Articolo metodologico

Un modello combinatorio murino di interruzione circadiana e stress alimentare per l'indagine della fisiopatologia dell'invecchiamento accelerato dallo stile di vita

250 visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/70866

⸱

28 aprile 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chinese Materia Medica, Chengde Medical University, 2School of Pharmacy, Hebei Medical University, 3State Key Laboratory for Innovation and Transformation of Luobing Theory, 4College of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Hebei University of Chinese Medicine, 5The Second Clinical Medical College, Heilongjiang University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui presentiamo un protocollo per stabilire un modello murino di ritmo circadiano disordinato più dieta ad alto contenuto di grassi e zuccheri (HFHS), che imita stili di vita malsani e induce disturbi metabolici e fenotipi di invecchiamento.

Abstract

L'obiettivo di questo protocollo è stabilire un modello murino standardizzato che riproduca i danni multifattoriali indotti dagli stili di vita moderni e malsani. A tal fine, abbiamo sviluppato un modello innovativo C57BL/6J che combina la disruption randomizzata del ritmo circadiano e una dieta ad alto contenuto di grassi e zuccheri (HFHS), con gruppi di controllo a fattore singolo HFHS e di disturbo circadiano. Rispetto ai controlli, il modello composito ha mostrato disturbi metabolici più gravi, tra cui aumento del peso corporeo, livelli elevati di glucosio e lipidi a digiuno, una notevole steatosi epatica, oltre a evidenti deficit cognitivi e motori. Il modello composito ha inoltre mostrato un invecchiamento accelerato più significativo, come confermato dall'indice di fragilità e dalla colorazione di ematossilina ed eosina (HE). Questo modello integrato imita in modo affidabile il declino metabolico-cognitivo legato allo stile di vita e l'invecchiamento precoce. Questo protocollo riproducibile passo dopo passo supporta studi meccanicistici sull'invecchiamento mediato dallo stile di vita e la valutazione di strategie terapeutiche mirate.

Introduzione

Gli stili di vita moderni accelerati espongono sempre più le popolazioni a comportamenti che alterano il ritmo e a diete obesogene, con prove convincenti che collegano questi fattori al declino funzionale sistemico e alla patogenesi delle malattiecroniche 1. I dati epidemiologici rivelano comorbidità sorprendenti: i lavoratori a turni mostrano un'alta prevalenza di marcatori della sindrome metabolica, mentre l'assunzione a lungo termine di una dieta ricca di grassi e zuccheri è fortemente associata a un rischio aumentato didemenza 2,3. Questi insulti convergono per guidare la patologia multiorganica: la disfunzione metabolica spesso coincide con un accelerato declino cognitivo e un rimodellamento cardiovascolare, dimostrando un dialogo incrociato bidirezionale tra il deterioramento periferico e quello centrale. Nonostante sinergie cliniche riconosciute, i modelli preclinici standardizzati che catturano la fisiopatologia integrata del declino degli organi indotto dallo stile di vita restano poco sviluppati.

A livello molecolare, il disallineamento circadiano cronico avvia una cascata patologica che ha origine nel nucleo suprachiasmatico, interrompendo la segnalazione glutamatergica verso l'ipotalamo paraventricolare e attenuando la pulsatilità ormonale rilascio-corticotropina. Questo compromette il feedback negativo dell'asse ipotalamo-ipofisi-surrenale (HPA) 4, causando desensibilizzazione dei recettori dei glucocorticoidi e un aumento sostenuto del cortisolo. La conseguente attivazione della gluconeogenesi epatica e la soppressione della fosforilazione del substrato del recettore dell'insulina muscolare scheletrico alimentano collettivamente la resistenza all'insulina periferica, stabilendo una base metabolica per l'iperglicemia e ladislipidemia 5,6. Contemporaneamente, gli acidi grassi saturi della dieta permeano la barriera emato-encefalica compromessa tramite la riduzione delle proteine della giunzione strettaendoteliale 7,8, attivando la segnalazione microgliale TLR4/NF-κB. Questo scatena la neuroinfiammazione 9 mediata da TNF-α/IL-1β. Il punto chiave è che questi due fattori di stile di vita malsano non agiscono in modo indipendente, ma piuttosto sinergici. Tuttavia, rimane una significativa carenza di ricerche sistematiche sulla loro esposizione combinata nella letteratura attuale. Pertanto, è significativo condurre studi di modellazione integrando la perturbazione del ritmo circadiano con diete ad alto contenuto di grassi e zuccheri come fattori compositi.

Nonostante la loro utilità nello studio dei meccanismi isolati dell'invecchiamento, i modelli murini attuali non riescono a ricapitolare la fisiopatologia integrata del deterioramento indotto dallo stile di vita. L'invecchiamento naturale mostra una marcata variabilità interindividuale e richiede tempi prolungati incompatibili con l'efficienza sperimentale. Agenti farmacologici come la doxorubicina inducono principalmente danni al DNA e senescenza acuta senza replicare una disregolazione metabolicacronica 10. I modelli geneticamente modificati prendono di mira singoli percorsi molecolari, trascurando il crosstalk sistemico neuroendocrino-metabolico11,12. La somministrazione di D-galattosio, pur inducendo stress ossidativo, imita in modo inadeguato l'impatto della perturbazione circadiana sulla ritmicità glucocorticoide o sulla neuroinfiammazione mediata dai lipidi nella dieta13. In modo cruciale, gli interventi a fattore singolo non possono catturare i modelli sinergici di declino multiorgano osservati clinicamente. Questa lacuna traslazionale richiede una piattaforma combinatoria avanzata che incorpori contemporaneamente la rottura circadiana cronica e gli stress alimentari obesogeni per accelerare fedelmente neurodegenerazione interdipendente, disfunzione cardiaca e compromissione metabolica.

Per affrontare questo problema, abbiamo sviluppato un modello topino C57BL/6J che integra la perturbazione stocastica circadiana con una dieta ricca di grassi e zuccheri per ricapitolare insulti sinergici dello stile di vita contemporaneo. Sottoporre i topi a programmi di luce rotanti combinati con alimentazione obesogena sostenuta ha indotto disturbi metabolici significativamente aggravati, tra cui elevata adipositità, iperglicemia a digiuno e dislipidemia. Le valutazioni cognitive hanno rivelato deficit pronunciati nella memoria spaziale e di riconoscimento, mentre i test locomotori hanno indicato una resistenza ridotta. In modo cruciale, la quantificazione longitudinale dell'indice di fragilità ha dimostrato un accumulo accelerato di deficit legati all'età. Il nostro paradigma a doppia sfida ricapitola quindi in modo robusto l'invecchiamento accelerato multifaccettato, fornendo una piattaforma nuova e validata per studiare la fisiopatologia guidata dallo stile di vita.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutte le procedure sperimentali sono state approvate dal Comitato Etico della Ricerca Animale dell'Istituto di Ricerca Farmaceutica Yiling dell'Hebei (Approvazione n.: N2024043). Trentadue maschi di 8 mesi di topi C57BL/6J (vedi Tabella dei Materiali) sono stati ospitati in una struttura specifica per animali libera da patogeni (SPF) affiliata al New Drug Evaluation Center, Hebei Yiling Pharmaceutical Research Institute. L'ambiente di allevamento veniva mantenuto in condizioni standardizzate: la temperatura ambiente variava tra 20 e 26 °C, l'umidità relativa era controllata tra il 40% e il 70%, e fu implementato un ciclo di luce di 12 ore e di buio di 12 ore. I topi avevano libero accesso a una dieta standard da laboratorio per roditori e acqua potabile sterilizzata.

1. Stabilimento di un modello combinatorio murino di interruzione circadiana e stress alimentare (Figura 1)

NOTA: Gli animali che sono morti improvvisamente durante l'esperimento, hanno mostrato una grave perdita di peso o non hanno completato la procedura di modellazione sono stati esclusi dall'analisi finale. Il numero iniziale di animali era 8 per gruppo, e la dimensione valida finale del campione era di 5 per gruppo.

  1. Prepara una dieta ad alto contenuto di grassi/zuccheri (HFHS) (vedi Tabella dei Materiali) e una stanza indipendente dotata di un timer programmabile per il controllo flessibile del ciclo luce-buio prima dell'esperimento.
    NOTA: conservare la dieta a 4 °C o -20 °C per prevenire l'ossidazione; Portarla a temperatura ambiente prima dell'uso per evitare che la condensa ne influenzi la composizione.
  2. Adattamento animale e raggruppamento casuale
    1. Ospitare tutti i topi di 8 mesi in condizioni standard per un periodo di alimentazione adattativa di 7 giorni prima di iniziare l'esperimento.
    2. Assegnare casualmente i topi in quattro gruppi in base al peso corporeo (n = 8 per gruppo) dopo il periodo di adattamento: gruppo di controllo, gruppo modello combinato di stress (Model), gruppo HFHS e gruppo di stress per disturbo del ritmo circadiano (CR).
  3. Somministrare un intervento di 8 mesi con la dieta HFHS combinato con la perturbazione del ritmo circadiano al gruppo modello combinato dello stress. Nutri il gruppo HFHS solo con una dieta HFHS per la stessa durata.
  4. Espone il gruppo CR solo a una perturbazione del ritmo circadiano. Nutrire il gruppo di controllo con una dieta di mantenimento standard per tutta la durata dell'esperimento. Garantire accesso gratuito all'acqua potabile per tutti gli animali.
    NOTA: L'intervento di 8 mesi può essere temporaneamente sospeso (ad esempio, per controlli di salute di routine sui topi) senza influenzare l'esito sperimentale, e l'intervento può essere ripreso dopo il completamento del controllo.
  5. Protocollo di interruzione del ritmo circadiano (Figura 2A,B)
    1. Usa un timer programmabile (vedi Tabella dei Materiali) per controllare in modo flessibile il ciclo settimanale luce-buio. Applica quattro regimi di luce distinti: rapido cambio luce-buio (alternanza luce e buio ogni 7 minuti per 2 ore consecutive al giorno), ciclo inverso luce-buio (luci spente alle 20:00 e accesa alle 20:00 ogni giorno), luce costante (illuminazione 24 ore) e oscurità costante (buio 24 ore su 24).
    2. Genera una sequenza casuale usando software statistico (linguaggio R, con un seed casuale fisso) all'inizio di ogni settimana. Assegna casualmente le quattro modalità di luce a ogni giorno della settimana per assicurarti che ogni modalità venga applicata consecutivamente per 1–2 giorni.
  6. Fornire la dieta HFHS ai topi ad libitum e monitorare l'assunzione di cibo settimanalmente. La composizione dettagliata della dieta HFHS è presentata nella Tabella 1.
    NOTA: È necessario ispezionare l'approvvigionamento alimentare per prevenire sottoalimentazione o privazione alimentare.
  7. Pesa i topi settimanalmente a un orario fisso (le 9:00 del giovedì) utilizzando un bilancio elettronico durante il periodo di intervento di 8 mesi. Registra tutti i dati sul peso corporeo in dettaglio.
    NOTA: Eseguire rapidamente il processo di pesatura (ogni sessione completata in meno di 30 secondi) per minimizzare lo stress e le interruzioni del ritmo circadiano.

2. Riconoscimento di oggetti innovanti

  1. Posizionare i topi in una scatola di prova da 60 cm × 60 cm × 40 cm un giorno prima dell'addestramento, e lasciali esplorare liberamente per 5 minuti per ambientarsi nell'ambiente di prova.
    NOTA: Rimuovere feci e urine dalla scatola dopo ogni prova. Pulisci la scatola con etanolo al 75% per eliminare gli odori residui.
  2. Posizionare due cilindri identici (A e B) rispettivamente negli angoli in basso a sinistra e in basso a destra della scatola di prova. Inserisci ogni mouse nella scatola rivolta dall'altra parte degli oggetti e lascia che il mouse possa esplorare liberamente per 5 minuti.
    1. Alterna casualmente le posizioni sinistra-destra dei due cilindri tra i soggetti per evitare il bias posizionale.
    2. Dopo l'addestramento esplorativo di 5 minuti, mettere in pausa l'esperimento fino a 23 ore e completare il successivo passaggio di sostituzione di oggetti nuovi (passo 2.3) entro 24 ore dall'addestramento per garantire la validità del test di riconoscimento.
  3. Sostituire l'oggetto A nell'angolo in basso a sinistra con un cubo nuovo (oggetto C) 24 ore dopo l'addestramento. Attiva la telecamera dall'alto. Metti il mouse nella scatola e registra il comportamento per 5 minuti.
    NOTA: Usa un oggetto nuovo che sia simile per dimensioni agli oggetti familiari ma nettamente diverso per materiale, colore o texture per assicurarti che il mouse riconosca la sua novità.
  4. Analizza i video utilizzando il sistema di tracciamento video (vedi Tabella dei Materiali).
    1. Definisci esplorazione come il topo che orienta il muso verso o entro 2 cm da un oggetto. Registra il tempo trascorso esplorando l'oggetto familiare (TB) e l'oggetto nuovo (TC).
    2. Calcola un indice di riconoscimento secondo la seguente formula: Indice di riconoscimento = TC / (TB + TC) × 100%.
      NOTA: Tenere l'analista cieco ai gruppi sperimentali per evitare bias soggettivi; Escludono sistematicamente comportamenti non esplorativi come arrampicarsi o rosicchiare dai registri temporali di esplorazione.

3. Test di forza di presa

  1. Misurare la forza di presa degli arti anteriori dei topi utilizzando un misuratore di forza di presa14 (vedi Tabella dei materiali). Ruota il manometro di forza di 90 gradi verticalmente e fissalo saldamente a un supporto metallico prima di ogni sessione di prova per garantire la completa immobilizzazione del sistema.
  2. Tieni delicatamente il topo per la base della coda. Lascia che le zampe anteriori afferrino naturalmente la barra. Zera l'indicatore dopo che la misurazione si è stabilizzata, poi tira la coda orizzontalmente all'indietro a velocità costante e lenta finché il topo non lascia la presa.
  3. Annota la forza massima massima (kgf) al momento del rilascio come forza di presa. Esegui tre prove consecutive per ogni mouse al giorno. Utilizzare la media di tre misurazioni per l'analisi successiva.
    NOTA: Mantieni la velocità di trazione uniforme e sufficientemente lenta da permettere al mouse di generare piena resistenza contro la trazione.
  4. Escludere qualsiasi prova dall'analisi se si verifica una delle seguenti cose: il topo usa una sola zampa anteriore, gli arti posteriori toccano la barra o contribuiscono alla presa, il topo ruota il corpo durante la trazione, oppure la barra viene rilasciata senza resistenza attiva.
    NOTA: Segnalare le prove ambigue o fuori dagli schemi per la revisione. Ripeti le misurazioni quando necessario.

4. Indice di fragilità (FI)

NOTA: Calibrare tutti i parametri dell'attrezzatura secondo impostazioni standardizzate prima del test. Limitare il tempo totale di valutazione per ogni topo a meno di 30 minuti per evitare cambiamenti fenotipici indotti dalla fatica. Eseguire tutti gli esami entro una finestra oraria mattutina fissa (9:00–12:00) per minimizzare gli effetti del ritmo circadiano.

  1. Fai digiuno ai topi per 12 ore con libero accesso all'acqua prima dei test per minimizzare gli effetti acuti dell'assunzione alimentare sulle misurazioni fisiologiche.
  2. Sposta i topi nell'ambiente di test 30 minuti prima della valutazione per ambientarli e ridurre le interferenze legate allo stress.
  3. Escludere topi con gravi condizioni patologiche come tumori, infezioni o deformità degli arti per prevenire effetti di confusione sulla valutazione della fragilità.
  4. Valutare l'indice di fragilità basandosi su 31 indicatori fenotipici di deficit in cinque domini: funzione motoria, stato nutrizionale, funzione sensoriale, attività e comportamento spontanei, e difettifisiologici 15,16.
    NOTA: I 31 specifici item di valutazione coprono cinque domini, tra cui: funzione motoria (7 elementi come riduzione della forza di presa, andatura anomala e riduzione della capacità di arrampicata), stato nutrizionale (6 elementi come perdita di peso, diminuzione del punteggio di condizione corporea e riduzione dell'apporto alimentare), funzione sensoriale (5 elementi come deficit visivo, udito e attusimento tattile), attività e comportamento spontanei (7 elementi come riduzione dell'attività spontanea, riduzione del comportamento di cura e riduzione del comportamento esplorativo), e difetti fisiologici (6 elementi come difetti oculari, all'orecchio e alla pelle). Tutti gli elementi adottano un metodo di punteggio binario (0 = nessun difetto, 1 = con difetto), e l'indice finale di fragilità = numero totale di elementi difettosi / 31.
  5. Assegnare due ricercatori ciechi ai gruppi sperimentali per eseguire tutte le valutazioni in modo indipendente.
  6. Valuta ogni indicatore come 0 (nessun deficit) o 1 (deficit) secondo criteri predefiniti che comprendono forza di presa, velocità di camminata, variazione del peso corporeo, condizioni del mantello, risposta sensoriale, capacità di attività spontanea e anomalie fisiche.

5. Rilevamento della glicemia a digiuno

NOTA: Topi veloci per 12 ore con libero accesso all'acqua per minimizzare gli effetti acuti legati all'alimentazione sulla glicemia nel sangue. Eseguire misurazioni tra le 9:00 e le 12:00 per ridurre le fluttuazioni circadiane. Calibrare il glucometro con una soluzione standard di glucosio pre-esperimento per garantire la consistenza tra lotti.

  1. Immobilizzare delicatamente i topi, disinfettare le punte della coda con etanolo al 75%. Effettuare un'incisione di 1–2 mm nelle vene caudali usando una lancia sterile usa e getta. Scartare la prima goccia di sangue per evitare la contaminazione del liquido tissutale.
  2. Raccogli un piccolo volume di sangue capillare e analizzalo immediatamente utilizzando un glucometro portatile (vedi Tabella dei Materiali) con strisce reattive compatibili. Testare ogni campione in duplicata per garantire l'accuratezza dei dati.

6. La rilevazione dei lipidi nel sangue includeva il colesterolo totale (TC)

NOTA: Escludere campioni con emolisi grave o torbidità dall'analisi. Ripetire le misurazioni con un coefficiente di variazione > 10% tra triplice.

  1. Inserire il sangue raccolto in tubi non anticoagulanti. Lascia coagulare naturalmente a temperatura ambiente per 2 ore. Centrifuga campiona a 1000 × g per 15 minuti a 4 °C per separare il siero.
    NOTA: Assicurarsi che la centrifuga sia correttamente bilanciata prima dell'uso e chiudere saldamente il coperchio interno di sicurezza.
  2. Aspira con cura lo strato siero superiore, applicalo e conserva immediatamente a -80 °C per prevenire l'ossidazione lipidica.
    NOTA: Dopo l'alquote del siero e la conservazione a -80 °C, l'esperimento può essere sospeso per diversi giorni o settimane; La successiva rilevazione del colesterolo totale (Passo 6.3) può essere eseguita quando il kit di test e l'attrezzatura sono pronti, assicurando che il siero non venga congelato e scongelato ripetutamente.
  3. Misurare i livelli di colesterolo totale sierico utilizzando un kit commerciale di test TC di Greiss (vedi Tabella dei Materiali) secondo le istruzioni del produttore. Testare ogni campione in triplicata e eseguire contemporaneamente campioni di riferimento standard per la calibrazione.

7. Colorazione di ematossilina-eosina (colorazione HE)

  1. Anestetizzare topi con pentobarbital di sodio (20 mg/kg) test post-comportamentali.
  2. Raccogli sangue tramite il plesso venoso retro-orbitale. Dissezionare i tessuti e fissare con paraformaldeide al 4% per 48 ore.
    NOTA: Dopo la fissazione del tessuto al 4% di paraformaldeide per 48 ore, l'esperimento può essere sospeso; i tessuti fissi possono essere conservati nel paraformaldeide al 4% a 4 °C per un massimo di 1 settimana prima di passare alla fase di disidratazione (passo 7.3).
  3. Disidratato i tessuti fissi con un processore automatico usando una serie di etanolo gradato (60%, 70%, 90% etanolo per 1 ora ciascuno; 95%, 100% etanolo per 2 ore ciascuno).
    ATTENZIONE: L'etanolo è un liquido infiammabile con un basso punto di infiammazione. Evita fiamme aperte, fonti di calore e scintille durante la conservazione e il funzionamento. Usa in un'area ben ventilata, indossa guanti non elettrici e camice da laboratorio. Evitare lo stoccaggio di grandi volumi nell'area sperimentale; Conserva in un armadietto dedicato ai liquidi infiammabili.
  4. Liberare i tessuti disidratati nello xilene per 2 ore, poi infiltrarsi con paraffina a 60 °C per 3 ore (vedi Tabella dei Materiali). Inserire tessuti orientati ai piani anatomici standard.
    NOTA: Il tempo di pulizia non dovrebbe essere eccessivamente lungo per evitare la fragilità dei tessuti; mantenere una temperatura costante della paraffina durante l'infiltrazione per prevenire la cristallizzazione. Dopo l'immersione della paraffina, i blocchi di tessuto incorporati possono essere conservati a temperatura ambiente per diversi mesi, e la fase di sezionamento (step 7.5) può essere eseguita quando necessario.
  5. Una volta che i blocchi di paraffina si solidificano completamente, tagliare sezioni continue da 4 μm con un slicer a paraffina (vedi Tabella dei Materiali), trasferire su vetrini rivestiti di poli-L-lisina, asciugare all'aria a temperatura ambiente, quindi sigillare per la conservazione.
    NOTA: Dopo il montaggio della sezione e l'asciugatura all'aria, le vetrine possono essere conservate a temperatura ambiente in un ambiente privo di polvere per fino a 1 mese prima di procedere alla fase di tintura (passo 7.6).
  6. Sezioni di colorazione con un sistema automatico di tintura (vedi Tabella dei Materiali).
    1. Deparaffina in xilene I e xilene II (10 min ciascuno).
    2. Reidrata con una serie di etanolo discendente (100%, 95%, 80%, 2 minuti ciascuno), poi risciacqua con acqua distillata.
    3. Tingere con ematossilina per 3–8 minuti finché i nuclei non sono chiaramente visibili, risciacquare sotto acqua corrente per favorire l'inbluzionamento e controcolorare con eosina per 1–3 minuti per ottenere una colorazione citoplasmatica rosa adeguata.
  7. Disidratare le sezioni colorate in alcol assoluto, trasparente in xilene e montare con balsamo neutro per l'analisi con scanner a vetrata (vedi Tabella dei materiali).

8. Colorazione rosso olio O

  1. Inserire tessuti epatici freschi in un composto a temperatura di taglio ottimale (OTC) (vedi Tabella dei Materiali) entro 30 minuti dalla raccolta.
    NOTA: Dopo l'inserimento di nuovi tessuti epatici in un composto da banco, i tessuti incorporati possono essere conservati a -80 °C per un massimo di 1 mese prima della sezionazione (passo 8.3), evitando congelamenti e discongelamenti ripetuti.
  2. Metti i tessuti incorporati in un criostato e lasciali congelare completamente prima di sezionarlo.
  3. Imposta la temperatura del criostato a -22 °C e taglia blocchi di tessuto completamente congelati in sezioni consecutive spesse 8 μm.
  4. Trasferire le sezioni direttamente su vetrini di vetro non rivestiti e appiattendine delicatamente per garantire un'adesione stretta tra sezioni e vetrine.
  5. Fissa i vetrini con formalina neutra a temperatura ambiente per 10 minuti. Subito dopo la fissazione, risciacquare le sezioni con isopropanolo al 60% per 5 secondi.
  6. Posizionare le sezioni pretrattate in una camera di umidità, aggiungere una soluzione di colorazione con rosso olio (vedi Tabella dei materiali) e incubare per 20 minuti.
  7. Dopo la colorazione, differenziare le sezioni con il 60% di isopropanolo finché i confini delle gocce lipidiche e del tessuto interstiziale non sono chiaramente distinguibili.
    NOTA: Monitorare attentamente le sezioni durante la differenziazione per evitare la sovradifferenziazione, che causa colorazioni sbiadite.
  8. Esaminare le sezioni differenziate colorate al microscopio luminoso per osservare cambiamenti istopatologici correlati alla deposizione lipidica epatica.
    NOTA: Dopo la colorazione e la differenziazione, le sezioni possono essere conservate a 4 °C per un massimo di 3 giorni prima dell'esame microscopico, assicurando che l'effetto di colorazione non venga compromesso.

9. Analisi statistica

  1. Esprimi tutti i dati sperimentali come media ±± errore standard della media (SEM)
  2. Applicare il test di Shapiro-Wilk per verificare se i dati rispettano una distribuzione normale. Eseguire il test di Levene per valutare l'omogeneità della varianza tra i gruppi se la normalità è confermata.
    NOTA: Applicare direttamente i test non parametrici se i dati non soddisfano l'assunzione di normalità.
  3. Utilizzare l'analisi unidirezionale della varianza (ANOVA) per testare la significatività statistica delle differenze complessive tra più gruppi, e effettuare confronti a coppie utilizzando il test della differenza minima significativa (LSD) di Fisher.
    NOTA: Usa invece l'ANOVA di Welch quando le varianze sono eterogenee.
  4. Utilizzare un test Student's t a due code per confronti tra due gruppi campionari indipendenti.
  5. Definisci la significanza statistica come un valore p bilaterale < 0,05. Esegui tutte le analisi statistiche utilizzando software di analisi statistica.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Esacerbazione sinergica della patologia metabolica nelle coorti di doppia esposizione
Il monitoraggio longitudinale del peso corporeo ha rivelato traiettorie di crescita distinte tra le coorti. Il gruppo modello e quello HFHS hanno mostrato un aumento di peso accelerato rispetto sia al gruppo Control che a quello CR. In particolare, il gruppo CR ha mostrato un'accelerazione modesta rispetto a Control (Figura 3A). Ulteriori evidenze di dis...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

La ricerca contemporanea ha confermato in modo inequivocabile che la perturbazione circadiana e una dieta ricca di grassi e zuccheri sono due fattori indipendenti del declino funzionale sistemico dell'organismo. I nostri dati dimostrano che il danno patologico indotto dall'azione combinata di questi due fattori è molto più grave rispetto al semplice effetto additivo di entrambi da soli. Rispetto ai gruppi di intervento a fattore singolo, il gruppo modello composito non ha mostrato differ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato dal Progetto del Programma Scienza e Tecnologia dell'Hebei (246W2501D, 252W7716D), DAL Programma S&T dell'Hebei (24462501D) e dalla Piattaforma Dorata di Yanzhao (A20240022).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
ANY-mazeScienceSA225
Accu-Chek Active Blood Glucose MonitorSwitzerland, Roche Diagnosticsaccu check active
C75BL/6J miceBEIJING HFK BIOSCIENCE CO.,LTDNo.110324241101250228
Grip strength meterUSA, Columbus Instruments1027CSM-E54
High-fat and high-sucrose dietChina, Xietong Biotechnology Co., Ltd.XT303
HistoCore MULTICUT - Semi-Automated Rotary MicrotomeGermany, LeicaRM2245
Oil Red O solutionChina, Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.G1260
Optimal cutting temperature compoundJapan, Sakura4583
Programmable Timer SocketChina, GONEOGND-1
Tissue Tech Prisma PlusJapan, Sakura20B2X00014000034
Tissue-Tek TEC 6 Embedding ModuleJapan, SakuraM01-021E-02
Total Cholesterol (TC) Assay KitChina, Suzhou Grace Biotechnology Co., Ltd.G0909W

Riferimenti

  1. Wang, F., et al. Meta-analysis on night shift work and risk of metabolic syndrome. Obes Rev. 15, 709-720 (2014).
  2. Zhang, S., et al. Associations of sugar intake, high-sugar dietary pattern, and the risk of dementia: a prospective cohort study of 210,832 participants. BMC Med. 22, 298 (2024).
  3. Yeomans, M. R., Armitage, R., Atkinson, R., Francis, H., Stevenson, R. J. Habitual intake of fat and sugar is associated with poorer memory and greater impulsivity in humans. PLoS One. 18, e0290308 (2023).
  4. Sharma, V. K., Singh, T. G. Chronic stress and diabetes mellitus: Interwoven pathologies. Curr Diabetes Rev. 16, 546-556 (2020).
  5. Kaikaew, K., Steenbergen, J., van Dijk, T. H., Grefhorst, A., Visser, J. A. Sex difference in corticosterone-induced insulin resistance in mice. Endocrinology. 160, 2367-2387 (2019).
  6. Guillaume-Gentil, C., Assimacopoulos-Jeannet, F., Jeanrenaud, B. Involvement of non-esterified fatty acid oxidation in glucocorticoid-induced peripheral insulin resistance in vivo in rats. Diabetologia. 36, 899-906 (1993).
  7. Gori, M., et al. Palmitic acid affects intestinal epithelial barrier integrity and permeability in vitro. Antioxidants (Basel). 9 (5), 417 (2020).
  8. Dong, Q., et al. Effects of Tremella fuciformis polysaccharides on intestinal barrier and its functional mechanism. Mycosystema. 44 (03), 104-113 (2025).
  9. Velloso, L. A., Folli, F., Saad, M. J. TLR4 at the crossroads of nutrients, gut microbiota, and metabolic inflammation. Endocr Rev. 36, 245-271 (2015).
  10. Marques, M., et al. Doxorubicin induces a senescent phenotype in murine and human astrocytes. J Neurochem. 169, e70177 (2025).
  11. Krüger, P., et al. Inflammation and fibrosis in progeria: Organ-specific responses in an HGPS mouse model. Int J Mol Sci. 25 (17), 9323 (2024).
  12. Cristòfol, R., et al. Neurons from senescence-accelerated SAMP8 mice are protected against frailty by the sirtuin 1 promoting agents melatonin and resveratrol. J Pineal Res. 52, 271-281 (2012).
  13. Azman, K. F., Safdar, A., Zakaria, R. D-galactose-induced liver aging model: Its underlying mechanisms and potential therapeutic interventions. Exp Gerontol. 150, 111372 (2021).
  14. Takeshita, H., et al. Modified forelimb grip strength test detects aging-associated physiological decline in skeletal muscle function in male mice. Sci Rep. 7, 42323 (2017).
  15. Whitehead, J. C., et al. A clinical frailty index in aging mice: comparisons with frailty index data in humans. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69, 621-632 (2014).
  16. Feridooni, H. A., Sun, M. H., Rockwood, K., Howlett, S. E. Reliability of a frailty index based on the clinical assessment of health deficits in male C57BL/6J mice. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 70, 686-693 (2015).
  17. Zhang, Y., Chu, J. M., Wong, G. T. Cerebral glutamate regulation and receptor changes in perioperative neuroinflammation and cognitive dysfunction. Biomolecules. 12 (4), 597 (2022).
  18. Fujiwara, M., Ferdousi, F., Isoda, H. Investigation into molecular brain aging in senescence-accelerated mouse (SAM) model employing whole transcriptomic analysis in search of potential molecular targets for therapeutic interventions. Int J Mol Sci. 24 (18), 13867 (2023).
  19. Ong, J., et al. Senescence accelerated mouse-prone 8: a model of neuroinflammation and aging with features of sporadic Alzheimer's disease. Stem Cells. 43 (2), sxae091 (2025).
  20. Linders, A. N., et al. A review of the pathophysiological mechanisms of doxorubicin-induced cardiotoxicity and aging. NPJ Aging. 10, 9 (2024).
  21. Sadigh-Eteghad, S., et al. D-galactose-induced brain ageing model: A systematic review and meta-analysis on cognitive outcomes and oxidative stress indices. PLoS One. 12, e0184122 (2017).
  22. Kohsaka, A., et al. High-fat diet disrupts behavioral and molecular circadian rhythms in mice. Cell Metab. 6, 414-421 (2007).
  23. Morris, C. J., Purvis, T. E., Hu, K., Scheer, F. A. Circadian misalignment increases cardiovascular disease risk factors in humans. Proc Natl Acad Sci U S A. 113, E1402-E1411 (2016).
  24. Latimer, M. N., Rhoads, M. K., Reynolds, L. D., Pollock, D. M. Chronic circadian stress impairs blood pressure and sodium homeostasis in a diet- and sex-specific manner. Am J Physiol Renal Physiol. 330, F186-F198 (2026).
  25. Joo, J., et al. The acute effects of time-of-day-dependent high fat feeding on whole body metabolic flexibility in mice. Int J Obes (Lond). 40, 1444-1451 (2016).
  26. Pati, P., et al. Time-restricted feeding reduces cardiovascular disease risk in obese mice. JCI Insight. 10 (4), e160257 (2025).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Dieta ricca di grassidieta ricca di zuccheridisturbi metabolicicompromissione cognitivasteatosi epaticaindice di fragilit

Articoli correlati