Questo studio ha sviluppato e convalidato preliminarmente un modello ratto di ritardo nella guarigione della ferita in condizioni di ipossia ipossica ad alta quota.
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Articolo di ricerca
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Questo studio ha sviluppato e convalidato preliminarmente un modello ratto di ritardo nella guarigione della ferita in condizioni di ipossia ipossica ad alta quota.
Le condizioni ipopariche ad alta quota possono causare ipossia prolungata della ferita e compromessa della guarigione, tuttavia i modelli standardizzati rimangono scarsi. In questo studio, abbiamo sviluppato un modello di guarigione ritardata della ferita e lo abbiamo convalidato preliminarmente simulando l'ipossia ad alta quota utilizzando un sistema ipobarico controllato. I ratti sono stati alloggiati a altitudini simulate da 3000 m (pressione dell'aria: 70,1 kPa, pressione parziale di ossigeno: 14,7 kPa) a 8000 m (pressione dell'aria: 35,6 kPa, pressione parziale di ossigeno: 7,5 kPa) per determinare le soglie di sicurezza, con valutazione dello stress ossidativo e dell'ipossia cutanea. I risultati hanno mostrato un aumento del rischio di mortalità a un'altitudine simulata di 6000 m, con tolleranza osservata sotto i 5000 m. Altitudini elevate erano associate a un peggioramento dello stress ossidativo e a un aumento dell'ipossia cutanea; ha mostrato ritardi nella guarigione della ferita dipendenti dall'altitudine, riduzione della perfusione, rimodellazione del collagene soppressa e risposte infiammatorie aggravate. Nonostante la regolazione all'alto dei fattori rigeneranti vascolari, la densità microvascolare è diminuita. Nel complesso, questo studio ha sviluppato e convalidato preliminarmente un modello di ratto adatto a indagare meccanismi e interventi nelle ferite croniche indotte da ipossia ad alta quota.
La riparazione delle ferite cutanee rappresenta una sfida clinica ampia e significativa. Dal trauma acuto a vari tipi di ferite non guaritrici, queste condizioni impongono un peso persistente sui sistemi sanitari e sulla qualità della vitadei pazienti 1,2,3,4,5,6. La guarigione della ferita non è un evento singolo, ma un processo altamente coordinato e sovrapposto a più stadi: cellule infiammatorie, stromi, cheratinociti e il sistema microvascolare ricostruiscono collettivamente barriere e rimodellano i tessuti sotto la regolazione congiunta della matrice extracellulare e delle diverse reti disegnalazione 7,8,9,10 . Data la natura intensiva in termini di energia della riparazione e la sua estrema sensibilità all'ambiente interno, alterazioni nel metabolismo sistemico e negli stati fisiologici — come uno stress ossidativo elevato, la disregolazione immunitaria e la compromessa della perfusione microcircolatoria — possono interrompere la normale cascata di riparazione in più punti, portando a un'infiammazione prolungata, rigenerazione inadeguata e rimodellamentoanomalo 9,11,12,13,14,15.
L'apporto di ossigeno è un fattore chiave che limita i processi di riparazione delle ferite, partecipando al metabolismo energetico e alla migrazione/proliferazione cellulare, modulando al contempo l'angiogenesi e le risposte infiammatorie tramite le vie di segnalazione dell'ipossia 16,17,18. L'ipossia transitoria nella fase iniziale della ferita stabilizza il fattore ipossi-indotto e avvia programmi di riparazione adattativa. Tuttavia, quando l'ipossia diventa eccessiva o persistente, sebbene i segnali di angiogenesi possano essere compensati al massimo, possono non tradursi in una efficace ricostruzione microvascolare. Nel frattempo, il cambio fenotipico dei macrofagi e la regressione infiammatoria diventano più soggetti a squilibrio, formando un circolo vizioso di "deficit di ipossia-infiammazione-rivascolarizzazione"19,20,21,22. Questo è particolarmente rilevante in ambienti ad alta quota: la riduzione della pressione atmosferica abbassa la pressione parziale dell'ossigeno ispirato, inducendo ipossia persistente che aumenta i rischi di compromessa guarigione delle ferite e complicazioni correlatealle infezioni 23,24,25,26.
L'esposizione ad alte quote provoca una marcata risposta ipossica allo stress negli esseriumani 27. Gli ambienti ad alta quota possono portare a ipossia tissutale persistente, perfusione insufficiente e risposte infiammatorie nei siti dellaferita 28. Questi cambiamenti fisiopatologici possono compromettere il processo di guarigione favorendo specie reattive di ossigeno eccessive, attivando le proteasi e inducendo la senescenza cellulare, interrompendo contemporaneamente la funzione delle cellule staminali mesenchimali29,30. Gli studi che valutano direttamente gli effetti dell'esposizione ad alta quota sulla guarigione delle ferite cutanee umane restano limitati. Pertanto, l'uso di modelli animali ipossiici ipossiici può aiutare a convalidare l'impatto dei fattori legati all'altitudine sulla riparazione delle ferite.
Modelli animali precedenti a quote fisse hanno riportato ritardi nella guarigione delle ferite; tuttavia, gli effetti dipendenti dall'altitudine, la soglia di sicurezza per esposizioni prolungate a condizioni ipossiarie e le evidenze dirette di ipossia cutanea locale restano poco chiare26. Inoltre, manca una valutazione sistematica delle menocuzioni di guarigione, il che ha limitato la ricerca sui meccanismi sottostanti e sull'identificazione dei potenziali obiettivi diintervento 31. In questo studio, abbiamo sviluppato e convalidato preliminarmente un modello di ferita cutanea basato su un sistema di controllo ipobario per simulare l'ipossia ipossica ad alta quota in condizioni controllate. Utilizzando una strategia di esposizione simulata graduale in altitudine, abbiamo innanzitutto definito i margini di sicurezza per un'esposizione ipossirica sostenuta e valutato gli effetti biologici dell'ipossia ipossica tramite indicatori sistemici. Fondamentalmente, abbiamo ulteriormente convalidato in vivo che l'ambiente ipoborico causava effettivamente una limitazione localizzata dell'apporto di ossigeno cutaneo. Successivamente, abbiamo dimostrato che l'ipossia ipossica sostenuta ritarda la chiusura della ferita in modo dipendente dall'altitudine, accompagnata da alterazioni istologiche e anomalie chiave delle vie di ricerca. Nel complesso, questo studio ha sviluppato e convalidato preliminarmente una piattaforma di modello animale per ferite croniche associate a ipossia ad alta quota, consentendo l'elucidazione dei meccanismi e la valutazione sistematica delle strategie terapeutiche successive32.
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Tutte le procedure sperimentali che coinvolgevano animali sono state esaminate e approvate dai comitati etici dell'Università di Scienze e Tecnologie Elettroniche della Cina (n. 106142025091534170) e dell'Università Medica dell'Esercito (n. AMUWEC20265509). Il flusso di lavoro grafico per il disegno sperimentale e l'analisi coinvolti in questo studio è mostrato nella Figura 1. Inoltre, i reagenti e le attrezzature impiegate in questo studio sono elencati nella Tabella dei Materiali.
Animali sperimentali e dichiarazione etica
Questo studio ha utilizzato ratti maschi Sprague-Dawley (SD), acquistati dalla Chengdu Dashuo Laboratory Animal Co., Ltd., Cina. Tutti gli animali hanno subito un periodo di acclimatazione di 7 giorni in condizioni standard prima della sperimentazione.
Criteri di inclusione ed esclusione
I criteri di inclusione degli animali erano i seguenti: ratti maschi SD, 6-8 settimane di età, peso corporeo 200–250 g, apparire sano e mostrare un comportamento normale, e privo di lesioni cutanee o infezioni.
I criteri di esclusione degli animali erano i seguenti: ferite che mostrano un'infezione evidente dopo la modellazione della ferita; ferite con guarigione o lacerazioni non standard; morte durante l'esperimento o morte accidentale dovuta all'anestesia.
I criteri di esclusione dei punti dati erano i seguenti: immagini della ferita con croste estese, ostruzione dei capelli o illuminazione irregolare; immagini laser a contrasto con speckle (LSCI) che mostrano artefatti di movimento; sezioni di tessuto che mostrano evidenti rughe, frammentazioni o aree bersaglio mancanti; campioni di siero che mostrano emolisi evidente; Immagini di immunofluorescenza (IF) o immunoistochimica (IHC) con sovraesposizione o localizzazione errata degli anticorpi
Gestione delle esclusioni:
Per tutti gli animali o dati esclusi, dati validi sono stati riottenuti tramite esperimenti supplementari per garantire che la dimensione finale valida del campione per ogni gruppo fosse N ≥ 3 per tutte le analisi degli endpoint.
Sistema di controllo ipossirico e ambiente simulato di ipossia ad alta quota
L'ambiente ipossico simulato ad alta quota è stato stabilito utilizzando un sistema di controllo ipobarico. Questo sistema consente una regolazione precisa della pressione dell'aria in cabina per riprodurre la pressione atmosferica corrispondente a diverse altitudini, abbassando così la pressione parziale dell'ossigeno ambiente e inducendo un'esposizione ipossica controllata (Figura 2A).
La pressione in cabina fu regolata per simulare altitudini di 3000 m, 4000 m, 5000 m, 6000 m, 7000 m e 8000 m, con parametri dettagliati forniti nella Tabella 1. Durante tutto l'esperimento, i ratti SD sono stati alloggiati in gruppi secondo la loro allocazione sperimentale. Durante il funzionamento della cabina, pressione interna, temperatura e umidità venivano monitorate continuamente per garantire che, a parte la pressione, tutte le condizioni ambientali rimanessero comparabili a quelle delle abitazioni standard dei laboratori. L'ambiente abitativo manteneva una temperatura di 22–24 °C, umidità relativa del 50%–60%, un ciclo luce/buio di 12 ore e offriva libero accesso a cibo e acqua potabile standard.
Valutazione della sicurezza dell'esposizione all'ipoparia e analisi della sopravvivenza
Per valutare i margini di sicurezza per l'esposizione ipossirica sostenuta, i ratti sono stati numerati individualmente e assegnati casualmente a gruppi sperimentali utilizzando una sequenza numerica generata al computer (la funzione RAND in Excel). L'assegnazione è stata effettuata da un investigatore non coinvolto nella successiva cura degli animali, nella raccolta dati o nella valutazione degli esiti. Basandosi su studi di riferimento con animali che hanno coinvolto l'esposizione a gradienti di alta quota, la dimensione del campione per ciascun gruppo è stata fissata a 1233. I ratti sono stati divisi in un gruppo di controllo normossico (500 m sul livello del mare) e gruppi di quota simulata a 3000 m, 4000 m, 5000 m, 6000 m, 7000 m e 8000 m. I ratti di ogni gruppo sono stati ospitati continuamente nei rispettivi ambienti per 30 giorni. Ogni 2 giorni, il sistema di controllo ipossirico viene brevemente ripristinato a livello del mare per 30 minuti per permettere la pulizia della gabbia e la fornitura di cibo e acqua. Durante la decompressione e la ricompressione, la velocità di variazione della pressione viene mantenuta a circa 300 m/min per minimizzare il rischio di barotrauma. Durante questo periodo, le condizioni generali di tutti i ratti e eventuali eventi di mortalità venivano osservati e registrati quotidianamente. Le curve di sopravvivenza sono state tracciate utilizzando il metodo Kaplan-Meier e sono stati effettuati test log-rank per confrontare le differenze di sopravvivenza tra i gruppi.
Rilevamento di marcatori sierici legati allo stress ossidativo
Al giorno 21 di esposizione ipossirica, sono stati prelevati campioni di sangue venoso da ratti sotto anestesia. Dopo essere stato a temperatura ambiente, il siero veniva separato tramite centrifugazione (1.000 × g per 15 minuti a 4 °C) e conservato a -80 °C per un uso successivo. I livelli sierici di lattato deidrogenasi (LDH), malondialdeide (MDA) e superossido dismutasi (SOD) sono stati misurati utilizzando i relativi kit di analisi.
Valutazione delle condizioni ipossiche nel tessuto cutaneo
Il kit di rilevamento dell'ipossia è stato utilizzato per valutare l'ipossia nei tessuti cutaneo. In breve, nei giorni 4 e 7 di esposizione ipossipossica, ai ratti sono stati iniettati intraperitonealmente pimozide (60 mg/kg); I ratti sono stati eutanasiati 1 ora dopo l'iniezione e sono stati prelevati tessuti cutei dalla schiena per l'analisi. La procedura dettagliata di eutanasia è la seguente: secondo le linee guida dell'American Veterinary Medical Association sull'eutanasia, l'animale è stato posto in una camera di induzione e indotto con anestesia utilizzando ossigeno contenente 4–5% di isoflurano. Una volta che l'animale ha perso conoscenza, la concentrazione di isoflurano si riduce al 2–3% e viene mantenuta per almeno 10 minuti. Prima di eseguire una lussazione cervicale come metodo confermativo, bisogna confermare che il battito cardiaco e la respirazione si siano fermati. I campioni di tessuto venivano criopreservati in azoto liquido e conservati a -80 °C per un uso successivo. Le sezioni venivano preparate utilizzando un microtomo criostatico. La colorazione IF è stata eseguita per etichettare le regioni ipossiche all'interno del tessuto.
Tutte le immagini di fluorescenza sono state acquisite utilizzando uno scanner automatico per diapositive. Le impostazioni dei parametri di fluorescenza erano le seguenti: DAPI (lunghezza d'onda di eccitazione 365 nm ± 10 nm, lunghezza d'onda di emissione 440 nm ± 40 nm), Cy3 (lunghezza d'onda di eccitazione 542–566 nm, lunghezza d'onda di emissione 579–611 nm) e Cy5 (lunghezza d'onda di eccitazione 628 nm, lunghezza d'onda di emissione 692 nm). I segnali di ipossia sono stati analizzati quantitativamente utilizzando il software ImageJ.
Modello di ferita cutanea a spessore completo nei ratti
Per valutare le alterazioni nella guarigione delle ferite cutanee in condizioni ipossiariche sostenute, i ratti sono stati prima raggruppati e acclimatati ai rispettivi ambienti prima della modellazione delle ferite. I ratti sono stati numerati individualmente e assegnati casualmente al gruppo di controllo normossico o ai gruppi di esposizione ipossipossica, simulando altitudini di 3000 m, 4000 m e 5000 m utilizzando una sequenza numerica generata al computer (la funzione RAND in Excel). La randomizzazione è stata effettuata da un investigatore che non era coinvolto nella successiva creazione della ferita, nelle cure post-operatorie o nella valutazione degli esiti. I parametri dettagliati per ciascun gruppo sono i seguenti: il gruppo di controllo normossico si trovava a 500 m sul livello del mare (pressione atmosferica: 101 kPa, pressione parziale di ossigeno: 21 kPa); il gruppo dei 3000 m (70,1 kPa, 14,7 kPa); il gruppo dei 4000 m (61,6 kPa, 13,1 kPa); e il gruppo dei 5000 m (54 kPa, 11,3 kPa).
Dopo il periodo di adattamento di 7 giorni, i ratti SD sono stati anestesiati e mantenuti sotto anestesia tramite inalazione di isoflurano al 2%. Contemporaneamente, viene somministrata un'iniezione di infiltrazione locale di lidocaina contenente epinefrina al 5% (rapporto di diluizione: 1:100.000) sul sito chirurgico segnato per fornire analgesia perioperatoria ed emostasi. Utilizzando un punzone per biopsia (con una lama circolare di 10 mm di diametro alla base), crea un'incisione cutanea. Premere il pugno della biopsia contro la pelle dorsale del ratto, poi ruotarlo delicatamente in modo che la lama circolare tagli gradualmente la pelle fino a raggiungere la fascia sottocutanea superficiale. Dopo la rimozione del punzone per la biopsia, si formerà una normale incisione cutanea circolare di circa 10 mm di diametro.
Dopo la formazione della ferita, i ratti di ogni gruppo venivano riportati e mantenuti all'interno dei loro ambienti originali fino al punto finale sperimentale, assicurando che l'intero processo di guarigione procedesse nelle condizioni prestabilite di ossigeno.
Macrovalutazione del processo di guarigione delle ferite
Le fotografie della ferita sono state scattate nei giorni 0, 2, 4, 6, 8, 10, 12 e 14 dopo la formazione della ferita, con illuminazione uniforme e distanza di imaging costante. L'area della ferita è stata misurata usando l'Immagine J. In breve, le immagini della ferita ottenute in ogni punto temporale sono state importate nell'Immagine J, calibrate secondo la barra della scala, e i margini della ferita sono stati delineati manualmente per determinare l'area dellaferita 34. La guarigione della ferita è stata calcolata come segue: Guarigione della ferita (%) = (Area iniziale della ferita − Area attuale della ferita)/Area iniziale della ferita × 100%.
Valutazione della microcircolazione della ferita
Il settimo giorno di guarigione della ferita è stata valutata la perfusione sanguigna microcircolatoria nell'area della ferita utilizzando un sistema LSCI. Prima dell'esame, i ratti sono stati anestetizzati tramite inalazione con isoflurano al 2% e fissati su un tavolo operatorio a temperatura controllata per mantenere la temperatura corporea. L'area dorsale della ferita era completamente esposta e la sonda laser a spetcula era posizionata verticalmente a circa 20 cm sopra la ferita. La potenza della sonda era impostata a 110 mW, la frequenza di campionamento a 30 Hz e il tempo di esposizione a 3 secondi. In condizioni di buio, acquisire un'immagine pseudocolore a perfusione del flusso sanguigno dell'area della ferita. Usa il software LSCI per delimitare manualmente l'area della ferita sull'immagine a pseudocolore della perfusione del flusso sanguigno; il software calcolerà quindi automaticamente il valore della perfusione del flusso sanguigno per quell'area in un periodo di 3 seconde (in unità arbitrarie [U.A.]). Infine, esporta i valori di perfusione in un software appropriato per il grafico.
Analisi della colorazione istologica e rimodellazione del collagene
Gli animali venivano eutanasiati in momenti di tempo designati, e la ferita intatta e i tessuti cutanei circostanti venivano prelevati, riparati, disidratati, incapsulati con paraffina e sezionati. Ematossilina ed eosina (HE): usate per valutare la larghezza della ferita, l'estensione della riepitelizzazione e lo spessore epidermico rigenerato; Colorazione tricroma di Masson: utilizzata per valutare la deposizione delle fibre di collagene e calcolare la frazione di volume di collagene; Colorazione Sirius Red: utilizzata per distinguere il collagene di tipo I (COL I) e il collagene di tipo III (COL III) sotto microscopia a luce polarizzata e calcolare il rapporto COL I/COL III.
Colorazione immunoistochimica
Le sezioni con paraffina sono state sottoposte a dewaxing, reidratazione e prelievo di antigeni prima della colorazione di IHC o IF. Gli anticorpi primari sono stati incubati durante la notte a 4 °C, seguiti dall'aggiunta di corrispondenti anticorpi secondari. Le informazioni specifiche sugli anticorpi e la corrispondente diluizione sono fornite nella Tabella dei Materiali. Le sezioni IHC sono state sviluppate con DAB, mentre le sezioni IF hanno utilizzato anticorpi secondari fluorescenti con controcolorazione DAPI per inuclei 35,36. Tutte le immagini sono state acquisite in condizioni identiche e quantificate utilizzando il software ImageJ.
Analisi statistica
Tutti i dati sono presentati come deviazione media ± standard. Le analisi statistiche sono state effettuate utilizzando il software GraphPad Prism. Per confronti tra più gruppi in un unico momento temporale, è stata applicata l'analisi unidirezionale della varianza (ANOVA) e, quando è stata rilevata una differenza complessiva significativa, è stato utilizzato il test di confronto multiplo di Tukey per le analisi intergruppali successive. Per i dati di guarigione valutati in più momenti temporali, è stata eseguita un'ANOVA bidirezionale con gruppo di trattamento e tempo inclusi come fattori indipendenti per valutare gli effetti principali e la loro interazione. Analisi post-hoc sono state condotte analogamente utilizzando il test di confronto multiplo di Tukey. Per valutare ulteriormente la potenza statistica, è stata condotta un'analisi post-hoc della potenza nel software G*Power basata sull'endpoint primario (guarigione della ferita al giorno 14).
L'analisi di sopravvivenza utilizzò il metodo Kaplan-Meier per tracciare curve di sopravvivenza, con test log-rank utilizzati per confrontare le differenze di sopravvivenza tra i gruppi. Per confronti a coppie tra più gruppi, la correzione di Bonferroni è stata applicata per controllare il rischio di errori di tipo I derivanti da confronti multipli. Tutti i test statistici erano a doppia coda, con P < 0,05 considerato statisticamente significativo.
Tutte le valutazioni degli esiti, incluse le misurazioni dell'area della ferita, analisi quantitative istologiche e immunoistochimiche, e analisi LSCI, sono state eseguite da un singolo investigatore che era cieco rispetto agli incarichi di gruppo di studio.
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Validazione dei margini di sicurezza per ipossia persistente indotta da bassa pressione
L'analisi di sopravvivenza di Kaplan–Meier ha dimostrato un graduale declino delle curve di sopravvivenza con l'aumento dell'altitudine simulata, con eventi di mortalità osservati per la prima volta nel gruppo dei 6000 m (Figura 2B). I confronti a coppie con la correzione di Bonferroni non hanno rivelato differenze statisticamente significative nei tas...
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Le condizioni ad alta quota compromettono il processo di guarigione della ferita inducendo ipossia tissutale, riduzione della perfusione sanguigna e risposte infiammatorie, che a loro volta favoriscono una produzione eccessiva di specie reattive dell'ossigeno, attivazione della proteasi, senescenza cellulare e disfunzione delle cellule staminali mesenchimali 27,28,29,30
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Gli autori dichiarano di non avere interessi in conflitto.
Questa ricerca è stata finanziata dai Fondi di Ricerca Fondamentale per le Università Centrali, UESTC (ZYGX2025YGLH006); Progetto di Ricerca sulle Scienze della Salute della Provincia del Sichuan (2025-205); Fondazione delle Scienze Naturali di Shigatse, Tibet, Cina (RKZ2024ZR-003).
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| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Scanner automatico per vedute | Olympus | VS200 | Scansione della sezione tissutale |
| Albumina sierica bovina (BSA) | Servicebio | GC305010 | Reagente bloccante per IHC/IF |
| Anticorpo CD206 | Proteintech | 18704-1-AP | Rilevamento dei macrofagi M2 (Diluizione 1:200) |
| Anticorpo CD31 | Abcam | ab182981 | Rilevamento della densità dei microvasi (Diluizione 1:800) |
| Anticorpo CD86 | HuaBio | ER1906-01 | Rilevamento dei macrofagi M1 (Diluizione 1:200) |
| Anticorpo CK19 | HuaBio | ET1601-6 | Valutazione della riepitelizzazione (Diluizione 1:200) |
| Kit per substrati DAB | ZSGB-BIO | ZLI-9018 | Substrato cromogenico per la colorazione IHC |
| Capra anti-coniglio IgG coniugata con FITC | Servicebio | GB22303 | Anticorpo secondario fluorescente per il FI (Diluizione 1:100) |
| G*Power | Università di Duisburg-Essen, Germania | www.gpower.hhu.de | Calcolo della potenza statistica |
| Software GraphPad Prism | GraphPad Software | https://www.graphpad.com/ | Analisi statistica e generazione di grafici |
| Soluzione di colorazione con ematossilina | J& K Scientific | LM10N13 | H& Colorazione E |
| HIF-1 e alfa; Anticorpo | Bioss | BS-0737R | Rilevamento della segnalazione correlata all'ipossia (Diluizione 1:100) |
| IgG anti-coniglio coniugato con HRP | Servicebio | GB23303 | Anticorpo secondario per l'IHC (Diluizione 1:100) |
| Sistema di controllo ipobarico | Shanghai Yuyan Instruments Co., Ltd. | LP-1500 | Utilizzato per simulare l'ipossia ipossica ad alta quota gradata |
| Hypoxyprobe-1 Kit | Hypoxyprobe Inc. | HP1-100 | Utilizzato per il rilevamento dell'ipossia in vivo |
| Kit di amplificazione del segnale IF555 Tyramide | Servicebio | G1233 | Utilizzato per amplificazione potenziata del segnale di fluorescenza |
| Anticorpo IL-10 | HuaBio | HA722032 | Rilevamento di citochine antinfiammatorie (Diluizione 1:100) |
| IL-1 e beta; Anticorpo | HuaBio | HA723965 | Rilevamento di citochine pro-infiammatorie (Diluizione 1:100) |
| Software ImageJ | Istituti Nazionali di Salute (NIH), USA | https://imagej.net/ij/download.html | Quantificazione dell'immagine |
| Isoflurano | RWD Life Science Co., Ltd. | R510-22-16 | |
| Anticorpo Ki-67 | HuaBio | HA721115 | Rilevamento della proliferazione dei cheratinociti (Diluizione 1:400) |
| Sistema di imaging del flusso sanguigno con specchi laser | RWD Life Science Co., Ltd. | RFLSI ZW | Valutazione di Perfusione sanguigna |
| Kit di analisi LDH | Istituto di Bioingegneria Jiancheng di Nanchino | A005-1-2 | Misurazione sirica dell'LDH |
| Masson' Kit di colorazione trichrome s | Servicebio | G1006-100ML | Analisi della deposizione di collagene |
| Kit per il test MDA | Istituto di Bioingegneria Jiancheng di Nanchino | A003-1-1 | Valutazione della perossidazione lipidica |
| Kit per macchiare rosso Sirius | Servicebio | G1078-100ML | Differenziazione del collagene I/III |
| Kit per il test SOD | Istituto di Bioingegneria Jiancheng di Nanchino | A001-1-1 | Misurazione dell'attività SOD sierica |
| TNF-α Anticorpo | HuaBio | ER65189 | Rilevamento di citochine pro-infiammatorie (Diluizione 1:200) |
| Anticorpo VEGF-A | HuaBio | ET1604-28 | Rilevamento della segnalazione correlata all'angiogenesi (Diluizione 1:200) |