetere arterioso, della postazione di lavoro e degli strumenti chirurgici

  1. Trattare l'area di lavoro con alcol al 70%. Coprire il tavolo operatorio con un telo sterile. Sterilizzare a gas cateteri e strumenti (nelle procedure di sopravvivenza e negli esperimenti cronici).
  2. Per il cateterismo dell'arteria carotidea, utilizzare un catetere PE-50 (diametro esterno 0,9 mm, diametro interno 0,6 mm) lungo 12 cm con un anello di bloccaggio a 25 mm dall'estremità. Per prevenire la perforazione arteriosa, utilizzare un catetere con bordi lisci.
  3. Collegare un ago smussato da 22 G e una siringa da 2 mL riempita con soluzione fisiologica eparinizzata (5 UI di eparina/1 mL) all'estremità esterna del catetere. Lavare il catetere con soluzione fisiologica eparinizzata (0,1-0,2 ml) per garantire la pervietà e prevenire la formazione di coaguli.

3. Anestesia e manipolazione preoperatoria

NOTA: Tutti gli agenti anestetici possono deprimere la respirazione e la circolazione. Un dosaggio corretto in base alla specie animale, al ceppo, all'età e allo stato di salute è fondamentale per evitare un'overdose fatale. Il personale deve essere addestrato all'anestesia animale e al monitoraggio dei segni vitali. Le procedure devono essere approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) o da un organismo etico equivalente. È necessario prestare attenzione quando si maneggiano aghi, bisturi e altri strumenti affilati. Utilizzare sempre un contenitore per oggetti taglienti per lo smaltimento immediato. Non richiudere mai gli aghi. Sii consapevole del rischio di ferite da aghi, che possono trasmettere agenti zoonotici o causare traumi fisici.

  1. Anestetizzare il ratto mediante iniezione intraperitoneale (IP) di una miscela di tiletamina (10 mg/kg) + zolazepam (10 mg/kg) soluzione al 2% in soluzione fisiologica e xilazina (5 mg/kg) soluzione allo 0,5% in soluzione fisiologica. Assicurarsi che l'anestesia sia adeguata controllando l'assenza di riflessi (pizzicamento delle dita).
  2. Radere il pelo dalle zone anteriori e posteriori del collo (compresa la regione interscapolare). Trattare la pelle in queste aree con un antisettico per la pelle (70% di alcol). Posizionare l'animale in posizione supina su un tavolo chirurgico riscaldato.
  3. Monitorare le condizioni dell'animale anestetizzato valutando regolarmente la profondità dell'anestesia (movimenti spontanei, risposta a stimoli dolorosi), il pattern respiratorio (frequenza, profondità, ritmo, respiro sibilante), il colore della pelle e delle mucose. Utilizzare ulteriori iniezioni di tiletamina + zolazepam 10 mg/kg IP secondo necessità.
  4. Evitare un'ipotermia significativa mantenendo la temperatura rettale dell'animale a 36,5-37,0 oC utilizzando un tavolo riscaldante e coperte isolanti.

4. Cateterismo dell'arteria carotide sinistra

  1. Praticare un'incisione cutanea della linea mediana di 2 cm sulla superficie ventrale del collo. Usando un emostatico e una pinza, sezionare senza mezzi termini longitudinalmente i muscoli e la fascia del collo per esporre l'arteria carotide sinistra e isolare una sezione di 5-7 mm del vaso. Separare con cura il nervo vago dall'arteria carotide, evitando di ferirlo.
  2. Usando una sutura di seta 4-0, posizionare una cravatta allentata sulla parte caudale dell'arteria e legare l'estremità cranica del vaso. Utilizzare le ganasce delle pinze microchirurgiche posizionate sotto l'arteria per allungarla delicatamente per evitare sanguinamenti dopo l'incisione.
  3. Utilizzando una forbice microchirurgica angolata a 45° cranialmente, praticare un'incisione trasversale sull'arteria tra le due legature (a una profondità non superiore alla metà del diametro del vaso).
  4. Dopo aver praticato una piccola incisione nell'arteria, inserire il catetere verso il cuore fino all'anello di fissaggio con l'aiuto di una pinza. Tenendo il catetere nel lume del vaso, stringere la legatura caudale e fare altri nodi sopra l'anello di fissaggio del catetere.
  5. Controllare la pervietà del catetere aspirando una piccola quantità di sangue in una siringa e lavare nuovamente il catetere. Bloccare il catetere con un portaago liscio a 2-3 cm dall'anello di fissaggio. Rimuovere l'ago smussato e la siringa dal catetere.
  6. Girare con cautela il ratto in posizione prona. Praticare un'incisione cutanea della linea mediana di 0,5-1,0 cm tra le scapole utilizzando le forbici chirurgiche. Tunnellare la pinza emostatica per via sottocutanea attraverso l'incisione dorsale verso quella ventrale. Afferrare l'estremità esterna del catetere e, facendolo passare con cautela attraverso il tunnel sottocutaneo, portarlo nella regione interscapolare.
  7. Inserire un ago smussato con una siringa da 2 ml attaccata all'estremità esterna del catetere.
  8. Chiudere le ferite chirurgiche ventrali e dorsali utilizzando un ago atraumatico e una sutura monofilamento 4-0.

5. Misurazione invasiva della pressione sanguigna

  1. Riempire il trasduttore calibrato del sistema di misurazione della pressione arteriosa invasiva con soluzione salina eparinizzata (5 UI di eparina/1 mL).
  2. Posizionare l'animale in posizione ventrale. Scollegare la siringa da 2 ml dall'ago smussato e collegare il catetere al trasduttore (Figura 2). Rimuovere la pinza dal catetere e lavare la linea della pressione sanguigna con 0,1-0,2 mL di soluzione fisiologica eparinizzato.
  3. Utilizza un sistema di acquisizione dati per misurare e registrare la pressione arteriosa e la frequenza cardiaca. Una pulsazione ben definita sulla forma d'onda della pressione sanguigna (ampiezza di 10-15 mm Hg e superiore) indica la pervietà e il corretto posizionamento del catetere.
    NOTA: Per misurare con precisione la pressione sanguigna, il trasduttore deve essere posizionato a livello del cuore dell'animale. Se compaiono bolle d'aria nella linea di misurazione della pressione arteriosa, rimuoverle per evitare l'embolia gassosa degli organi interni.
  4. Stabilizzare l'animale anestetizzato per 15-20 minuti prima di misurare la pressione arteriosa media (MAP) e altre variabili fisiologiche di base.
  5. Aprire l'applicazione software di acquisizione dati. Dal menu File , selezionare Nuovo.
  6. Assicurarsi che sia selezionato l'ingresso fisico corretto (ad esempio, l'ingresso 1). Fare clic sulla freccia del menu a discesa nell'intestazione del canale corrispondente (ad esempio, Canale 1) e selezionare Impostazioni canale.
  7. Nella finestra di dialogo, regolare l'intervallo di tensione (±100 mV) per adattarsi al segnale previsto. Impostare le unità di visualizzazione su mmHg.
  8. Regola la frequenza di campionamento: fare clic sul pulsante Frequenza di campionamento nella barra degli strumenti. Per la pressione arteriosa invasiva, impostare la frequenza di campionamento su 200 Hz (200 campioni/secondo). Se gli obiettivi dello studio includono l'analisi della morfologia delle onde del polso, aumentare la frequenza di campionamento a 1 kHz.
  9. Fare clic sul pulsante Avvia per iniziare a registrare i dati sperimentali.
  10. Una volta acquisito il segmento di dati desiderato, fare clic sul pulsante Interrompi . Salvare il file di dati tramite File | Salva con nome... Assegnagli un nome di file univoco.

6. Misurazione della perfusione cutanea mediante LSCI

  1. Pulisci la superficie plantare della zampa posteriore del ratto con una garza imbevuta di acqua per pulire la pelle.
    NOTA: Non utilizzare alcol o altre soluzioni che possono causare iperemia della pelle.
  2. Posizionare il bracciale pneumatico sulla zampa posteriore del ratto a livello della tibia e del muscolo gastrocnemio.
    NOTA: Fare attenzione quando si inseriscono le dita e la caviglia attraverso il lume del bracciale per evitare di danneggiare la membrana gonfiabile e comprimere i tessuti molli del ginocchio.
  3. Posiziona la zampa del ratto su un pezzo di garza e fissa inoltre le dita dei piedi con una striscia di nastro adesivo per ridurre al minimo gli artefatti di movimento (Figura 2).
  4. Preparare l'hardware e il software di acquisizione dati per registrare la perfusione cutanea utilizzando il metodo LSCI.
    NOTA: Nel lavoro presentato, l'hardware è costituito da una fotocamera monocromatica ad alta velocità nel vicino infrarosso (NIR), un obiettivo per fotocamera, un polarizzatore lineare NIR e una sorgente laser con il set di diffusori. Il software consiste in uno strumento di registrazione video che cattura i fotogrammi a una frequenza di fotogrammi specificata (90 fotogrammi al secondo) e un tempo di esposizione (11 ms). Le dimensioni effettive dell'area che rappresenta il campo visivo della fotocamera sono 16 x 16 mm.
  5. Assicurarsi che l'area di interesse (tarso e metatarso) si trovi nel punto focale dell'obiettivo della fotocamera.
  6. Regolare la sorgente laser in modo che l'illuminazione sia uniforme e non eccessiva su tutta l'area di interesse.
  7. Regolare il polarizzatore lineare in modo da ridurre al minimo la riflessione speculare dell'oggetto misurato.
  8. Assicurati che i parametri in uno strumento di registrazione video siano impostati correttamente, quindi fai clic sul pulsante Cattura per registrare immagini monocromatiche grezze per 30 s (registrazione di base, potrebbe essere più o meno). Utilizzare le immagini per calcolare i valori di perfusione speckle (vedere la formula (2) di seguito).
    NOTA: In questo studio è stata utilizzata una configurazione sperimentale appositamente sviluppata, ma qualsiasi dispositivo disponibile in commercio che implementa il metodo LSCI può essere utilizzato per eseguire misurazioni secondo questo protocollo. Si consiglia di eseguire le misure LSCI in una stanza buia per ridurre al minimo l'influenza dell'illuminazione esterna sui risultati ottenuti.

7. Test di occlusione vascolare e valutazione PORH

  1. Chiudere la valvola di sfiato della pompa in gomma.
  2. Dopo aver catturato la perfusione cutanea al basale (a riposo), gonfiare rapidamente il bracciale pneumatico sull'arto dell'animale a una pressione superiore alla pressione arteriosa sistolica dell'animale (di solito 200-220 mmHg per occludere in modo affidabile il flusso sanguigno arterioso e venoso senza causare lesioni agli arti).
  3. Continuare a registrare il segnale LSCI cutaneo per 180 s (30-300 s a seconda degli obiettivi dello studio) per confermare l'occlusione vascolare e successivamente determinare lo "zero biologico" della perfusione speckle.
  4. Sgonfiare rapidamente la cuffia dopo aver raggiunto il tempo di occlusione target e continuare a registrare il segnale LSCI cutaneo per altri 180 s (potrebbe essere più o meno) per registrare la dinamica PORH.
  5. Registrare la forma d'onda della pressione arteriosa invasiva contemporaneamente alla valutazione della perfusione cutanea prima, durante e dopo l'occlusione vascolare. Utilizzare questi dati per calcolare la MAP e la conduttanza vascolare cutanea (vedi sotto).
  6. Ottenere i valori di Speckle Perfusion utilizzando un algoritmo scritto in un ambiente software. Il primo passo consiste nel trasformare le immagini monocromatiche grezze in immagini a contrasto macchiettato. Calcola il contrasto medio delle macchioline utilizzando la formula ( 1):
    figure-protocol-1    (1)
    Dove Intensità è l'intensità di ogni pixel in un dato momento.
    NOTA: Il numero di immagini su cui viene calcolato il contrasto potrebbe influenzare notevolmente il risultato dell'elaborazione. In questo studio, è stato utilizzato un algoritmo LSCI temporale che calcola in media oltre 90 immagini.
  7. Converti i valori di Contrasto Speckle in Valori di Perfusione Speckle utilizzando la formula (2):
    figure-protocol-2  (2)
  8. Selezionare una regione rettangolare che includa l'area di interesse (tarso e metatarso) per la media dei valori di Perfusione Speckle (all'interno di questa regione rettangolare). Utilizzare l'evoluzione temporale (grafico) della perfusione di Speckle ottenuta con tale procedura per ulteriori calcoli dei parametri studiati.
  9. Sulla base dei valori di perfusione cutanea misurati, calcolare i principali parametri PORH ( Figura 3).
  10. Calcolare la conduttanza vascolare cutanea (CVC) utilizzando la formula (3):
    figure-protocol-3   (3)
    Dove ilriposo LSCI è il valore medio della perfusione di macchie cutanee registrata al basale (unità arbitrarie = UA); La MAP è la pressione arteriosa media (mmHg) registrata nello stesso periodo di tempo.
  11. Calcolare il picco di conduttanza vascolare cutanea (CVCmax) utilizzando la formula ( 3) e sostituendo i valori appropriati per il picco di iperemia (LSCImax) e MAP.

8. Procedure sperimentali e misure ripetute

  1. Dopo aver registrato la perfusione cutanea, la PORH e altre variabili fisiologiche di interesse al basale, eseguire l'intervento sperimentale secondo il protocollo di studio approvato (ad esempio, modellazione del processo patologico e/o somministrazione di un farmaco vasoattivo).
  2. Rivalutare il PORH e altre variabili fisiologiche al successivo punto temporale dello studio dopo lo sviluppo del processo patologico simulato o il raggiungimento dell'effetto del farmaco somministrato.

9. Fine dell'esperimento

  1. Al termine dell'esperimento acuto, sopprimere il ratto mediante iniezione intra-arteriosa di lidocaina al 2% (2 ml) in anestesia generale profonda (tiletamina + zolazepam e xilazina). A seconda delle leggi e dei protocolli locali, utilizzare un metodo alternativo di eutanasia umana per i roditori da laboratorio che sia stato approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC).
    NOTA: Per le procedure di sopravvivenza e il recupero pianificato dell'animale dall'anestesia, fornire cure adeguate e una valutazione regolare delle condizioni dell'animale, compresa la prevenzione dell'ipotermia e un'adeguata analgesia postoperatoria (ad esempio, ketoprofene 5-10 mg/kg IM).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il metodo sopra descritto per valutare la funzione microvascolare è stato da noi applicato in una serie di esperimenti con la modellazione dello shock emorragico (perdita di sangue del 35% del volume sanguigno calcolato) in ratti maschi Wistar del peso di 250-300 g. Nel gruppo di animali con emorragia (HS, n = 13), la valutazione dei parametri PORH con monitoraggio simultaneo della pressione arteriosa invasiva è stata eseguita 30 minuti dopo il completamento dell'emorragia. Nel gruppo di ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Qui descriviamo una tecnologia modernizzata per la valutazione della microcircolazione cutanea e della reattività vascolare in un esperimento in vivo nei roditori. Per un uso efficace e standardizzato di questo metodo negli studi fisiologici e farmacologici, è necessario tenere conto di diverse considerazioni aggiuntive. Nel protocollo di cui sopra, i ratti vengono anestetizzati con una combinazione di tiletamina + zolazepam + xilazina, che è dettata principalmente dagli standard locali ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Russian Science Foundation nell'ambito del progetto 24-25-00310.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Ago atraumatico con sutura chirurgica in nylon, 4C-0,5x16-4/0-NMedtekhnika, Federazione RussaN/ABlu. Lunghezza 75 cm. USP 4/0 (MP1.5). Per suturare una ferita chirurgica
Catetere per arteria carotide di ratto con ago per siringa smussato 22 GSciCat, RussiaN/APE-50, lunghezza 12 cm, OD=0,9 mm, ID= 0,6 mm.Con un anello di fissaggio
Trasduttore di pressione monouso DeltranProdotti medici dello Utah, Stati Uniti6069Cavo da 12"
Rubinetto a 3 vie DiscofixC per terapia infusionale e monitoraggioB. Braun, Germania Codice: 16494C
EparinaBelmedpreparaty, BielorussiaN/AEparina sodica 5000 UI/ml, fiale 5 mL
LidocainaVelpharm, Federazione RussaN/ASoluzione iniettabile 20 mg/mL, fiale 2 mL
Bracciale pneumatico "Systole"Neurobotics, RussiaN/AParte della misurazione non invasiva della pressione sanguigna per roditori. Tipo 5-10 mm di coda (ratti)
Cloruro di sodioPharmasyntez, RussiaN/ASoluzione per infusione 0,9%, 250 mL
Software LabChart8 ADInstruments, AustraliaN/AVersione 8.1.13
Software MATLAB The MathWorks Inc., Stati UnitiN/A Versione R2019b
Siringa sterile monouso, 1 mL, in 3 partiFornitore verificato - Huaian City Hengchun Medical Product Co., Ltd., CinaN/A Ferri da 27 g
Siringa sterile monouso, 2 (2,5) mL, 3 partiVogt Medical Vertrieb GmbH, Germania1310524Ferri da 23 g
Sutura SILK-SPolytechmed, RussiaN/AIntrecciato, realizzato in seta naturale con rivestimento in silicone, nero in cassetta. USP 4/0 (MP1.5). Lunghezza 100 m. Per vasi leganti
XylaInterchemie, Paesi BassiN/A Xilazina 20 mg/mL, 50 mL
Zoletil 100Virbac, Francia N/A Tiletamina HCl 50 mg/mL, zolazepam HCl 50 mg/mL, 5 mL

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roustit, M., Cracowski, J. Non-invasive assessment of skin microvascular function in humans: an insight into methods. Microcirculation. 19 (1), 47-64 (2012).
  2. Duranteau, J., et al. The future of intensive care: the study of the microcirculation will help to guide our therapies. Crit Care. 27 (1), 190(2023).
  3. Basak, K., Manjunatha, M., Dutta, P. K. Review of laser speckle-based analysis in medical imaging. Med Biol Eng Comput. 50 (6), 547-558 (2012).
  4. Goldberg, J., et al. Intraoperative laser speckle contrast imaging to assess vessel flow in neurosurgery: a pilot study. Neurosurgery. 94, 983-992 (2024).
  5. Paramasivam, R., et al. Laser speckle contrast imaging for intraoperative assessment of intestinal microcirculation in normo- and hypovolemic circulation in a porcine model. Eur Surg Res. 65 (1), 1-8 (2023).
  6. Linkous, C., et al. Applications of laser speckle contrast imaging technology in dermatology. JID Innov. 3 (5), 100187(2023).
  7. Golubova, N., et al. Effect of thinned-skull cranial window on monitoring cerebral blood flow using laser speckle contrast imaging. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 31 (4), 1-8 (2025).
  8. Golubova, N., Potapova, E., Seryogina, E., Dremin, V. Time-frequency analysis of laser speckle contrast for transcranial assessment of cerebral blood flow. Biomed Signal Process Control. 85, 104969(2023).
  9. Escobar, S., et al. Evaluation of systemic endothelial-dependent and endothelial-independent microvascular reactivity in metabolically healthy obesity: an observational study. Microvasc Res. 148, 104553(2023).
  10. Shirazi, B. R., Valentine, R. J., Lang, J. A. Reproducibility and normalization of reactive hyperemia using laser speckle contrast imaging. PLoS One. 16 (1), e0244795(2021).
  11. Tew, G. A., Klonizakis, M., Crank, H., Briers, J. D., Hodges, G. J. Comparison of laser speckle contrast imaging with laser Doppler for assessing microvascular function. Microvasc Res. 82 (3), 326-332 (2011).
  12. Yuan, X., et al. A comparison of the cutaneous microvascular properties of the spontaneously hypertensive and the Wistar-Kyoto rats by spectral analysis of laser Doppler. Clin Exp Hypertens. 41 (4), 342-352 (2019).
  13. Dubensky, A., et al. Post-occlusive reactive hyperemia variables can be used to diagnose vascular dysfunction in hemorrhagic shock. Microvasc Res. 152, 104647(2024).
  14. Meglinski, I. V., Kal'chenko, V. V., Kuznetsov, Y. L., Kuznik, B. I., Tuchin, V. V. Towards the nature of biological zero in the dynamic light scattering diagnostic modalities. Dokl Phys. 58, 323-326 (2013).
  15. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. J Vis Exp. (95), e51881(2015).
  16. Henninger, N., Heimann, A., Kempski, O. Electrophysiology and neuronal integrity following systemic arterial hypotension in a rat model of unilateral carotid artery occlusion. Brain Res. 1163, 119-129 (2007).
  17. Souza-Silva, E., Ascenso, R., Tonussi, C. R., Da Silva-Santos, J. E. Detection of blood flow perfusion and post-occlusive reactive hyperemia in the skeletal muscle of rats. Life Sci. 278, 119571(2021).
  18. Roustit, M., Millet, C., Blaise, S., Dufournet, B., Cracowski, J. L. Excellent reproducibility of laser speckle contrast imaging to assess skin microvascular reactivity. Microvasc Res. 80 (3), 505-511 (2010).
  19. Nilsson, M., et al. Day-to-day variability in cutaneous microcirculation measured with multi-exposure laser speckle contrast imaging and multispectral imaging. Microvasc Res. 160, 104819(2025).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Imaging a speckle laserPerfusione microvascolareOcclusione vascolareMonitoraggio della pressione arteriosaModello della zampa di rattoConduttanza vascolare cutaneaDisfunzione microvascolareShock emorragicoReattivit vascolare

Articoli correlati