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Articolo metodologico

Modello cervicale senza suture con cuffia per trapianto cardiaco eterotopico secondario per valutare la tolleranza immunitaria specifica del donatore nei topi

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DOI:

10.3791/69966

⸱

13 marzo 2026

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo presenta una tecnica di trapianto cervicale eterotopico senza cuffia e basata su suture nei topi, progettata per consentire il posizionamento affidabile di un secondo innesto cardiaco eterotopico per valutare la tolleranza immunitaria specifica del donatore in condizioni fisiologiche con minima interferenza da materiale estraneo.

Abstract

Il trapianto cardiaco eterotopico murino è un modello ben consolidato per studiare il rigetto degli allotrapi e la tolleranza immunitaria. Negli studi di tolleranza, è spesso necessario posizionare un secondo innesto cardiaco eterotopico per valutare la specificità del donatore, con la regione cervicale che fornisce un sito anatomico ideale. Sebbene le tecniche basate su cuffia semplifichino le anastomosi vascolari, questi metodi introducono materiali artificiali che possono promuovere l'infiammazione peri-anastomotica, alterare l'emodinamica e confondere le analisi immunologiche. Inoltre, il restringimento dei vasi dovuto a modifiche genetiche, trattamenti immunosoppressivi, età avanzata del ricevente o condizioni sperimentali croniche può rendere tecnicamente difficile il posizionamento dei bracciali in vasi di piccolo calibro. Qui presentiamo una tecnica senza cuffia basata su suture per il trapianto di cuore eterotopico cervicale nei topi. Questo metodo evita l'uso di polimeri intraluminali, preserva il flusso sanguigno fisiologico e riduce le complicazioni associate a dinamiche di flusso alterate. Il protocollo include una preparazione meticolosa sia dei vasi donatori che del ricevente, micro-anastomosi end-to-end dell'arteria carotide e della vena giugulare esterna, valutazioni intraoperatorie della patenza e strategie di monitoraggio post-operatorio. Minimizzando l'uso di materiali artificiali e adattandosi a vasi di piccolo calibro, questa tecnica senza polsette crea una piattaforma fisiologica e riproducibile per il trapianto cardiaco secondario. Questo approccio consente studi meccanicistici rigorosi sulla tolleranza specifica del donatore nei modelli di trapianto cardiaco murino.

Introduzione

Il trapianto di cuore è un intervento salvavita per i pazienti con insufficienza cardiacaterminale 1. I riceventi con allografe cardiaca necessitano di una terapia immunosoppressiva a vita per prevenire ilrifiuto 2. Nonostante l'immunosoppressione, la sopravvivenza a lungo termine dell'innesto rimane compromessa dal rigetto acuto e cronico, in particolare il rigetto mediato dagli anticorpi (AMR) e la vascolopatia allotrapianta cardiaca (CAV)3. Inoltre, questi regimi comportano effetti collaterali significativi, tra cui nefrotossicità, sindrome metabolica, infezioni e neoplasie, che riducono sia l'innesto che la sopravvivenza del paziente 2,4. Queste sfide sottolineano l'urgente necessità di tolleranza immunitaria, uno stato in cui il sistema immunitario del ricevente accetta l'innesto del donatore senza richiedere l'immunosoppressione a vita5. Raggiungere tolleranza eliminerebbe le tossicità legate ai farmaci, ridurrebbe il rischio di infezioni e tumori maligne, previnoverebbe lesioni alloimmuni croniche e consentirebbe l'astinenza da steroidi, migliorando così il controllo metabolico e preservando la funzione del trapianto. Sebbene strategie di tolleranza multiple abbiano mostrato promettenti nei modelli animali, tra cui chimerismo misto, blocco costimolante, infusioni cellulari regolatorie e approcci mirati ai geni, la traduzione clinica rimanelimitata 6,7,8,9. Un ostacolo significativo è la necessità di modelli in vivo affidabili che testino rigorosamente la tolleranza specifica deldonatore 5.

Il trapianto di cuore eterotopico murino è un modello sperimentale potente e ampiamente utilizzato per studiare i meccanismi del rigetto e la tolleranza degli allotrapi 10,11,12,13,14. La disponibilità di ceppi di topo definiti geneticamente e modelli transgenici consente una rigorosa dissezione delle vie immunitarie coinvolte nella lesione da innesto e unaregolazione 9,15,16. Negli studi sulla tolleranza, un secondo trapianto di cuore eterotopico, sia con donatore compatibile che di terza parte, è spesso necessario per valutare la specificità del donatore della regolazioneimmunitaria 13,17,18. La regione cervicale fornisce un sito anatomico ideale per questo secondo trapianto, offrendo accesso chirurgico diretto, monitoraggio affidabile dell'innesto tramite palpazione o imaging, e un recupero efficiente dei tessuti per analisi immunologiche e istologiche successive 8,19. Queste caratteristiche rendono il modello cervicale particolarmente prezioso per indagare i meccanismi di induzione e rigetto della tolleranza in un'ampia gamma di contesti di trapianto.

Negli ultimi trent'anni sono state descritte diverse tecniche di trapianto di cuore eterotopico cervicale utilizzando suture. I primi studi hanno stabilito che il collo è un sito praticabile per l'impianto di innesti e il monitoraggio funzionale diretto utilizzando anastomosi end-to-end basate su sutura tra i vasi del donatore e il sistema carotide e giugularedel ricevente 20. Altri gruppi hanno riportato configurazioni senza maniche come mezzo alternativo per fissare l'arteria polmonare o l'aorta donatrice alla vascolaturacervicale 21. È stato proposto un nuovo modello cervicale basato su suture end-to-side per preservare la continuità carotide nativa e avvicinarsi più da vicino alla geometria dell'anastomosi addominale standardend-to-side 22. Insieme, questi approcci evidenziano la versatilità del sito cervicale e illustrano i compromessi necessari tra complessità tecnica, emodinamica e quantità di materiale estraneo all'interfaccia anastomotica.

Una tecnica vascolare anastomotica ampiamente applicata nel trapianto di cuore cervicale muro è la tecnica del braccialeintraluminale 23,24,25,26. Le tecniche cervicali a cuffia introducono stent intraluminali per semplificare le microvascolari anastomosi e aumentare i tassi di successo tecnico, in particolare per i microchirurghi meno esperti 24,25,26. Mentre gli approcci basati sul bracciale semplificano la sfida tecnica di collegare i vasi, questa tecnica introduce materiale estraneo nel sito anastomotico. La presenza di polimeri può favorire l'infiammazione peri-anastomica, alterare l'emodinamica locale e potenzialmente confondere le analisiimmunitarie 27,28. Inoltre, il restringimento dei vasi riceventi, sia dovuto a ceppi di topo geneticamente modificati, trattamenti immunosoppressori, età avanzata del ricevente o condizioni sperimentali croniche, può rendere tecnicamente difficile il posizionamento delle cuffie nei vasi di piccolocalibro 29.

Per affrontare queste limitazioni, abbiamo sviluppato una tecnica completamente senza cuffie, basata su suture per il trapianto di cuore eterotopico cervicale. In questa configurazione, l'arteria carotide del ricevente viene anastomizzata di capo a capo rispetto all'aorta ascendente del donatore, mentre la vena giugulare esterna del ricevente viene anastomizzata estremamente al tronco polmonare donatore, fornendo un flusso diretto in entrata e uscita per la perfusione coronarica (Figura 1A). Minimizzando l'uso di materiale sintetico intraluminale, questo approccio evita il contatto diretto polimero-sangue nel sito anastomotico ed è concettualmente attraente per studi focalizzati sulle risposte immunitarie e infiammatorie locali. Il metodo prevede una preparazione meticolosa sia dei vasi donatori che del ricevente, oltre a micro-anastomosi end-to-end dell'arteria carotide e della vena giugulare esterna. Inoltre, vengono effettuate valutazioni intraoperatorie della permeabilità e monitoraggio post-operatorio. In pratica, questo modello cervicale senza cuffia viene applicato quando è necessario un innesto cardiaco secondario per testare la tolleranza specifica del donatore dopo un innesto addominale con sopravvivenza a lungo termine, in particolare nei topi transgenici o immunosoppressi con vasi di piccolo calibro. Tuttavia, la tecnica richiede anche competenze avanzate in microchirurgia e l'accesso a un microscopio chirurgico; Ulteriori limitazioni relative alla legatura carotide e alla selezione del ricevente sono discusse di seguito. Fornendo una piattaforma riproducibile, questa tecnica migliora sia l'affidabilità dei modelli di trapianto secondario sia supporta studi meccanicistici sulla tolleranza specifica del donatore nei sistemi murini. Questo protocollo impiega anastomosi end-to-end collegando l'arteria carotide ricevente all'aorta ascendente del donatore e la vena giugulare esterna del ricevente al tronco polmonare donatore, fornendo così una robusta perfusione coronarica dell'innesto (Figura 1B). Le anastomosi end-to-end creano un pattern diretto di entro-uscita che supporta in modo affidabile la perfusione coronarica in questo modello.

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Protocollo

I topi furono acquistati dal Jackson Laboratory. Sia maschi che femmine, di età compresa tra 6 e 10 settimane e con un peso di 20-30 g al momento del primo trapianto cardiaco addominale, sono stati inclusi in questo studio. Donatori e riceventi sono stati ospitati in condizioni specifiche prive di patogeni (SPF) presso la struttura per roditori del Massachusetts General Hospital. Tutte le procedure sono state eseguite in modo umano in conformità con le linee guida NIH per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati e condotti sotto la supervisione dell'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) presso il Massachusetts General Hospital (numero di protocollo 2020N000125). La Tabella dei Materiali elenca tutti i reagenti, strumenti e apparecchiature utilizzati in questo protocollo. L'approvazione IACUC è richiesta prima di avviare gli esperimenti. Alloggiare e mantenere tutti i topi secondo le linee guida istituzionali e gli standard normativi applicabili.

1. Preparazione di animali e strumenti

  1. Prima dell'intervento, sterilizza tutti gli strumenti esponendoli al vapore saturo a 250 °F (121 °C) sotto pressione per 20 minuti. Gli strumenti microchirurgici necessari sono mostrati nella Figura 2. Proteggi le punte degli strumenti microchirurgici per evitare danni. Sostituire immediatamente gli strumenti rotti o deformati per mantenere tassi ottimali di successo chirurgico.
  2. Assistenza preoperatoria del ricevente
    1. Questo protocollo utilizza topi riceventi precedentemente impiantati con un innesto cardiaco eterotopicoaddominale 10,11,12. Confermare che i riceventi siano sani, che l'incisione primaria sia completamente guarita e priva di infezioni, e che l'innesto addominale continui a battere. Eseguire questo trapianto cervicale secondario tra il giorno postoperatorio (POD) 50 - 100 giorni dopo l'innesto addominale. Utilizzare solo riceventi con un innesto addominale funzionante, poiché questo è un protocollo di tolleranza 8,17.
    2. Topi riceventi a tempo di scorrimento per 1-2 ore prima della procedura per minimizzare il rischio di aspirazione. Somministrare Ethiqa XR (buprenorfina a rilascio prolungato, 3,25 mg/kg) e meloxicam (5 mg/kg) per analgesia. Ethiqa XR fornisce analgesia prolungata fino a 72ore e 30.
  3. Preparazione dei donatori
    1. Seleziona topi donatori compatibili per sesso ed età del ceppo appropriato secondo il disegno dello studio. Per gli studi di tolleranza immunitaria allotrapiata cardiaca, i gruppi di donatori possono includere il singeneo (stesso ceppo del ricevente), donatore allogeneico (stesso ceppo del donatore primario del trapianto cardiaco addominale) e terzo allogeneo (ceppo diverso sia dal donatore primario che dal ricevente).
    2. Confermare lo stato di salute e il periodo di acclimatazione adeguato di tutti i topi donatori e riceventi prima dell'anestesia.

2. Anestesia

  1. Induzione e supporto anestesitico
    1. Indurre l'anestesia con 1% - 2,5% di isoflurano in ossigeno (flusso di 1 - 2 L/min) utilizzando un vaporizzatore di precisione in una camera di induzione. Mantieni l'anestesia tramite un cono nasale o un tubo endotracheale. Applica il lubrificante oftalmico veterinario su entrambi gli occhi del topo per evitare l'asciugatura corneale sotto anestesia.
    2. Confermare la profondità dell'anestesia assenza del riflesso di ritiro del pedale. Metti l'animale su una borsa riscaldante per mantenere la temperatura corporea durante tutta la procedura.

3. Prelievo del cuore da donatore

  1. Esposizione dei donatori
    1. Posiziona il topo donatore in posizione supina e fissa gli arti con del nastro adesivo. Rimuovere i peli e disinfettare la pelle 3 volte con tamponi di alcol isopropilico al 70%.
    2. Esegui una laparotomia della linea mediana seguita da una sternotomia della linea mediana usando forbici sottili per esporre la cavità addominale e toracica. Mobilita delicatamente l'intestino sul lato sinistro con una garza inumida. Metti una garza imbevuta di soluzione salina sotto l'intestino per mantenere l'idratazione.
  2. Perfusione e prelievo di cuore da donatore
    1. Prepara soluzione salina eparinizzata fredda (125 IU/mL) e carica 0,2 - 0,3 mL in una siringa da 0,5 mL.
    2. Cannula delicatamente la vena cava inferiore con un ago o catetere da 26-30G. Perfusi lentamente 2-3 mL di soluzione fisiologica eparinizzata fredda per 30 secondi. Aspetta almeno 1-2 minuti per ottimizzare l'eparinizzazione.
    3. Esegui una toracotomia bilaterale per esporre il cuore con la massima visualizzazione. Separare la gabbia toracica anteriore dal lato dorsale e rifletterla verso l'alto, fissandola con un ago o una pinza.
    4. Dissezionare senza mezzi termini il tessuto connettivo tra l'aorta ascendente (AA) e il tronco polmonare (PT; Figura 3A).
    5. Legare le vene cave inferiore e superiore con 8 - 0 suture in nylon vicino al cuore e trasettare i vasi legati distali alle legature. Disseziona il PT in modo diretto il più distale possibile.
    6. Legare le vene polmonari sinistra e destra insieme a una sutura in nylon 6-0 e trasettare i vasi legati distali rispetto alla legatura.
    7. Esporre il cuore, preservando una lunghezza adeguata dell'AA tramite una tazza all'origine dell'arteria brachiocefalica e della PT. Preservare la parete anteriore della PT il più a lungo possibile. Riduci l'AA e la fisioterapia per garantire un'anastomosi sicura (Figura 3B).
    8. Posizionare il cuore in una ciotola di coltura cellulare da 60 mm riempita con soluzione salina normale raffreddata e riperfondere delicatamente il cuore donatore con un ulteriore 1 mL di soluzione fisiologica eparinizzata fredda (125 IU/mL) attraverso l'AA o la fisioterapia per eliminare eventuali residui di sangue. Evita iniezioni ad alta pressione per prevenire edema miocardico o lesioni dei vasi. Regola i recipienti sulla piastra raffreddata secondo necessità.
    9. Mettere il cuore in soluzione fredda di lattato di Ringer su congelamento fino all'impianto. Il cuore donatore è meglio impiantare entro 90 minuti dall'ischemia fredda e non deve essere conservato per più di 120 minuti.

4. Esposizione dell'area cervicale ricevente

  1. Incisione e isolamento dei vasi
    1. Indurre l'anestesia con 1% - 2,5% di isoflurano in ossigeno (flusso di 1 - 2 L/min) utilizzando un vaporizzatore di precisione in una camera di induzione. Mantieni l'anestesia con un cono nasale o un tubo endotracheale. Confermare una profondità adeguata dell'anestesia in assenza del riflesso di ritiro del pedale. Iniettare sottocutaneamente 0,5 mL di soluzione fisiologica normale calda nella regione dorsale del ricevente per il rifornimento dei liquidi.
    2. Posiziona il destinatario su una borsa termica per mantenere la temperatura corporea. Radi tutta la regione cervicale. Posiziona il topo in posizione supina con la coda rivolta verso l'operatore. Immobilizza testa, arti e coda con del nastro adesivo, assicurando una fissazione sicura senza allungamenti eccessivo. Applica una goccia di lubrificante oftalmico su ciascun occhio per evitare l'asciugatura. Disinfetta la pelle cervicale 3 volte con tamponi di alcol isopropilico al 70%.
    3. Effettuare un'incisione longitudinale cutanea con una forma a T invertita sopra il collo dallo sterno fino all'angolo mandibolare destro (Figura supplementare 1A).
    4. Mobilita in modo contundente la vena giugulare esterna destra (EJV) dalla clavicola mediale destra fino alla sua confluenza maggiore. Cauterizzare e trasettare piccoli rami dell'EJV (Figura 4B).
    5. Isolare il lobo destro della ghiandola tiroidea e trancettarlo tramite cauterizzazione. Trancetto del muscolo sternomastoideo tramite cauterizzazione per esporre l'arteria carotide destra (CA).
    6. Mobilita in modo brusco il CA destro il più possibile sopra la biforcazione carotide (Figura 4C).
    7. Applicare una piccola pinza vascolare sulla porzione prossimale della CA. Posizionare una legatura in nylon 10-0 intorno alla porzione distale al livello della biforcazione carotide per occludere il flusso sanguigno.
    8. Applica una legatura in nylon 10-0 sulla porzione prossimale dell'EJV al livello della pinza CA. Una volta che l'EJV si distende, ferma il sanguinamento proveniente da piccoli rami precedentemente cauterizzati e tagliati. Identificare la confluenza delle vene auricolari retromandibolari e posteriori mentre la EJV si distese e applicare una piccola pinza vascolare a questa confluenza per occludere il flusso.
  2. Preparazione dell'anastomosi vascolare
    1. Tranziare l'EJV e il CA tra la legatura e la pinza usando forbici sottili.
    2. Risciacqua le aperture dei vasi con soluzione salina normale per rimuovere sangue e coaguli. Mantieni il campo operatorio umido durante tutta la procedura di impianto.

5. Impianto di trapianto

  1. Posizionamento dell'innesto
    1. Posizionare l'innesto cardiaco del donatore capovolto, nella regione cervicale ricevente, con la fisioterapia orientata lateralmente e l'aorta ascendente (AA) orientata medialmente.
    2. Copri l'innesto con una garza inumida, lasciando la fisioterapia e l'AA esposti. La garza protegge e stabilizza l'innesto migliorando la visualizzazione.
  2. Anastomosi dei vasi sanguigni
    1. Anastomare l'AA del donatore da un capo all'estremo all'AC ricevente utilizzando 11 - 0 punti di nylon con la tecnica della manica, con i morsi AA superficiali del donatore rispetto al CA del ricevente. Evitare tensioni eccessive (Figura 4D).
    2. Anastomare la PT del donatore da capo a capo all'EJV ricevente utilizzando suture in nylon da 11 - 0 con la tecnica della manica, con i morsi superficiali del donatore alla EJV del ricevente. Evita tensioni eccessive (Figura 4E).
    3. Rimuovi la pinza EJV distale. Rimuovere la pinza CA prossimale per ripristinare il flusso sanguigno (Figura 4F). L'innesto dovrebbe riempirsi immediatamente di sangue, diventare rosso e contrarsi entro 1-2 minuti (Video supplementare 1). Applica alcune gocce di soluzione salina calda normale a 37 °C sull'innesto per aiutare a ripristinare la contrattilità.
    4. Comprimere delicatamente i siti anastomotici con punte di cotone per ottenere l'emostasi.
  3. Chiusura tascabile
    1. Posizionare l'innesto in modo sicuro all'interno della tasca cervicale senza torcere o comprimere i vasi e la trachea.
    2. Chiudi l'incisione cervicale con 6 - 0 punti assorbibili con un semplice punto interrotto (Figura supplementare 1B). Non coprire il sito dell'intervento con una benda; Lasciate l'area aperta all'aria.

6. Cure post-operatorie e monitoraggio

  1. Monitoraggio immediato
    1. Metti l'animale in una camera di recupero calda per almeno 1 ora. Osserva comportamenti anomali come disorientamento, tremori o mancata deambulazione.
    2. Iniettare sottocutaneamente 0,3 mL di soluzione salina normale calda per la sostituzione del liquido. Trasferire il destinatario in una nuova gabbia sterilizzata fornita di gel nutrizionale. Ha trapiantato gli animali in casa individualmente e non li riporta in alloggio di gruppo fino al completo recupero, come indicato dalla normale mobilità e comportamento.
    3. Somministrare Meloxicam (5 mg/kg, sottocutaneo) ogni 12 ore per 72 ore postoperatorie. Il chirurgo e il veterinario esaminano regolarmente gli animali durante il periodo di recupero.
    4. Eutanasia umana se l'animale mostra > perdita di peso corporeo del 20%, gonfiore grave nel sito operatorio, segni di infezione, letargia o altri segnali di disagio, utilizzando l'inalazione di CO₂ secondo le linee guida istituzionali.

7. Endpoint sperimentali

  1. Raccolta di tessuti
    1. Prelevare gli innesti in momenti predeterminati per l'istopatologia o l'analisi immunologica. Per la citometria a flusso e l'istopatologia, prelevare i tessuti 2-3 giorni prima della prevista cessazione della pulsazione dell'innesto, basandosi su esperimenti preliminari.
    2. Raccogliere innesti, milza, linfonodi e campioni di sangue secondo la richiesta dello studio.
  2. Analisi della sopravvivenza
    1. Record del tempo di sopravvivenza all'innesto, definito come il giorno in cui cessa la pulsazione palpabile. Definire la sopravvivenza a lungo termine (tolleranza) nel trapianto secondario di cuore cervicale come pulsazione persistente del trapianto tramite donatore oltre i 50 giorni dopo il trapianto, con l'istopatologia che conferma l'assenza di ampie aree di necrosi.
    2. Traccia curve di sopravvivenza dell'innesto utilizzando l'analisi di Kaplan-Meier.

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Risultati

Una panoramica schematica della procedura di trapianto di cuore eterotopico senza cuffie è mostrata nella Figura 1. La vista microscopica delle anastomosi vascolari è mostrata nella Figura 1A, dove l'aorta ascendente del donatore viene anastomosizzata estremamente all'arteria carotide ricevente e il tronco polmonare donatore viene anastomizzato estremamente alla vena giugulare esterna ricevente. La Figura 1B...

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Discussione

I modelli di trapianto di cuore murino hanno svolto un ruolo fondamentale nel far progredire la nostra comprensione dell'immunologia del trapianto. Dallo sviluppo del modello eterotopico addominale originale, questi sistemi sono stati utilizzati per caratterizzare i meccanismi cellulari e molecolari del rigetto, testare nuovi regimi immunosoppressivi e valutare modifiche genetiche sia nel ceppo donatore chenel ricevente 8,17,31

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi in conflitto.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dalla sovvenzione 23CDA1049388 dell'American Heart Association a T.J.B. e dalla sovvenzione dei National Institutes of Health R01AI143887 a L.V.R.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Insulina da 0,5 mlCovidien8881600350Iniezione sottocutanea
Iniezione di cloruro di sodio allo 0,9%BD1727170103Iniezione endovenosa
Sutura in nylon 10-0Strumenti AROSurgiciT04A10N07-13Per la chirurgia microscopica sui topi
Sutura in nylon 11-0ETHICON9016GPer la chirurgia microscopica sui topi
Siringa da 1mlBD309659Iniezione endovenosa
30G X 1/2 agoBD305106Iniezione endovenosa
Siringa da 3mlBD309657Iniezione endovenosa
Sutura in nylon 6-0ETHICONJ212HPer la chirurgia microscopica sui topi
Placca di coltura cellulare da 60 mmFALCON353002Per la conservazione del tralto
Case in alluminio coloratoStrumenti scientifici di qualità20330-04Per topi, strumenti di chirurgia microscopica per la disinfezione
Punte di cotoneFisherbrand14-960-3MSmetti di sanguinare
Pinza Dumont #5Strumenti scientifici di qualità11251-20Per la chirurgia microscopica sui topi
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VIGENERICI RX86084010030Analgesia 
Fine sissorStrumenti scientifici di qualità15400-12Per la chirurgia microscopica sui topi
Spugne di garzaMEDLINENON25334Proteggi l'innesto e l'interstine
Lampada termica con baseBraintree ScientficHL-1BCura post-operatoria
Eparina SodiaNorthstar Rxllc.72603-412-01 Iniezione endovenosa
IsofluranoBaxter Anestetico & Crit Care1001936060Per anestesia  
Tamponi di alcol isopropilicoBD326895Disinfetta la pelle prima dell'intervento chirurgico
MicroscopioCarl Zeiss303294-9903Per la chirurgia microscopica sui topi
Mini TagliacapelliBraintree ScientficCLP-88Per la depilazione dei peli dei topi
Optixcare Eye Lube PlusAVENTIXOPX-4252Un lubrificante oftalmico per la protezione degli occhi durante l'intervento chirurgico
Alloxato Pivetale (Meloxicam)PIVETALE21294589Analgesia 
Kit portatile per strumenti di cauterizzazioneMcKesson Argent42295143Per la chirurgia microscopica sui topi
Ringer' Soluzione tamponata con lattatoThermo ScientificAAJ67572APPer la conservazione del tralto
Tappetino riscaldante per piccoli animaliK& H HM10Per la chirurgia dei topi
Nastro chirurgico bianco Transpore3M7100115870Fissa arto, testa e coda dei topi durante la procedura
Pinza vessaleStrumenti scientifici di qualità00398-02Per la chirurgia microscopica sui topi

Riferimenti

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

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