Adattamento della dispersione di Taylor per misurare il coefficiente di dispersione delle soluzioni elettrolitiche tramite una configurazione microfluidica accessibile

Sommario

Qui, presentiamo un protocollo per adattare l'esperimento di dispersione di Taylor alla microscala utilizzando microcanali fabbricati internamente con un taglierino artigianale da tavolo. La piattaforma sperimentale può essere utilizzata per calcolare il coefficiente di diffusione di traccianti passivi di singole specie e per visualizzare l'interazione e la separazione di ioni multispecie.

Abstract

Il campo della microfluidica è diventato sempre più importante in quanto consente un controllo rapido e preciso di fluidi e particelle, facilitando la sintesi di composti e la separazione di miscele. Abbiamo perfezionato un adattamento in microscala accessibile e ripetibile dell'esperimento Taylor Dispersion utilizzando microcanali fabbricati internamente con una taglierina artigianale da tavolo. Il costo iniziale di questa tecnica di xurografia microfluidica veloce e accessibile è di circa 300 USD, ordini di grandezza inferiori rispetto ai tipici metodi di fotolitografia. Il flusso laminare azionato dalla pressione di una pompa a siringa programmabile trasporta una soluzione tracciante iniettata a valle nel microcanale, dove una fotocamera reflex digitale a lente singola (D-SLR) con obiettivo macro cattura l'evoluzione della concentrazione di tracciante nel tempo in una posizione fissa. Utilizzando questa piattaforma sperimentale, possiamo calcolare i coefficienti di diffusione per traccianti passivi di singole specie in condizioni sperimentali variabili. Abbiamo quindi esteso il protocollo alle miscele di elettroliti, osservando prove preliminari di cambiamenti di diffusività derivanti da effetti di accoppiamento ione-ione non banali. Questo metodo sperimentale accessibile fornisce uno strumento pratico per sondare il trasporto multispecie e offre approfondimenti sulle complesse interazioni che regolano la mobilità ionica.

Introduzione

Negli ultimi anni, significativi sforzi di ricerca si sono concentrati sullo studio e sullo sviluppo di dispositivi microfluidici convenienti che offrono un controllo preciso sul flusso, sulle particelle e sul trasporto dei soluti. Le soluzioni elettrolitiche multispecie svolgono un ruolo fondamentale in un'ampia gamma di applicazioni, dall'accumulo di energia e dalla diagnostica biomedica al monitoraggio ambientale e alla purificazione dell'acqua. Comprendere come le diverse specie ioniche si diffondono e interagiscono in questi sistemi è essenziale per ottimizzare le prestazioni e la stabilità nei processi elettrochimici e guidati dal trasporto.

Quando una soluzione elettrolitica contiene ioni con diversi coefficienti di diffusione, la loro migrazione ineguale induce un campo elettrico interno, anche in assenza di una tensione applicata esternamente. Gli ioni a diffusione più rapida tendono a separarsi da quelli più lenti, creando momentaneamente uno squilibrio di carica. Per preservare l'elettroneutralità, il sistema genera un potenziale elettrico indotto dalla diffusione. Questo campo rallenta gli ioni più veloci e accelera quelli più lenti. Il potenziale elettrico risultante dipende dalla mobilità relativa degli ioni e dai gradienti di concentrazione ed è ben descritto dalle equazioni di Nernst-Planck sotto vincoli di elettroneutralità. I modelli elettrochimici classici, come le equazioni di Henderson e Nernst, quantificano questo fenomeno mettendolo in relazione con i numeri di trasporto ionico e le differenze di concentrazione¹.

L'analisi della dispersione di Taylor è stata a lungo una tecnica potente per misurare la diffusività molecolare osservando come un soluto si diffonde in un flusso laminare guidato dalla pressione attraverso un canale rettilineo ^2,3. Tiene conto dell'interazione tra avvezione e diffusione e consente un'inferenza accurata dei coefficienti di diffusione molecolare dai tassi di dispersione effettivi. Questo metodo è particolarmente interessante perché combina precisione, requisiti minimi di campione e rapida acquisizione dei dati. Tradizionalmente utilizzato per traccianti di singole specie, le recenti estensioni teoriche ne consentono ora l'applicazione a sistemi multispecie, consentendo ai ricercatori di dedurre teoricamente la diffusività dei singoli ioni in base al comportamento di trasporto accoppiato⁴.

Tuttavia, l'elevato costo e la complessità tecnica delle configurazioni microfluidiche convenzionali, spesso basate sulla fotolitografia dipendente dalla camera bianca, pongono ostacoli significativi all'adozione più ampia di questo metodo. In questo lavoro, presentiamo un adattamento a basso costo, accessibile e riproducibile della tecnica di dispersione di Taylor, che impiega microcanali fabbricati tramite xurografia con una taglierina artigianale da tavolo. Questo approccio, con un costo di avvio di circa 300 USD, consente una prototipazione rapida e una fabbricazione coerente dei canali senza la necessità di costose strutture specializzate⁵. Utilizzando l'imaging in campo chiaro tramite una fotocamera DSLR e un obiettivo macro, il protocollo costruisce una serie temporale dell'evoluzione della concentrazione del tracciante in un punto di cattura fisso a valle del sito^{di iniezione 6}. Dimostriamo che questa piattaforma è in grado di misurare con precisione i coefficienti di diffusione per traccianti passivi di una singola specie ed estendere il metodo per analizzare sistemi elettrolitici multispecie. I risultati rivelano chiare firme delle variazioni di diffusività derivanti dagli effetti di accoppiamento ione-ione. Questo metodo accessibile ed economico offre uno strumento pratico per studiare i fenomeni di trasporto ionico in miscele elettrolitiche complesse. Ad esempio, la configurazione sperimentale proposta può essere facilmente adattata per essere utilizzata come micromiscelatore per valutare l'efficienza di miscelazione di soluti multispecie⁷ o per progettare le distribuzioni di peso molecolare del polimero desiderate attraverso un reattore a flusso tubolare⁸ controllato da computer.

Protocollo

1. Preparazione dei materiali

NOTA: In questo rapporto, i chip microfluidici sono costruiti tagliando disegni a microcanali in un singolo strato di nastro di poliimmide con una larghezza w = 2,54 cm e uno spessore h = 100 μm, che viene poi sigillato tra due fogli di poliestere. Il rapporto d'aspetto del microcanale (λ = h/p) dipende dallo spessore della poliimmide; La larghezza del canale (W) è l'unica caratteristica della sezione trasversale modificabile in questo protocollo.

1. Tagliare il nastro di poliimmide in una striscia lunga 21 cm.
2. Tagliare due rettangoli di poliestere di lunghezza 21 cm e larghezza 5 cm.
   NOTA: Per fabbricare ogni microcanale lungo 18,77 cm, sono necessari una striscia di poliimmide e due rettangoli di poliestere. Uno dei rettangoli in poliestere viene tagliato utilizzando il taglierino da tavolo per creare fori di ingresso e uscita, mentre l'altro viene utilizzato inalterato.
3. Tagliare e mettere da parte una seconda striscia di nastro di poliimmide della lunghezza di 21 cm per la creazione della guarnizione. Questa lunghezza produce 32 guarnizioni; È necessaria una guarnizione per ogni microcanale.
4. Ottieni la porta a microcanali stampando tridimensionalmente (3D) su una stampante a resina.
   1. Stampa una porta per microcanale. Un file .sdlprt per la porta è incluso nel file supplementare 1. Progettare le filettature per le punte delle siringhe Luer lock da avvitare nella porta per una tenuta stagna.
   2. Stampa 3D solida (senza riempimento) direttamente sulla piattaforma di costruzione senza supporti aggiuntivi. Impostare lo spessore dello strato su 0,10 mm.
   3. Polimerizzare la stampa in una camera UV per 15 minuti a 60 °C.

2. Assemblaggio del setup sperimentale

1. Fabbricazione dello strato superiore del chip microfluidico.
   1. Avvia il software di progettazione della taglierina artigianale.
   2. Progetta il top a microcanali utilizzando il software di progettazione per taglierine artigianali o importando un disegno da altri software compatibili.
   3. Disegna due cerchi di diametro 0,27 cm a una distanza di 18,77 cm l'uno dall'altro: sono l'ingresso e l'uscita del flusso. A una distanza di 2,71 cm dal foro di ingresso, disegnare un foro di ingresso del tracciante più piccolo di 0,15 cm di diametro.
      NOTA: A . Il file modello DXF (File supplementare 2) è incluso come riferimento.
   4. Attacca uno dei due rettangoli di poliestere del passaggio 1.2 al lato adesivo del tappetino da taglio. Utilizzando del nastro adesivo largo 2,54 cm, fissa il nastro lungo i quattro lati del perimetro.
      NOTA: Poiché i fogli di poliestere sono uniformi su entrambi i lati, possono essere utilizzati con entrambi i lati "verso l'alto". Il nastro adesivo è necessario per impedire qualsiasi movimento del poliestere durante il taglio. L'altro rettangolo di poliestere tagliato nel passaggio 1.2 viene utilizzato così com'è.
   5. Assicurarsi che la fresa sia collegata al computer con il software di progettazione tramite un cavo USB (Universal Serial Bus) o Bluetooth.
   6. Caricare il tappetino da taglio nella taglierina per artigianato allineando i bordi contrassegnati del tappetino con le frecce sulla taglierina. Inserire la lama nella fessura del carrello della taglierina per artigianato.
      NOTA: I potenziali errori nella fabbricazione dei microcanali sono principalmente il risultato dell'usura o del disallineamento della pala. L'usura della lama può causare il taglio brusco e non uniforme delle pareti dei canali. Per risolvere questo problema, viene utilizzata una lama diversa per tagliare ogni tipo di materiale per ridurre il rapido degrado dell'affilatura della lama. Seguendo questo principio, in questo protocollo sono necessarie due lame, una per il poliestere e un'altra per il nastro in poliimmide. Se, durante la produzione dei canali, le pareti del canale diventano notevolmente più ruvide o il negativo diventa difficile da rimuovere, potrebbe essere necessario sostituire la lama. Il disallineamento della lama può far sì che la lama non penetri nel materiale con l'angolazione corretta, con conseguente larghezza o riduzione dei canali. Questo problema è più comune nei canali di larghezza inferiore, ma può essere attenuato progettando le pareti del canale in modo che siano i lati lunghi di un rettangolo di taglio continuo, anziché linee parallele separate.
   7. In alto a destra nella pagina di progettazione sul monitor del computer, fai clic su Invia per procedere alla revisione dei materiali e alle impostazioni di taglio.
   8. Immettere le impostazioni di taglio del foglio di poliestere. Con questa configurazione, le impostazioni consigliate sono: Profondità lama: 9, Forza: 33, Passate: 1 e Velocità: 1.
      NOTA: Le raccomandazioni per l'impostazione del cutter artigianale si basano sul lavoro del 2019 di Taylor e Harris⁵.
   9. Fare clic su Invia per inviare il lavoro al tagliatore artigianale. La fresa inizia il processo di taglio, che dura circa 15 s.
   10. Attendere che la lama torni nella sua posizione iniziale. Quindi, rimuovere il tappetino da taglio premendo il pulsante di espulsione .
   11. Rimuovere il materiale in poliestere negativo utilizzando una pinzetta. Il foglio di poliestere tagliato include tre fori: fori di ingresso e uscita del flusso a 18,77 cm di distanza e un foro di ingresso del tracciante più piccolo tra i primi due, a 2,71 cm dal foro di ingresso, come mostrato nella Figura 1A.
   12. Rimuovere tutto il materiale dal tappetino da taglio e mettere da parte la parte superiore del truciolo.
       NOTA: Quando si taglia il poliestere, la lama lascia un bordo ruvido che sporge leggermente dal foglio sul lato tagliato. Quando si assembla il chip microfluidico, riguardare questo bordo verso l'alto (lontano dalla poliimmide) per evitare che interferisca con il flusso attraverso il microcanale.
2. Tagliare la guarnizione
   1. Progetta guarnizioni in poliimmide a forma di ciambella utilizzando il software di progettazione Craft Cutter o importando un progetto da un altro software compatibile.
   2. Disegna due cerchi concentrici di diametro rispettivamente di 0,52 cm e 0,24 cm.
      NOTA: A . Il file del modello DXF con 32 guarnizioni è incluso come file supplementare 3. È necessaria una guarnizione per ogni porta quando la si collega al microcanale.
   3. Attacca il nastro di poliimmide dal passaggio 1.3 al tappetino da taglio, entrambi con il lato adesivo rivolto verso l'alto. Utilizzando del nastro adesivo largo 2,54 cm, fissare il nastro lungo i quattro lati del perimetro.
   4. Caricare il tappetino da taglio nella taglierina per artigianato allineando i bordi contrassegnati del tappetino con le frecce sulla taglierina.
   5. Sostituire la lama utilizzata per i fogli di poliestere con una nuova lama da utilizzare esclusivamente per il taglio del nastro in poliimmide.
   6. In alto a destra nella pagina di progettazione sul monitor del computer, fai clic su Invia per procedere alla revisione dei materiali e alle impostazioni di taglio.
   7. Immettere le impostazioni di taglio del nastro in poliimmide. Con questa configurazione, le impostazioni consigliate sono: Profondità lama: 9, Forza: 1, Passate: 1 e Velocità: 1.
      NOTA: Le raccomandazioni per l'impostazione del cutter artigianale si basano sul lavoro del 2019 di Taylor e Harris⁵.
   8. Fare clic su Invia per inviare il lavoro al tagliatore artigianale. La taglierina inizia il processo di taglio, che dura circa 40 s.
   9. Attendere che la lama torni nella sua posizione iniziale. Quindi, rimuovere il tappetino da taglio premendo il pulsante di espulsione .
3. Assemblaggio del foglio superiore, della guarnizione e della porta
   1. Posizionare il foglio di poliestere tagliato al punto 2.1 su una superficie piana, con le sporgenze rivolte verso l'alto.
   2. Usa una pinzetta per staccare una guarnizione dal nastro di poliimmide tagliato nel passaggio 2.2 e appoggiala sul lato inferiore piatto di una porta stampata in 3D. Allineare i fori della porta e della guarnizione; Per aiutare in questo, inserisci una punta della siringa attraverso la porta e usala come guida.
   3. Fissare la porta con la guarnizione al foglio di poliestere, posandolo in piano, allineando la porta e il foro di ingresso del flusso. Ancora una volta, usa la punta della siringa per centrare la porta sul foro di ingresso del foglio. Tenere in posizione per 30 s per sigillare la guarnizione in poliimmide su entrambi i lati alla parte superiore del truciolo di poliestere.
      NOTA: A questo punto la porta e il foglio superiore devono essere collegati saldamente, con la possibilità di sollevare insieme la porta e il foglio superiore sollevando solo la porta.
   4. Applicare una piccola quantità di supercolla sul perimetro della porta mentre la si spinge verso il basso per creare una tenuta stagna permanente.
   5. Lasciare da parte per 2-3 ore o utilizzare lo spray attivatore di supercolla e attendere 10 minuti per garantire una tenuta stagna.
      NOTA: Utilizzare i guanti e lavorare in una cappa aspirante quando si maneggia la supercolla.
4. Fabbricazione del corpo del microcanale in poliimmide
   1. Progetta un corpo a microcanali utilizzando il software di progettazione per taglierine artigianali o importando un disegno da altri software compatibili.
   2. Disegnare due cerchi di diametro 0,36 cm a una distanza di 18,6 cm l'uno dall'altro: questi corrispondono ai fori di ingresso e uscita del flusso del piano truciolo progettati in 2.1.3.
   3. Tra questi due fori, inserire un rettangolo della larghezza desiderata e della lunghezza di 18,77 cm. Assicurarsi che 0,05 cm del rettangolo si sovrappongano ai fori di ingresso e uscita per ridurre il rischio di strappi accidentali durante la rimozione del negativo.
   4. Tracciare una singola linea perpendicolare di 0,2 cm posizionata a 17,71 cm dal foro di ingresso del flusso e a 0,2 cm di distanza dal canale su entrambi i lati.
      NOTA: A . Il file modello DXF è incluso come file supplementare 4. Questo design è per un microcanale di lunghezza 18,77 cm e larghezza 400 μm, come mostrato nella Figura 1B.
   5. Attacca il nastro di poliimmide tagliato al passaggio 1.1 sul tappetino da taglio, entrambi con il lato adesivo rivolto verso l'alto. Utilizzando del nastro adesivo largo 2,54 cm, fissare il nastro lungo i quattro lati del perimetro.
   6. Caricare il tappetino da taglio nella taglierina per artigianato allineando i bordi contrassegnati del tappetino con le frecce sulla taglierina. Mantenere la stessa lama utilizzata per tagliare le guarnizioni al punto 2.2.
   7. In alto a destra nella pagina di progettazione sul monitor del computer, fai clic su Invia per procedere alla revisione dei materiali e alle impostazioni di taglio. Utilizzare lo stesso input delle impostazioni di taglio per le guarnizioni nel passaggio 2.2.7.
   8. Fare clic su Invia per inviare il lavoro al tagliatore artigianale. La fresa inizia il processo di taglio, che dura circa 15 s.
   9. Attendere che la lama torni nella sua posizione iniziale. Quindi, rimuovere il tappetino da taglio premendo il pulsante di espulsione sul taglierino. Un microcanale con caratteristiche visibili di ingresso, uscita e punto di cattura è ora tagliato nella poliimmide.
      NOTA: Orientare il chip in modo che il punto di acquisizione sia più vicino alla presa; Nel design fornito, si trova a 1,107 cm dall'uscita, in modo che la distanza tra il foro di ingresso del tracciante e il punto di cattura sia di 15 cm.
   10. Rimuovere il materiale negativo in poliimmide dal canale utilizzando una pinzetta. A seconda della larghezza e delle caratteristiche del microcanale, si tratta di una procedura molto delicata, più adatta per le pinzette ad alta precisione.
   11. Rimuovere tutto il materiale dal tappetino da taglio e mettere da parte il microcanale; Assicurarsi che il lato adesivo rimanga intatto.
5. Assemblaggio del chip microfluidico
   1. Posiziona il nastro di poliimmide con il lato adesivo rivolto verso l'alto su una superficie piana.
   2. Posizionare il rettangolo inferiore in poliestere (senza fori) delle dimensioni del passaggio 1.2 sul nastro di poliimmide esposto. Centrare la striscia di poliimmide all'interno della larghezza del poliestere.
   3. Applicare una pressione verso il basso con un rullo per rimuovere eventuali bolle più grandi e ispezionare la presenza di detriti o pieghe nella poliammide.
   4. Capovolgere il nastro di poliimmide e rimuovere la copertura protettiva dal lato inferiore.
   5. Allineare il foglio di poliestere superiore montato con la porta stampata in 3D all'ingresso e all'uscita del nastro di poliimmide e appoggiare il foglio di poliestere sopra la poliammide.
   6. Applicare una pressione verso il basso con un rullo per rimuovere eventuali bolle più grandi e verificare la presenza di detriti o pieghe nel nastro di poliimmide.
      NOTA: Detriti significativi nel canale o sulle pareti, insieme a fori di ingresso e uscita disallineati, influiscono sul flusso laminare, compromettendo l'esperimento. Questo completa la fabbricazione di un chip microfluidico, come mostrato nella Figura 1C.
6. Montaggio dell'area sperimentale
   1. Configurazione della pompa a siringa
      1. Riempire una siringa di vetro da 0,5 ml con acqua deionizzata (DI). Montare la siringa sulla pompa a siringa programmabile e premere il pulsante di avanzamento rapido fino a quando l'acqua inizia a fuoriuscire dalla punta della siringa.
      2. Tagliare e collegare un pezzo di tubo in politetrafluoroetilene (PTFE) lungo 50 cm (0,3048 mm di diametro interno, 0,762 mm di diametro esterno) a una punta di siringa da 27 G di lunghezza 1,27 cm e diametro esterno di 0,4064 mm. Usa una pinzetta per inserire il tubo sopra la punta della siringa e tiralo verso il basso.
         NOTA: Eseguire un piccolo taglio di circa 1 mm per fornire un'area di apertura più ampia nel tubo in PTFE e guidare la punta della siringa al suo interno, come mostrato nella Figura 2.
      3. Riempire la punta della siringa collegata al tubo con acqua deionizzata in modo che si formi un menisco convesso all'apertura.
      4. Collegare la punta alla siringa di vetro montata sulla pompa, assicurandosi che non si formino bolle d'aria nella siringa o nella punta della siringa.
      5. Impostare la pompa a siringa solo in infusione. Inserire il tipo e la dimensione della siringa come 0,5 mL.
   2. Configurazione del pannello luminoso
      1. Collegare il pannello luminoso e posizionarlo vicino al bordo del banco da laboratorio. Questa è la superficie su cui verrà fissato il microcanale e si verificherà l'esecuzione sperimentale.
      2. Accendi il pannello luminoso alla massima luminosità. Garantire un'illuminazione uniforme nell'area in cui vengono condotti gli esperimenti è fondamentale poiché ogni modifica influenza l'acquisizione dell'immagine della fotocamera.
      3. Fissare con nastro adesivo il chip microfluidico assemblato nel passaggio 2.5 al pannello luminoso utilizzando un nastro adesivo largo 2,54 cm.
         NOTA: Fissare il canale con del nastro adesivo abbastanza vicino al bordo del banco da laboratorio in modo che possa essere fotografato con la configurazione della fotocamera descritta al punto 2.6.3. In questa configurazione sperimentale, tale distanza è di 1 cm.
   3. Configurazione della fotocamera
      1. Inserire la scheda SD (Secure Digital) nella fotocamera DSLR e utilizzare una batteria plug-in per alimentare la fotocamera. Monta un obiettivo macro da 20 mm f/2 sulla fotocamera. Collegare la fotocamera a un trigger remoto.
      2. Installa il treppiede e monta la fotocamera con l'obiettivo macro sopra l'esperimento, rivolto verso il basso. Utilizzare una livella per assicurarsi che l'obiettivo macro sia parallelo alla regione del canale di interesse.
      3. Centrare la vista della telecamera sul punto di acquisizione tagliato nel nastro di poliimmide. La fotocamera deve trovarsi ad almeno 1 cm sopra il pannello luminoso in modo da poter catturare sia il taglio del punto di acquisizione che un'ampia visuale del canale. Le immagini verranno acquisite in una posizione fissa a valle della posizione di ingresso del tracciante.
      4. Accendi la fotocamera e impostala in modalità manuale con una velocità dell'otturatore di 1/100 sec. e ISO 800. Impostare la qualità dell'immagine su JPEG Fine e la dimensione dell'immagine su Grande. Impostare l'impostazione del bilanciamento del bianco su Fluorescente 2. Aprire le opzioni dell'area dell'immagine e impostare l'area dell'immagine su DX (24x16). L'obiettivo macro è impostato su F2.6 con ingrandimento ×4.
      5. Programmare la fotocamera utilizzando il grilletto remoto per scattare foto ogni 1 s.
         NOTA: Le impostazioni della fotocamera riportate si basano sulle condizioni ambientali e cambiano in base all'illuminazione ambientale, alla fotocamera, all'obiettivo, ecc.
7. Preparazione del tracciante
   1. Misurare 0,60 g di sale sodico di fluoresceina in polvere per preparare la soluzione tracciante. Diluire la polvere in 1 L di acqua distillata per ottenere la concentrazione di colorante desiderata (concentrazione di 0,6 g/L).
      NOTA: Il colorante utilizzato e la sua concentrazione possono essere modificati secondo necessità. Tuttavia, è necessario verificare che esista una relazione lineare tra l'intensità del tracciante e la concentrazione. In questo caso, ciò è stato ottenuto mediante l'imaging di campioni utilizzando condizioni sperimentali con concentrazioni note e altezze dei canali variabili. La concentrazione di 0,6 g/L di sale sodico di fluoresceina è stata scelta per rientrare nell'intervallo, producendo una relazione lineare quando si tracciano i valori di intensità del canale blu dall'immagine completa di rosso, verde e blu (RGB). Una foto dell'allestimento sperimentale completo è mostrata nella Figura 3. La Figura 4 mostra i diagrammi della vista dall'alto (Figura 4A) e laterale (Figura 4B) della configurazione sperimentale.

3. Esecuzione sperimentale

1. Apparecchio
   1. Applicare uno strato di nastro adesivo sulla parte superiore del foro di ingresso del tracciante per evitare il deflusso, assicurandosi che un lato sia piegato per facilitare la rimozione.
   2. Far funzionare la pompa a siringa programmabile per inondare il microcanale con acqua deionizzata a una velocità di flusso molto lenta.
      NOTA: Per un microcanale di dimensioni h x l x l = 100 μm x 400 μm x 18,77 cm, utilizzare una portata volumetrica di 2,4 μL/min (corrispondente a una portata di 0,1 cm/s).
   3. Al termine dell'allagamento dopo circa 5 minuti, assicurarsi che non si siano formate bolle d'aria.
      NOTA: Se si formano bolle d'aria che non possono essere rimosse semplicemente prolungando il tempo di allagamento, rimuovere l'acqua deionizzata e lavare il microcanale con una piccola quantità di etanolo o altro fluido a bassa coesione e bassa tensione superficiale. Quindi, inondate rapidamente il canale con acqua deionizzata, assicurandovi di sciacquarlo bene prima in modo che non rimanga etanolo.
   4. Spegnere la pompa a siringa.
2. Condizione iniziale
   1. Riempire un puntale per micropipetta da 0,5 μl con il tracciante miscelato al punto 2.7.
   2. Staccare il rivestimento del nastro dal foro di ingresso del tracciante utilizzando la linguetta piegata. Utilizzando l'angolo di un panno a basso contenuto di lanugine, rimuovere leggermente l'acqua deionizzata dal foro di ingresso del tracciante e attendere 30 s per garantire che i fronti dell'acqua deionizzata si stabilizzino.
   3. Trascorso il tempo, scaricare il contenuto della micropipetta nel foro di ingresso. Richiudere immediatamente il foro lisciando il nastro su di esso esercitando una pressione minima con un movimento fluido.
      NOTA: Questo passaggio crea la condizione iniziale del tracciante. Prima che la corsa sperimentale possa essere avviata, il tracciante dovrà diffondersi attraverso la sezione trasversale del microcanale.
   4. Attendere un po' di tempo t_w > t_wd affinché il bolo del tracciante si diffonda attraverso la sezione trasversale del microcanale.
      NOTA: Calcolare il tempo di diffusione lungo la larghezza del canale come t_wd = (w/2)²/κ, dove κ è il coefficiente di diffusione molecolare del tracciante (cm²/s) e w/2 è la metà della larghezza del microcanale. Supponendo che il tracciante venga iniettato al centro del canale, la distanza massima che dovrà percorrere per raggiungere una parete durante questo periodo di attesa è la metà della sua larghezza. Questo modo di calcolare il tempo di attesa, t_w, è generalizzabile a qualsiasi sezione trasversale con un'appropriata scelta della lunghezza caratteristica. Nei risultati rappresentativi qui riportati, il tempo di attesa è approssimativamente t_w = 14 s per w = 400 μm e h = 100 μm.
3. Fluire
   1. Assicurarsi che la pompa a siringa sia impostata sulla portata volumetrica desiderata.
   2. Contemporaneamente avviare la pompa a siringa e attivare il grilletto remoto. Esegui l'esperimento per 5 minuti, scattando foto a 1 fotogramma al secondo.
      NOTA: Una portata volumetrica di 2,4 μL/min corrisponde a una portata di 0,1 cm/s in un microcanale con w = 400 μm e altezza h = 100 μm (rapporto d'aspetto: λ = 1/4).

4. Trattamento dei dati

1. Rimuovere la scheda di memoria dalla fotocamera e scaricare le immagini su un computer con il software di elaborazione delle immagini da utilizzare per l'analisi.
2. Elaborazione sperimentale dei dati
   NOTA: I file di codice utilizzati per l'elaborazione dei dati sono inclusi nel file supplementare 5.
   1. Avvia i file di elaborazione dati forniti. Sullo schermo viene visualizzata un'immagine catturata dalla fotocamera DSLR. Fare clic e trascinare un'area rettangolare, allineandone l'altezza con la distanza tra le pareti del microcanale.
   2. Se i lati orizzontali del rettangolo non sono perfettamente allineati con le pareti del microcanale, l'immagine deve essere ruotata. Passa il cursore su un angolo del rettangolo, fai clic e ruotalo in modo che le sue pareti orizzontali siano parallele a quelle del microcanale. Premere un tasto qualsiasi per continuare; il pop-up della foto si chiude e si riapre dopo essere stato ruotato, come mostrato nella Figura 5A.
   3. Fare clic e trascinare un'area quadrata con la lunghezza del lato corrispondente alla distanza tra le pareti del microcanale e centrata nel punto di acquisizione. Questa sarà la regione di interesse per l'acquisizione dei dati, mostrata in Figura 5B; Ogni immagine della sequenza verrà ritagliata utilizzando questa stessa regione. Premere un tasto qualsiasi per continuare; Il pop-up dell'immagine si chiuderà.
   4. Ad ogni pixel della regione ritagliata, estrarre il canale blu dall'immagine RGB completa (Figura 5C) e invertirlo sottraendo il suo valore da 255, il valore massimo del canale di colore (Figura 5D).
      NOTA: Selezionare il canale blu ('B' rispetto all'RGB completo) in quanto è il migliore per catturare l'intensità del colorante di fluoresceina quando si cerca di distinguere tra la regione del canale dal confine del nastro di poliimmide con la sorgente di illuminazione utilizzata⁶.
   5. Calcola il valore medio dell'intensità del canale blu invertito per la regione ritagliata.
   6. Ripetere i passaggi 4.2.4-4.2.5 per tutte le immagini rimanenti per estrarre e memorizzare il valore medio dell'intensità del canale blu invertito per la regione ritagliata in ciascuna foto. Ciò si traduce in una serie temporale per l'intensità media del canale blu invertito nel punto di acquisizione.
3. Adattamento estrapolato
   1. La casella degli strumenti integrata non lineare curveFitter nel codice prende come input l'intensità media della serie temporale del canale blu invertito prodotta nel passaggio 4.2.6 e produce un adattamento utilizzando l'equazione personalizzata:
      (1)
      Il codice utilizza un approccio ai minimi quadrati non lineare per calcolare l'adattamento migliore per quattro parametri: h₃, x₁, K e h₄. Qui, h₄ è una correzione per l'intensità di base sperimentale misurata quando il microcanale è riempito con acqua deionizzata. Il parametro K è il coefficiente di dispersione sperimentale potenziato.
      NOTA: L'equazione (1) è adattata dalla previsione della teoria della dispersione di Taylor per l'evoluzione della concentrazione del tracciante nel tempo ^2,5,9 riportata nei risultati rappresentativi come equazione (2).

Risultati

Le fasi di fabbricazione del chip microfluidico sono mostrate nella Figura 1. Includiamo nella Figura 2 i passaggi suggeriti per collegare il tubo in PTFE alla punta della siringa utilizzata per iniettare il flusso di fondo di acqua deionizzata (DI) nel chip microfluidico attraverso la pompa a siringa programmabile. La Figura 3 include una foto etichettata dell'intera configurazione sperimentale. La Figura 4 include i diagrammi della vista dall'alto (Figura 4A) e laterale (Figura 4B) della configurazione sperimentale, evidenziando il posizionamento relativo del chip microfluidico e della telecamera. La Figura 5 riporta la sequenza di operazioni applicate alle immagini sperimentali durante la fase di elaborazione dei dati del protocollo. Nella Figura 5A mostriamo come il codice allinea il microcanale orizzontalmente (se necessario), quindi la Figura 5B mostra il ritaglio della regione quadrata di interesse centrata attorno al punto di acquisizione e con la lunghezza laterale impostata dalla larghezza del microcanale, w. La Figura 5C isola il canale blu dall'immagine RGB completa nella regione di interesse ritagliata, e infine la Figura 5D mostra il valore di intensità invertito per il canale blu della regione ritagliata ottenuto sottraendolo da 255 (l'intensità massima per ogni canale di colore).

La Figura 6 sovrappone i risultati di un'esecuzione sperimentale (tratteggiato) con il corrispondente adattamento estrapolato (solido). In questo caso, ogni punto dati sperimentale è il valore medio dell'intensità del canale blu invertito calcolato attraverso le fasi di elaborazione dei dati mostrate nella Figura 5. Nel punto di cattura fisso a valle dell'ingresso del tracciante, la teoria della dispersione^{di Taylor 2,5,9} prevede che l'evoluzione della concentrazione del tracciante nel tempo sia descritta da:

(2)

dove C(t) è la concentrazione del tracciante media trasversale (g/L), di cui è stata verificata la correlazione lineare all'intensità misurata del tracciante; C₀ è la concentrazione iniziale del tracciante (g/L), U è la portata (cm/s), t è il tempo (s) e x (cm) è la coordinata assiale nel canale rispetto alla posizione di iniezione del tracciante. K è l'aumento del coefficiente di dispersione del tracciante (cm²/s) dovuto all'interazione tra avvezione e diffusione molecolare. Inseriamo i parametri sperimentali e utilizziamo l'applicazione di adattamento della curva non lineare del codice (curveFitter) per trovare il miglior valore di adattamento per K. Tre frame sperimentali per il tempo t = 140 s, 150 s e 200 s sono mostrati accanto alle curve sperimentali (tratteggiate) e adattate (solide) prodotte per una corsa sperimentale alla velocità di flusso U = 0,1 cm/s in un microcanale di lunghezza 18,77 cm e rapporto d'aspetto λ = 1/4; questo corrisponde al numero Péclet Pe 88. Qui, il tracciante è costituito da 0,6 g/L di sale sodico di fluoresceina diluito in acqua deionizzata con coefficiente di diffusione molecolare riportato in letteratura^10,11 come κ = 5,70 x ^10-6 cm 2/s. Tutti gli esperimenti riportati in questo manoscritto sono stati eseguiti a una temperatura ambiente di 22 °C.

Il coefficiente di dispersione sperimentale potenziato, K, può essere utilizzato per confrontare la validità della nostra configurazione sperimentale e del protocollo calcolando una quantità correlata: il fattore di dispersione 2,5,9,12, f. Questo parametro dipende dalla geometria del canale e viene calcolato come ^5,12,13:

(3)

dove κ è il coefficiente di diffusione molecolare del tracciante (cm²/s) e h/2 è la lunghezza caratteristica scelta. Il numero di Péclet è un parametro adimensionale che quantifica il rapporto tra effetti avvettivi e diffusivi, Pe = Uh/(2κ). La Figura 7 mostra un buon accordo tra i risultati del fattore di dispersione ottenuti da esecuzioni sperimentali in microcanali con sezioni trasversali rettangolari di tre diversi rapporti di aspetto e velocità di flusso, e il comportamento teorico del fattore di dispersione ^5,12,13.

Figura 1: Fabbricazione di chip microfluidici. (A) Progettazione del foglio di poliestere superiore di un chip di 21 x 5 cm. Tre fori sono tagliati dalla taglierina del mestiere da tavolo, da sinistra a destra, per fungere rispettivamente da ingresso del flusso, ingresso del tracciante e uscita del flusso. (B) Progetto per un microcanale in poliimmide da 18,77 cm con punto di cattura 15 cm a valle dell'ingresso del tracciante. (C) Vista esplosa dell'assemblaggio di chip microfluidici, dal basso verso l'alto: strato inferiore di poliestere, strato di microcanali in poliimmide, strato superiore in poliestere con guarnizione in poliimmide e porta stampata in 3D. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Diagramma che mostra come collegare il tubo in PTFE alla punta di una siringa. Il diametro interno del tubo è di 0,3048 mm e il diametro esterno della punta della siringa da 27 G è di 0,4064 mm, quindi eseguire un piccolo taglio di circa 1 mm (a sinistra) può essere utile per fornire un'area di apertura più ampia per guidare la punta della siringa (al centro). Usa una pinzetta per inserire il tubo sopra la punta della siringa e tira verso il basso (a destra). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Foto etichettata della configurazione sperimentale. Da sinistra a destra: una fotocamera DSLR con obiettivo macro da 20 mm f/2 è montata a faccia in giù su un treppiede per catturare il microcanale fissato con nastro adesivo al pannello luminoso illuminato. Una siringa di vetro da 0,5 ml collegata al microcanale tramite un tubo in PTFE è impostata sulla pompa a siringa programmabile. Il trigger remoto viene utilizzato per attivare la fotocamera durante le esecuzioni sperimentali. La micropipetta viene utilizzata per generare la condizione iniziale del tracciante, come descritto nella fase 3.2 del protocollo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: Diagrammi della configurazione sperimentale (non in scala). (A) Vista dall'alto, da sinistra a destra: pompa a siringa programmabile montata con una siringa di vetro da 0,5 mL; tubo in PTFE che collega la pompa a siringa al chip microfluidico; chip microfluidico fissato con nastro adesivo su un pannello luminoso a 1 cm di distanza dal bordo; micropipetta utilizzata per iniettare la soluzione tracciante attraverso il foro di ingresso del tracciante; Fotocamera D-SLR con obiettivo macro montato sul treppiede a faccia in giù per inquadrare il punto di acquisizione. (B) Vista laterale, da sinistra a destra: tubo in PTFE che collega la pompa a siringa al chip microfluidico; punta della siringa e porta stampata in 3D su chip microfluidico; micropipetta utilizzata per iniettare la soluzione tracciante attraverso il foro di ingresso del tracciante; Fotocamera D-SLR con obiettivo macro montato a faccia in giù 1 cm sopra il punto di acquisizione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 5: Fasi di elaborazione dell'immagine nel codice fornito (vedere il file supplementare 5). (A) Immagine sperimentale ruotata in modo che il microcanale sia orizzontale. Barra di scala: 1000 μm. (B) Selezione del quadrato per la regione di interesse (ROI) da ritagliare con la lunghezza del lato corrispondente alla distanza tra le pareti del microcanale; qui, 400 μm. (C) ROI ritagliata in cui il canale blu viene selezionato dall'immagine completa di rosso, verde e blu (RGB). Barra di scala: 200 μm. (D) Canale blu invertito per il ROI ritagliato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 6: Intensità del tracciante mediata in sezione trasversale rispetto al tempo al punto di acquisizione della telecamera per il tracciante di fluoresceina (tratteggiato) sovrapposto all'adattamento della curva estrapolata (solido). Questa prova è stata condotta con 0,6 g/L di sale sodico di fluoresceina in tracciante d'acqua deionizzata, su un microcanale con lunghezza 18,77 cm e rapporto d'aspetto λ = 1/4, a velocità di flusso 0,1 cm/s e Pe 88. L'intensità del canale blu invertito per tre fotogrammi sperimentali a volte 140 s (blu), 150 s (arancione) e 200 s (verde) è mostrata sopra il grafico con la luminosità raddoppiata per chiarezza. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 7: Fattore di dispersione rispetto al rapporto d'aspetto del microcanale. Confronto tra valori teorici (curva blu) e sperimentali (punti dati neri) per il fattore di dispersione, f. La curva teorica è ottenuta utilizzando il risolutore di equazioni differenziali alle derivate parziali integrato con il metodo degli elementi finiti in Wolfram Mathematica (NDSolve)¹². Mostriamo la media e la deviazione standard dei dati sperimentali per: quattro prove con λ = 0,1 e portata 0,02 cm/s; dodici prove con λ = 0,25 e portate 0,05 cm/s (quattro), 0,1 cm/s (quattro) e 0,2 cm/s (quattro); Quattro prove con λ = 0,5 e portata 0,1 cm/s. Tutti gli esperimenti sono stati condotti su microcanali di lunghezza 6,07 cm (con punto di cattura 3 cm a valle dell'ingresso del tracciante); I risultati sono stati quindi confrontati su microcanali da 18,77 cm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

File supplementare 1: file .sdlprt per la porta Fare clic qui per scaricare questo file.

File supplementare 2: . File modello DXF dello strato superiore del chip. Clicca qui per scaricare questo file.

File supplementare 3: . File modello DXF delle guarnizioni dei trucioli. Clicca qui per scaricare questo file.

Fascicolo supplementare 4: . File modello DXF del microcanale del chip. Clicca qui per scaricare questo file.

File supplementare 5: file di codice MATLAB utilizzati per l'elaborazione dei dati. Clicca qui per scaricare questo file.

Discussione

In questo rapporto, abbiamo presentato una configurazione sperimentale e un protocollo ripetibili e accessibili per adattare l'esperimento di dispersione di Taylor alla scala microfluidica. Sfruttiamo una tecnica di xurografia esistente⁵ per produrre i nostri microcanali internamente a basso costo utilizzando la stampa 3D e una taglierina artigianale desktop. L'attuale standard industriale per la produzione di microcanali prevede la creazione di stampi master in cui è possibile fondere i canali. Rispetto alla tecnica discussa in questo manoscritto, questi metodi possono avere una risoluzione del canale e una dimensione delle caratteristiche significativamente migliori (alcuni fino a 0,1 μm), ma hanno lo svantaggio di costi generali molto più elevati, fino a decine di migliaia di dollari¹⁴. Oltre al costo generale iniziale, qualsiasi modifica alle caratteristiche di progettazione dei canali richiede sia la creazione di un nuovo stampo master che l'indurimento di nuovi canali, aumentando i tempi di fermo. Al contrario, il costo iniziale dell'attrezzatura per la produzione di canali utilizzata in questo rapporto è di circa 300 USD; questo è paragonabile al modo meno costoso di produrre uno stampo master (come l'utilizzo di tecniche basate sul polidimetilsilossano (PDMS), ma ha il vantaggio che le modifiche al design dei canali e la stampa di nuovi canali richiedono molto meno tempo, pur mantenendo una rugosità superficiale paragonabile alle principali tecniche di produzione per canali larghi 200 μm⁵. Siamo in grado di tagliare un chip microfluidico in meno di 5 minuti e per meno di 1 USD.

In questo protocollo, i dati vengono registrati in un punto di acquisizione fisso a valle dell'ingresso del tracciante attraverso l'imaging in campo chiaro utilizzando una fotocamera DSLR montata con un obiettivo macro. Sebbene il protocollo sia stato sviluppato utilizzando una soluzione di sale sodico di fluoresceina in acqua deionizzata (DI), questo metodo di imaging è applicabile ad altri tipi di coloranti, come i coloranti alimentari, purché esista una relazione lineare tra l'intensità e la concentrazione del tracciante. La gamma potenziale di sostanze chimiche da utilizzare può essere ulteriormente ampliata considerando il loro spettro di assorbimento e l'illuminazione di fondo. Tuttavia, notiamo che alcuni coloranti alimentari sono derivati da materiali vegetali e possono contenere più di una specie chimica; È necessario prestare attenzione quando si seleziona il colorante alimentare da utilizzare per evitare risultati contrastanti.

La validità di questa configurazione e di questo protocollo è stata verificata calcolando il fattore di dispersione sperimentale, f, per variare il rapporto di aspetto del canale e la portata sperimentale, e confrontandolo con i suoi valori teorici per microcanali di sezioni trasversali rettangolari, come mostrato nella Figura 7. Abbiamo anche calcolato il coefficiente di diffusione, κ, per traccianti passivi di singole specie in queste condizioni sperimentali variabili. La Tabella 1 riporta il coefficiente di diffusione molecolare del sale sodico di fluoresceina ottenuto da questa indagine sperimentale. In particolare, i valori κ tabulati sono stati calcolati dall'equazione (3) utilizzando adattamenti sperimentali per il coefficiente di dispersione migliorato, K, e valori teorici per il fattore di dispersione, f. Riportiamo i valori medi per quattro esperimenti su microcanali con rapporti d'aspetto (λ = 0,1, 0,25 e 0,5) e velocità di flusso variabili (0,05, 0,1 e 0,2 cm/s). Per ciascuno di essi, includiamo anche l'errore relativo rispetto al valore teorico^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s, dimostrando l'accuratezza del nostro metodo. Infine, per ogni insieme di parametri sperimentali riportiamo il numero di Péclet e l'intervallo di tempo adimensionale definito dividendo il tempo dimensionale t quando la curva di intensità sperimentale devia dalla linea di base, per il tempo di diffusione t_d = h²/(4κ). Includiamo l'intervallo di tempo sperimentale non dimensionale per dimostrare che il nostro sistema è entrato nel regime di dispersione di Taylor e quindi può essere ben approssimato da un profilo gaussiano¹⁵. Infatti, i tempi di osservazione riportati nelle ultime due colonne della Tabella 1, sono circa 2-5 (o più) volte il tempo di diffusione t_d.

Successivamente, abbiamo esteso il protocollo per studiare l'interazione e la separazione ionica multispecie. Riportiamo di seguito i nostri risultati dall'applicazione dell'esperimento di dispersione di Taylor a una soluzione elettrolitica multispecie ottenuta mescolando fluoresceina, sale sodico e colorante alimentare blu in acqua deionizzata. La Figura 8 mostra l'evoluzione temporale delle curve di intensità del canale blu invertite nel punto di acquisizione della fotocamera per tre soluti: soluzione di colorante alimentare blu in acqua deionizzata (–), soluzione di sale sodico di fluoresceina in acqua deionizzata (...) e soluzione di colorante alimentare blu miscelato e soluzione di sale sodico di fluoresceina in acqua deionizzata (----). Ogni curva è la media di cinque prove sperimentali con una deviazione standard in ciascuna direzione (ombreggiatura). Le curve mostrano che gli esperimenti con il solo colorante alimentare blu (–) hanno raggiunto un minimo per primo, rispetto alla scala temporale del massimo per gli esperimenti con il sale sodico di fluoresceina (...). Ciò è coerente con il fatto che il sale sodico di fluoresceina ha un coefficiente di diffusione molecolare di un ordine di grandezza inferiore a quello del blu 1, l'ingrediente colorante per il colorante alimentare blu utilizzato¹⁶. Gli esperimenti in soluzione mista (----) evidenziano questa differenza di scala temporale e la conseguente separazione ionica visibile attraverso una variazione di concavità nel profilo di intensità; La curva scende al di sotto della linea di base prima di girare verso l'alto e raggiungere il picco al di sopra della linea di base. Nella Figura 9 tracciamo la stessa curva di intensità del canale blu invertito in soluzione mista (----) sovrapposta a una curva ottenuta sommando i singoli contributi degli esperimenti con il colorante alimentare blu e degli esperimenti con il sale sodico di fluoresceina (+++). La differenza tra le due curve sottolinea l'effetto che l'interazione ione-ione ha sulla curva di intensità della soluzione mista. Sommando semplicemente i due singoli contributi del soluto, la curva (+++) presenta un minimo più profondo guidato dal forte contributo al di sotto della linea di base della soluzione di colorante blu (mostrato come – nella Figura 8), prima che la concavità cambi su una scala temporale più lunga rispetto alla curva della soluzione mista (----). Infine, la curva della somma mostra ancora una volta un picco più alto al di sopra della linea di base rispetto alla curva mista, a causa del comportamento della soluzione di sale sodico di fluoresceina (mostrato come ... nella Figura 8). Il picco più morbido insieme all'accorciamento della scala temporale è un'indicazione dell'interazione tra il colorante alimentare blu e gli ioni sale sodico fluoresceina.

I profili di intensità nelle Figure 6, 8 e 9 mostrano asimmetria; ciò può essere dovuto ad alcune differenze tra la classica teoria della dispersione di Taylor ^2,5,9 e la quantità misurata negli esperimenti. Il profilo di concentrazione previsto dall'equazione (2) è simmetrico nello spazio, ma nella nostra configurazione sperimentale la misurazione viene effettuata in un punto di cattura fisso a valle del sito di iniezione del tracciante in funzione del tempo. Se visto in funzione del tempo, il profilo risultante è intrinsecamente distorto. Questa asimmetria temporale è coerente con le osservazioni riportate in studi precedenti, tra cui Taylor e Harris (2019)⁵. Un'altra possibile causa di asimmetria è l'influenza dell'area finita della finestra di acquisizione dell'immagine sperimentale. Una possibile alternativa all'adattamento gaussiano descritto nell'equazione (1), consiste nell'adattare i dati sperimentali all'integrale dell'espressione gaussiana nell'equazione (2) sulla regione finita di cattura dell'immagine (in x), come fatto in Bharadwaj, Santiago e Mohammadi (2002)¹⁷. Questo contributo all'asimmetria diventa particolarmente rilevante quando la dimensione della scatola di cattura è paragonabile alla deviazione standard della curva gaussiana; qui, la lunghezza della nostra finestra di cattura è sempre almeno un ordine di grandezza inferiore alla deviazione standard della gaussiana.

Questo metodo sperimentale a basso costo fornisce un approccio accessibile all'esperimento di dispersione di Taylor su microscala. La fase più delicata del protocollo è la produzione e la rimozione del negativo a microcanali. Durante il processo di produzione, è necessario prestare particolare attenzione per garantire che il canale sia sicuro prima del taglio per evitare tagli errati. Quando si rimuove il negativo, assicurarsi che non rimanga materiale ed evitare qualsiasi contatto con le pareti laterali del canale, che devono essere lisce, parallele e diritte per garantire risultati sperimentali affidabili. Una limitazione di questo metodo è il limite intrinseco di risoluzione della xurografia. In questo manoscritto, i canali più difficili da produrre sono quelli con larghezza w = 200 μm (e rapporto d'aspetto λ = 0,5), che si spingevano contro il limite^{della risoluzione 5} del cutter artigianale. La causa principale dell'errore è il motore passo-passo impiegato dalla taglierina artigianale, che muove le lame con incrementi di passo definiti in base a ingranaggi meccanici. Quando i progetti richiedono che i tagli siano compresi tra l'incremento del passo definito, viene introdotto un errore maggiore. Un lavoro approfondito che identifica i limiti di risoluzione di questo metodo di xurografia è disponibile in letteratura⁵.

Questa procedura sperimentale fornisce un modo semplice per calcolare il fattore di dispersione potenziato, K, e il coefficiente di diffusione molecolare, κ, di traccianti passivi di specie singole. Inoltre, il protocollo offre un modo semplice per visualizzare le dinamiche di interazione e separazione tra le specie ioniche. Data l'accessibilità e la versatilità della piattaforma, questo metodo è adatto per analizzare la dinamica tra le specie ioniche e comprendere ulteriormente la complessa interazione dei fenomeni di trasporto e può essere facilmente impiegato in applicazioni come un micromixer.

					Tempo non dimensionale
Rapporto d'aspetto, λ	Portata (cm/s)	Κ sperimentale (cm2/s)	Errore relativo	Numero di Péclet (Pe)	tmin/td	tmax/td
0.1	0.02	5,813 x 10-6 ± 3,797 x 10-7	1,982 x 10-2	~ 18	~ 30	~ 52
0.25	0.05	5,333 x 10-6 ± 4,179 x 10-7	6,443 x 10-2	~ 44	~ 11	~ 27
0.25	0.1	5,655 x 10-6 ± 2,822 x 10-7	7,838 x 10-3	~ 88	~ 6	~ 16
0.25	0.2	5.978 x 10-6 ± 1.724 x 10-7	4,884 x 10-2	~ 175	~numero arabo	~ 10
0.5	0.1	5.444 x 10-6 ± 4.790 x 10-7	4,496 x 10-2	~ 88	~ 6	~ 16

Tabella 1: Coefficiente di diffusione molecolare sperimentale (κ) per il sale sodico di fluoresceina. I risultati sono calcolati dall'equazione (3) utilizzando adattamenti sperimentali per il coefficiente di dispersione migliorato, K, e valori teorici per il fattore di dispersione, f. Ogni riga riporta il valore medio di κ (e la relativa deviazione standard) per quattro esperimenti su microcanali con un rapporto di aspetto (λ = 0,1, 0,25 o 0,5) e una velocità di flusso (0,05, 0,1 o 0,2 cm/s) specificati. Per ciascuno, includiamo l'errore relativo rispetto al valore teorico^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm 2/s, per dimostrare l'accuratezza del nostro metodo. Inoltre, per ogni riga elenchiamo il numero di Péclet sperimentale e l'intervallo di tempo non dimensionale definito dividendo il tempo dimensionale t quando la curva di intensità sperimentale devia dalla linea di base, per il tempo di diffusione t_d = h²/(4κ).

Figura 8: Evoluzione temporale dell'intensità media del tracciante del canale blu invertito nel punto di acquisizione della telecamera per tre traccianti. Evoluzione temporale dell'intensità media del tracciante del canale blu invertito nel punto di acquisizione della fotocamera per tre traccianti: soluzione di colorante alimentare blu in acqua deionizzata (colorante alimentare con rapporto di concentrazione:DI = 1:20 mL, –), soluzione di sale sodico di fluoresceina in acqua deionizzata (alla concentrazione di 0,6 g/L, ...) e una soluzione mista contenente sia colorante alimentare blu che sale sodico di fluoresceina con le stesse concentrazioni dei singoli esperimenti con tracciante (----), cioè colorante alimentare blu: DI = 1:20 mL e 0,6 g/L di fluoresceina. Ogni curva è la media di cinque prove sperimentali con una deviazione standard in ciascuna direzione (ombreggiatura). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 9: Evoluzione temporale dell'intensità media del tracciante del canale blu invertito nel punto di acquisizione della telecamera per la soluzione mista. Evoluzione temporale dell'intensità media del tracciante del canale blu invertito al punto di acquisizione della fotocamera per una soluzione mista contenente colorante alimentare blu e sale sodico di fluoresceina (----) con colorante alimentare blu: DI = 1:20 mL e 0,6 g/L di fluoresceina e una curva di somma (+++) che combina l'intensità degli esperimenti con la soluzione di colorante alimentare blu (curva solida in Figura 8, –) e esperimenti in soluzione di sale sodico con fluoresceina (curva tratteggiata nella Figura 8, ...). La curva mista è la media di cinque prove sperimentali con una deviazione standard in ciascuna direzione (ombreggiatura). La deviazione standard della curva di somma viene calcolata prendendo la radice quadrata della somma delle deviazioni standard al quadrato degli esperimenti con ogni singola soluzione tracciante. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Pipetta a volume regolabile, 0,5– 10 μ L	MUHWA	B08TBPMKZL	Trasformato in tavolo
Tappetino da taglio Cameo, 12 x 12 in	Silhouette America	8.19177E+11	utilizzata la funzione aphabetize nella tabella
Batteria plug-in della fotocamera	PIÙ DEBOLE	B0B5WY8T96	rimosse le porte stampate in 3D
Treppiede per fotocamera	Avanguardia	B00CCA1Y3S	aggiunto stampante 3D Form 2 aggiunto stampante 3D Form 2
Resina trasparente V5	Formlabs	https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/	Resina per stampa 3D
Acceleratore di colla cianoacrilato (CA)	Legame stellare	B00BUVAZ5S	ha aggiunto anche una resina
Fotocamera D-SLR	Nikon	D500	aggiunto il software della stampante
Software per cruscotti	Formlabs	https://formlabs.com/software/dashboard/	Software di stampa 3D aggiunto CAD solidworks
Acqua deionizzata	N/A	N/A	Aggiunto Matlab
Pannello luminoso a LED dimmerabile	Kaiser Fototechnik	202455	Slimlite Plano 5000K 19.6 x 13.8 in cambiato il lotto FSS al numero di catalogo
Nastro biadesivo in poliimmide, rotolo da 1 pollice x 36 yd	Bertech	B00HFN6E0K
Colorante sale sodico Flourescein - 100 g	Sigma-Aldrich	Codice: 5184A17
Stampante 3D Form 2	Formlabs	https://formlabs.com/3d-printers/form-2/
Siringa in vetro con punta Luer, 500 & micro; L	Azienda Hamilton	Numero di pezzi: 80801
Pinzette ad alta precisione, 0,004 pollici di larghezza x 0,002 pollici di spessore	McMaster Carr	ECCN: EAR99	Punta appuntita standard
Salviette KimWipes	Kimtech	B0013HT2QW	4,4 x 8,4 pollici
Puntali per pipette per liquidi, 1000 pz/sacchetto	MUHWA	B07S1WJCHP	1 necessario per ogni prova sperimentale
Obiettivo macro 20 mm f/2	Mitakon Zhongyi	B075JRGWW1
Nastro per mascheratura, 0,70 pollici x 54,6 yd	Marca scozzese	B00347A8E4
Software MATLAB, edizione 2023b	Mathworks	https://www.mathworks.com/products/matlab.html
Colla CA media, 2 once.	Legame stellare	126150047	Super colla cianoacrilica premium
Scheda di memoria, 64 GB	Disco San	‎ B09X7C7NCZ
Neon coloranti alimentari assortiti & colorante all'uovo, 1.5 fl oz	McCormick & Società, Inc.	B09PFV6275	Rosa, verde e blu. È necessaria solo 1 fiala di colorante alimentare blu. Ingredienti coloranti alimentari blu: acqua, glicole propilenico, FD& C blu 1, propilparabene (conservante).
Bilancia di precisione	Strumenti da laboratorio Sartorius	BCE224 - 1S	Entris® II Linea Essenziale. Utilizzato per pesare la polvere di sale sodico di fluoresceina per la miscelazione di traccianti.
Microtubi in PTFE, 0,012" ID x 0,030" OD	Cole Parer	MP-00060882	Tubo di trasferimento Microbore. Minimo necessario: 50 cm.
Trigger programmabile a distanza	Pixel Pro	TW-283DC0/DC2
Forbici	Amazzone	B01BRGUAT6
Nastro adesivo	Marca scozzese	B01C5IHGJW
Silhouette Cameo 4 Taglierina artigianale	Silhouette America	8.19177E+11
Silhouette Cameo AutoBlade (Tipo B)	Silhouette America	8.19177E+11	2 necessari
Software Silhouette Studio Basic Edition versione 4.5	Silhouette America	https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio	Se si importa . File modello DXF forniti come parte dei file supplementari in questa versione del software, impostare prima le impostazioni di importazione del software per leggere la dimensione del file "così com'è" facendo clic: Modifica > Preferenze > Importa > DXF > Apri > così com'è.
Braciere in gomma morbida, 4,75 x 1,75 x 6,62 pollici	Speedball	B003IFY622
Software SOLIDWORKS, Education Edition	SOLIDWORKS	https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators
Pompa a siringa standard per infusione/prelievo 11 elite	Apparato di Harvard	70-4504
Punta per siringa con Luer lock, dimensione punta: 0,5 pollici, calibro 27, trasparente	Metcal	B00F4B9W40	2 necessari
Lastre in poliestere ultra trasparente, 12 x 12 x 0,007 pollici	Grafix	B001K7Q6Z0