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Articolo metodologico

Ki-67 con rapporti neutrofili-linfociti e CD4-positivi/CD8 prevede la risposta precoce nel cancro polmonare non a piccole cellule

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DOI:

10.3791/70014

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20 marzo 2026

 ,  ,  , 
1Department of Oncology, Binhaiwan Central Hospital of Dongguan, 2Department of internal medicine, Binhaiwan Central Hospital of Dongguan

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo standardizza la valutazione precoce della risposta nei pazienti NSCLC che ricevono inibitori PD-1/PD-L1 integrando NLR basale, rapporto flow-cytometric CD4/CD8, punteggio immunoistochimico Ki-67 tumorale e valutazione RECIST 1.1 dopo due cicli, con checkpoint di controllo qualità focalizzati sulla riproducibilità per tutto il percorso.

Abstract

Questo studio ha valutato il valore predittivo combinato dello stato di espressione del Ki-67 tumorale, del rapporto neutrofilo/linfociti (NLR) del sangue periferico e del rapporto tra cellule T CD4 e CD8 positivo per la valutazione della risposta a breve termine in pazienti con cancro polmonare non a piccole cellule che ricevevano terapia con inibitori di PD-1/PD-L1. Abbiamo analizzato retrospettivamente 102 pazienti consecutivi trattati presso il Binhaiwan Central Hospital tra gennaio 2021 e ottobre 2023 che hanno completato due cicli di trattamento. Le risposte sono state valutate utilizzando i Criteri di Valutazione della Risposta nei Tumori Solidi (RECIST), versione 1.1: 13 pazienti hanno raggiunto la risposta completa, 26 risposta parziale, 54 malattia stabile e 9 malattia progressiva. Per l'analisi, abbiamo definito la risposta come risposta completa più risposta parziale e non risposta come malattia stabile più malattia progressiva. Lo screening univariabile ha identificato i candidati predittori associati allo stato di risposta, inseriti nella regressione logistica multivariabile adattata per età, stato di performance dell'Eastern Cooperative Oncology Group e storia del fumo, identificando lo stato Ki-67, NLR e il rapporto CD4-positivo/CD8-positivo come predittori indipendenti della classificazione della risposta a breve termine. L'analisi delle caratteristiche operative del ricevitore ha supportato una migliore discriminazione per il modello combinato di biomarcatori rispetto ai marcatori singoli, evidenziando un approccio pratico e minimamente invasivo per la stratificazione precoce della risposta in questo contesto clinico.

Introduzione

Rappresentando quasi l'85% delle neoplasie polmonari, il cancro polmonare non a piccole cellule (NSCLC) è il sottotipo istologico più diffuso e colpisce prevalentemente adulti di mezza età e anziani inCina. La sua eziologia è multifattoriale e include l'esposizione al tabacco, il contatto a lungo termine con polveri industriali o inquinanti, la suscettibilità ereditaria e l'esposizione cronica a cancerogeniambientali 2˒3. Il NSCLC in fase iniziale spesso presenta sintomi respiratori aspecifici e può essere attribuito erroneamente a comuni condizioni delle vie aeree nelle cure primarie, contribuendo a un ritardo nel riconoscimento e a un'alta percentuale di pazienti diagnosticati a stadiavanzati 4˒5.

Negli ultimi anni, il blocco dei checkpoint immunitari è diventato un componente centrale del trattamento sistemico per le NSCLC avanzate. Gli inibitori della morte programmata 1 (PD-1) e della morte programmata del ligando 1 (PD-L1) hanno dimostrato un beneficio clinico duraturo e una sopravvivenza migliorata in pazientiselezionati 6. Tuttavia, l'eterogeneità della risposta rimane sostanziale, e il carico finanziario e la potenziale tossicità della terapia prolungata sono non banali7˒8. Predittori clinicamente utilizzati come l'immunoistochimica tumorale PD-L1 e il carico mutazionale tumorale (TMB) forniscono informazioni preziose, ma entrambi presentano vincoli pratici che ne limitano il dispiegamento uniforme. La valutazione della PD-L1 può essere influenzata dall'eterogeneità intratumorale e dalla variabilità del saggio/piattaforma, mentre la TMB generalmente richiede risorse di sequenziamento, tempi di tempo più lunghi e costi piùelevati 9. Questi vincoli rendono clinicamente rilevante lo sviluppo di flussi di lavoro che utilizzino materiali disponibili di routine e possano essere eseguiti con un controllo qualità standardizzato in centri con capacità di laboratorio variabile.

Da un punto di vista pratico, un approccio guidato dal protocollo che integra un piccolo numero di biomarcatori accessibili può supportare la pianificazione precoce del follow-up dopo l'inizio del trattamento. Ad esempio, un campionamento standardizzato di base prima della prima infusione e una finestra di valutazione definita su due cicli possono aiutare i clinici a identificare i pazienti che richiedono un monitoraggio più attento o una rivalutazione anticipata, mantenendo al contempo la trasparenza sui passaggi necessari per riprodurre le misurazioni tra i siti. Questa enfasi sulla fattibilità e riproducibilità è particolarmente rilevante per gli articoli del protocollo JoVE, dove i passaggi metodologici—e i loro punti di controllo qualità—sono centrali per il contributo.

Ki-67 è un marcatore di proliferazione nucleare che riflette la dinamica della crescita tumorale ed è stato discusso in relazione alla contexture immunitaria. Un aumento del Ki-67 è stato riportato come correlato con l'espressione di PD-L1 e potrebbe essere collegato a fenotipi di fuga immunitaria che modellano la sensibilità agli inibitori dei checkpoint immunitari (ICI)10. Parallelamente, il rapporto neutrofili/linfociti (NLR) è un indice facilmente accessibile dello stato infiammatorio sistemico ed è stato ampiamente studiato come fattore prognostico o predittivo nei pazienti che ricevono terapia con inibitori di PD-1/PD-L1 11. Un NLR più alto è comunemente interpretato come il riflesso di un ambiente immunosoppressivo—attraverso neutrofilia relativa e/o linfopenia—ed è stato associato a una risposta più scarsa e a una sopravvivenza ridotta in piùcoorti 12. Il rapporto periferico CD4-positivo/CD8-positivo offre una finestra aggiuntiva sull'omeostasi immunitaria adattativa, e l'equilibrio funzionale tra i compartimenti delle cellule T aiutanti e citotossici è meccanicisticamente rilevante per un'immunità antitumorale efficace sotto il bloccoPD-1/PD-L1 13.

Sebbene Ki-67, NLR e il rapporto CD4-positivo/CD8-positivo abbiano entrambi mostrato un valore potenziale come indicatori individuali, il loro utilizzo integrato come flusso operativo e minimamente invasivo per la valutazione della risposta precoce negli NSCLC rimane insufficientemente caratterizzato. Pertanto, questo studio ha esaminato se la combinazione dello stato di espressione del Ki-67 tumorale con il NLR del sangue periferico e il rapporto CD4-positivo/CD8-positivo migliora la classificazione della risposta a breve termine dopo due cicli di terapia con inibitori PD-1/PD-L1, con l'obiettivo di informare la stratificazione precoce del rischio e supportare una tempestiva rivalutazione clinica nella pratica di routine.

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Protocollo

1. Etica e conformità normativa

  1. Ottieni l'approvazione dal Comitato Etico dell'Ospedale Centrale Binhaiwan di Dongguan (Approvazione n.: 2021045).
  2. Assicurarsi che tutte le procedure siano conformi alla Dichiarazione di Helsinki.
  3. Conferma che il consenso informato scritto sia stato ottenuto prima del trattamento e documenta lo stato del consenso nel fascicolo dello studio.

2. Identificazione del paziente e screening di idoneità

  1. Identificare i pazienti consecutivi diagnosticati con cancro polmonare non a piccole cellule che hanno avviato la terapia programmata con proteina della morte cellulare 1/inibitori programmati del ligando 1 tra gennaio 2021 e ottobre 2023 presso il centro di studio.
  2. Conferma la diagnosi patologica esaminando il referto patologico.
  3. Confermare il completamento di due cicli di trattamento e definire uno come 3 settimane.
  4. Applica i criteri di inclusione.
    1. Confermare l'età 35–80 anni all'inizio del trattamento.
    2. Confermare l'assenza di metastasi epatica sull'imaging basale.
    3. Confermare l'assenza di altre tumori maligne primarie.
    4. Conferma il tempo di sopravvivenza previsto documentato > 12 mesi nella cartella clinica.
    5. Confermare la disponibilità di cartelle cliniche di base complete e dati di imaging di base.
  5. Applica criteri di esclusione.
    1. Escludere i pazienti che hanno subito un intervento cardiotoracico entro 6 mesi dall'inizio del trattamento.
    2. Escludere i pazienti con documentazione di scarsa compliance che compromette il follow-up.
    3. Escludere i pazienti con gravi disturbi psichiatrici che compromettono la conformità al protocollo.
    4. Escludere i pazienti con anomalie ematologiche o della coagulazione al momento della valutazione iniziale.
    5. Escludere i pazienti con infezione attiva grave al punto di partenza.
    6. Escludere i pazienti che hanno ricevuto immunoterapia o terapia mirata entro 30 giorni prima dell'iscrizione.
    7. Escludere i pazienti che interrompono il trattamento durante la finestra di valutazione di due cicli a causa di trasferimento, vincoli finanziari o decesso.
  6. Assegnare un ID di studio unico a ogni paziente idoneo e de-identificare tutte le cartelle cliniche prima dell'analisi.
  7. Verificare l'idoneità in modo indipendente tramite due investigatori e risolvere le discrepanze per consenso.
  8. Registra l'arbitro in un registro di selezione contenente l'ID dello studio, l'elemento selezionato, la descrizione della discrepanza, i giudici e la data.
    NOTA: Registrare condizioni di base che potrebbero spostare i marcatori infiammatori (ad esempio, febbre, sospetta infezione clinica o esposizione sistemica a corticosteroidi) nel registro di screening per supportare le decisioni di esclusione el'interpretazione 14.

3. Estrazione di dati clinici di base

  1. Recupera le variabili di base dal sistema elettronico della cartella clinica.
  2. Registrare sesso, età, indice di massa corporea, livello di istruzione, localizzazione del tumore, diametro massimo del tumore, stadio tumore–nodo–metastasi, modalità di trattamento, storia del fumo e stato di performance del Eastern Cooperative Oncology Group.
  3. Esporta tutte le variabili di riferimento in un foglio di calcolo de-identificato.
  4. Blocca il dataset per l'analisi salvando una copia di sola lettura con un timestamp.
  5. Verifica l'accuratezza dei dati incrociando almeno il 10% delle voci con i record di origine.
  6. Registra le correzioni in un registro delle correzioni contenente nome del campo, valore originale, valore corretto, iniziali del revisore e data.
  7. Riassumere le caratteristiche di base per stato di risposta e compilare la tabella delle caratteristiche di base per la segnalazione come Tabella 1.

4. Raccolta di sangue periferica di base e rapporto neutrofili-linfociti derivato dall'ematologia

  1. Raccogliere sangue venoso a digiuno da una vena dell'arto superiore entro 2 ore prima della prima somministrazione di inibitori utilizzando tubi anticoagulanti EDTA (vedi Tabella dei materiali).
  2. Inverti ogni tubo 8–10 volte immediatamente dopo la raccolta.
  3. Esegui un esame completo del contento ematico entro 2 ore dalla raccolta utilizzando un analizzatore ematologico automatico (modello indicato nella Tabella dei Materiali).
  4. Verifica quotidianamente lo stato del controllo qualità interno dell'analizzatore prima del test del campione e registra lo stato di superamento/fallimento del controllo qualità, il livello di controllo, l'operatore e il modello dell'analizzatore nel registro dello studio.
  5. Registra il conteggio assoluto di neutrofili e linfociti assoluti dall'output dell'analizzatore.
  6. Calcola il rapporto neutrofili/linfociti utilizzando la formula NLR = conteggio assoluto di neutrofili / conteggio assoluto di linfociti.
  7. Segnalare i campioni coagulati o emolizzati come invalidi nel registro dello studio.
  8. Ripetere il prelievo di sangue nella stessa finestra di pre-trattamento quando clinicamente possibile e documentare la causa di eventuali risultati mancanti o invalidi.
  9. Registrare il tempo di prelievo del sangue e il tempo di esecuzione del CBC per documentare la finestra pre-analitica di 2 ore di ≤.

5. Citometria di flusso per il rapporto tra cellule T CD4 e CD8 positive

  1. Aliquota di 50 μL EDTA-anticoagulò il sangue intero in un tubo di flusso da 12 × 75 mm (vedi Tabella dei materiali).
  2. Aggiungere 20 μL di un reagente a quattro colori del sottoinsieme delle cellule T che identifica CD3, CD4, CD8 e CD45 utilizzando quattro fluorocromi (vedi Tabella dei materiali).
  3. Vortice per 1–2 secondi e incubazione per 15 minuti a 20–25 °C protetto dalla luce.
  4. Aggiungere 450 μL di soluzione lisante di globuli rossi da 1× preparata da un concentrato al 10× (vedi Tabella dei materiali).
  5. Mescola con una lieve inversione e incuba per 10 minuti a 20–25 °C protetto dalla luce.
  6. Aggiungi 2 mL di soluzione salina tamponata con fosfato (vedi Tabella dei materiali) e mescola per inversione 3–5 volte.
  7. Centrifuga a 350 × g per 5 minuti a temperatura ambiente.
  8. Scarta il soprantantante senza disturbare il pallino.
  9. Risospendere il pellet in soluzione salina tamponata fosfato da 300–500 μL per l'acquisizione.
  10. Esegui controlli giornalieri delle prestazioni del citometro in base al flusso di lavoro dello strumento e registra lo stato di superamento/fallimento nella scheda di esecuzione.
  11. Imposta le tensioni del fotomoltiplicatore usando un tubo non colorato.
  12. Esegui controlli monocolore (celle o perle) per ogni fluorocromo.
  13. Calcola la compensazione all'interno del software di acquisizione utilizzando i controlli a singolo colore.
  14. Mantenere le stesse impostazioni di tensione e matrice di compensazione per tutti i campioni all'interno dello stesso lotto e registrare data, operatore, istantaneo di tensione e nome del file di compensazione.
  15. Acquisire ogni campione a portata bassa o moderata e raccogliere almeno 10.000 eventi linfociti per campione.
  16. Linfociti gate usando CD45 contro dispersione laterale.
  17. Singole a gate che utilizzano l'area di scatter in avanti rispetto all'altezza di scatter in avanti.
  18. Cellule T CD3-positive a gate.
  19. Quantificare i sottoinsiemi positivi al CD4 e al CD8 all'interno degli eventi positivi al CD3.
  20. Calcolare il rapporto CD4-positivo/CD8-positivo usando la formula CD4-positivo/CD8-positivo = (% CD4-positivo tra CD3-positivi) / (% CD8-positivo tra CD3-positivo).
  21. Verificare la separazione delle popolazioni CD4-positive e CD8-positive su grafici bivariati.
  22. Ricalcola i controlli della compensazione e riassegna la ricostruzione osservando sovrapposizioni incoerenti con la separazione prevista della popolazione.
  23. Salva i grafici rappresentativi per ogni lotto (CD45/SSC, singole, porta CD3, CD4 vs CD8) e archiviali con ID e data del lotto.
    NOTA: Registra i numeri dei lotti dei reagenti e le date di esecuzione in fogli di esecuzione interni per supportare il tracciamento del batch15.

6. Immunoistochimica del Tumore Ki-67 e assegnazione dello stato binario

  1. Tagliare sezioni tumorali fissate con formalina e paraffina a 4 μm e montare sezioni su vetrine cariche (vedi Tabella dei materiali).
  2. Deparafinizzare sezioni nello xilene e reidratare sezioni tramite etanolo graduato in acqua.
  3. Eseguire il recupero dell'epitopo indotto dal calore utilizzando il tampone di recupero del citrato, pH 6 (vedi Tabella dei Materiali).
  4. Preriscalda il buffer di recupero a temperatura quasi di ebollizione prima del tempismo.
  5. Il calore scivola nel buffer di recupero per 20 minuti.
  6. Slitte fredde a temperatura ambiente per 20 minuti.
  7. Risciacquo i vetri con il tampone di lavaggio per rimuovere la soluzione residua di recupero.
  8. Incubare sezioni con perossido di idrogeno al 3% per 10 minuti a temperatura ambiente.
  9. Lava tre volte con il tampone di lavaggio per 1–2 minuti per lavaggio.
  10. Incubare sezioni con anticorpo primario Ki-67 (clone MIB-1; formulazione pronta all'uso; vedi Tabella dei Materiali) per 20 minuti a temperatura ambiente.
  11. Lava tre volte con il tampone di lavaggio per 1–2 minuti per lavaggio.
  12. Applicare un sistema di rilevamento basato su HRP e sviluppare cromogeno con DAB secondo le istruzioni del produttore (vedi Tabella dei Materiali).
  13. Fermare lo sviluppo dei cromogeni risciacquando con acqua una volta che la colorazione nucleare è chiaramente visibile e il fondo rimane basso.
  14. Controcolorare le sezioni con ematossilina, risciacquare, blu, disidratare tramite etanolo graduato, trasparente in xilene e montare con un mezzo di montaggio permanente (vedi Tabella dei materiali).
  15. Esaminare le sezioni sotto microscopia a campo chiaro a 400×.
  16. Seleziona cinque campi tumorali vitali non sovrapposti ed evita necrosi, artefatti di schiacciamento ed effetti di bordo.
  17. Contare almeno 100 nuclei tumorali per campo e registrare il numero di nuclei con colorazione nucleare marrone inequivocabile.
  18. Contare almeno 500 nuclei tumorali per caso nei cinque campi.
  19. Calcola l'indice di marcatura Ki-67 a livello di caso utilizzando la formula indice di etichettatura (%) = (nuclei tumorali totali positivi / nuclei tumorali totali conteggiati) × 100%.
  20. Punteggio dell'intensità della colorazione per ogni caso come 0 (nessuno), 1 (giallo chiaro), 2 (marrone-giallo) o 3 (marrone scuro) utilizzando l'intensità predominante tra i nuclei tumorali contati.
  21. Punteggio percentuale di cellule positive per ogni caso come 0 (0–5%), 1 (6–25%), 2 (26–50%), 3 (51–75%) o 4 (>75%) utilizzando l'indice di etichettatura a livello di caso.
  22. Calcola il punteggio immunoreattivo usando IRS = punteggio di intensità × punteggio percentuale.
  23. Assegnare lo stato di espressione di Ki-67 per l'analisi come Ki-67 negativo per IRS 0–4 e Ki-67 positivo per IRS 5–12, e utilizzare questo stato binario in modo coerente per tutta la Tabella 1–4 e per la modellazione degli output.
  24. Effettuare la valutazione in cieco da parte di due patologi.
  25. Acceca entrambi i patologi agli esiti clinici e ai valori dei biomarcatori ematici.
  26. Risolvere i disaccordi di valutazione tramite revisione congiunta e registrare la classificazione e data finale di consenso.
  27. Archiviare le immagini rappresentative per ogni caso con ID dello studio e ingrandimento.
  28. Includere un tessuto controllo positivo noto e un controllo negativo (omettere l'anticorpo primario) in ogni prova di colorazione.
  29. Colorazione ripetuta in caso di guasto del controllo o in caso di macchiatura di fondo che impedisce l'interpretazione.
    NOTA: Archiviare il foglio di valutazione contenente i conteggi di cinque campi, l'indice di etichettatura, il punteggio di intensità, il punteggio percentuale, IRS e lo stato finale negativo/positivo per larevisionibilità 16.

7. Valutazione della risposta dopo due cicli

  1. Eseguire imaging di base prima del primo ciclo all'interno del flusso di lavoro clinico di routine.
  2. Ripeti l'imaging dopo due cicli di trattamento e definisci ogni ciclo come 3 settimane.
  3. Valutare la risposta al trattamento utilizzando i Criteri di Valutazione della Risposta nei Tumori Solidi, versione 1.1. 14
  4. Eseguire una valutazione indipendente in cieco da parte di due radiologi.
  5. Cieca entrambi i radiologi ai valori dei biomarcatori e alle covarie di modellazione.
  6. Risolvere i disaccordi tramite consenso e registrare i dettagli delle decisioni (iniziali del lettore, data, decisione finale).
  7. Classificare la categoria di risposta come risposta completa, risposta parziale, malattia stabile o malattia progressiva secondo RECIST 1.1.
  8. Assegnare risposta completa + risposta parziale al gruppo risposta.
  9. Assegnare malattia stabile + malattia progressiva al gruppo non risposta.
  10. Memorizzare le date di imaging di riferimento e di follow-up e verificare che la finestra di valutazione corrisponda a due cicli.
  11. Archiva i fogli di misurazione RECIST con ID studio, lettore e data per l'audit.

8. Analisi statistica

  1. Eseguire analisi statistiche utilizzando software statistico (vedi Tabella dei Materiali).
  2. Presentare variabili continue normalmente distribuite come media ± deviazione standard e confrontare i gruppi utilizzando un test t a campione indipendente.
  3. Presentare le variabili categoriche come conteggi e percentuali e confrontare i gruppi utilizzando il test del chi quadrato o il test esatto di Fisher, a seconda dei criteri.
  4. Variabili indipendenti dal codice secondo lo schema di codifica prespecificato e compilare la tabella di codifica come Tabella 2.
  5. Schermare i predittori utilizzando analisi univariabili e selezionare variabili che soddisfano il criterio predefinito per la modellazione multivariabile.
  6. Adatta un modello di regressione logistica multivariabile usando risposta = 0 e non-risposta = 1 come variabili dipendenti.
  7. Aggiusta il modello multivariabile in base all'età, allo stato di performance del Eastern Cooperative Oncology Group e alla storia del fumo.
  8. Riportate le stime finali aggiustate del modello come Tabella 3.
  9. Generare curve caratteristiche operative del ricevitore per singoli predittori e il modello combinato.
  10. Determinare le soglie basate su ROC utilizzando l'indice di Youden per NLR e il rapporto CD4-positivo/CD8-positivo e applicare le soglie derivate in modo coerente nelle analisi dicotomiche riportate nella Tabella 4.
  11. Riassumere la discriminazione e la performance di classificazione per singoli predittori e il modello combinato come Tabella 4.
  12. Eseguire analisi di sensibilità trattando il rapporto neutrofili/linfociti e il rapporto CD4-positivo/CD8-positivo come predittori continui sotto lo stesso insieme di codifica e aggiustamento degli esiti.
  13. Riportate i risultati dell'analisi di sensibilità come Tabella Supplementare S1.
  14. Verifica la coerenza tra i valori nel testo manoscritto e le relative tabelle e figure e archivia i file finali di output e la versione software utilizzata.

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Risultati

Caratteristiche di base
Le caratteristiche cliniche di base dei 102 pazienti con cancro polmonare non a piccole cellule sono riassunte nella Tabella 1. Il gruppo di risposta (risposta completa + risposta parziale) includeva 30 maschi e 9 femmine, mentre il gruppo non risposto (malattia stabile + malattia progressiva) comprendeva 50 maschi e 13 femmine (p = 0,771). Nel gruppo di risposta, il 79,49% dei pazienti aveva meno di 65 anni, rispetto al 66,67%...

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Discussione

L'inibizione dei checkpoint immunitari è diventata una componente essenziale della terapia sistemica per il cancro polmonare avanzato non a piccole cellule (NSCLC), eppure un beneficio clinicamente significativo rimane concentrato in un sottoinsieme dipazienti 15˒16. Questa eterogeneità della risposta, insieme al costo e alla potenziale tossicità di un trattamento prolungato, rende la stratificazione della risposta precoce clinicamente rile...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano che non sono stati coinvolti interessi finanziari o relazioni personali che possano aver influenzato il lavoro riportato in questo articolo.

Ringraziamenti

Ringraziamo il Dipartimento di Patologia e il Laboratorio Centrale dell'Ospedale Centrale Binhaiwan di Dongguan per l'assistenza tecnica in immunoistochimica e citometria a flusso. Questo lavoro è stato sostenuto dal Guangdong Medical Science and Technology Research Fund Project (Grant n. B2022247).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Analizzatore ematologico automatizzatoSysmex CorporationXN-1000Conteggio ematico completo e calcolo del NLR
Microscopio a campo chiaroOlympusBX53Valutazione istologica
Buffer di recupero antigenico di citrato (pH 6,0)Abcamab93678Recupero di antigeni indotto dal calore
Kit di substrato DABLaboratori VectorSK-4100Sviluppo cromogenico
Tubo di raccolta del sangue anticoagulante EDTABD in Biologia367525Raccolta di sangue periferica
Citometro a flussoBD in BiologiaFACSCanto IIAnalisi dei sottoinsiemi delle cellule T
Tubi di citometria a flusso (12 figure-materials-1 75 mm)BD Falcon352058Tubi di acquisizione campioni
Blocchi tumorali incassati con paraffina fissati in formalinaArchivio di Patologia ClinicaN/ACampioni di tumori NSCLC
Reagente a quattro colori del sottoinsieme delle cellule T (CD3/CD4/CD8/CD45)BD in Biologia340499Per il rilevamento di sottoinsiemi di linfociti
Colorazione dell'ematossilinaSigma-AldrichH3136Controcolorazione nucleare
Kit di rilevamento HRPDako (Agilent)K5007Sistema secondario di rilevamento degli anticorpi
Anticorpo primario Ki-67 (clone MIB-1)Abcamab16667Rilevamento immunoistochimico
MicrotomoLeica MicrosystemsRM2235Cutting 4 figure-materials-2 m sezioni FFPE
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023Lavaggio e risospensione delle celle
Vetri di microscopio caricati positivamenteThermo Fisher ScientificJ1800AMNZMontaggio della sezione tessutale
Soluzione di lisi dei globuli rossiBD in Biologia349202Lisi eritrocitare prima della citometria a flusso
Software di analisi statisticaIBMSPSS v26.0Analisi dei dati

Riferimenti

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