È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Un modello di bypass coronarico a doppio vaso con innesto suino utilizzando vene mammarie interne autologhe

74 visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/72141

⸱

4 agosto 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

In questo articolo

Sommario

Questo studio ha stabilito con successo tre modelli di bypass coronarico a doppio vaso (CABG) utilizzando vene mammarie interne autologhe (IMV). Poiché il LAD e il LCX nativi non erano legati, questo modello teoricamente preserva il flusso coronarico nativo e potrebbe fornire una piattaforma tecnica per futuri studi sui cambiamenti del trapianto venale correlati al flusso competitivo.

Abstract

La vena safena è uno dei condotti più comunemente utilizzati nel bypass coronarico (CABG). Tuttavia, l'elevato tasso di fallimento a lungo termine ne limita l'efficacia clinica. Sebbene si ritenga ampiamente che i fattori emodinamici causino l'insufficienza dell'innesto venoso (VGF), i meccanismi esatti sottostanti restano poco chiari. Attualmente, il modello di innesto venoso per interposizione delle arteria carotidee comune del ratto rappresenta il modello animale principale per l'indagine della VGF. Tuttavia, differenze sostanziali nella fisiologia cardiovascolare e nell'emodinamica tra ratti e umani limitano la traduzione clinica dei risultati della ricerca. I maiali rappresentano un modello animale ideale per la ricerca cardiovascolare perché la loro anatomia e fisiologia cardiovascolare somigliano molto a quelle umane. In questo studio sono stati stabiliti tre modelli CABG a doppio vaso utilizzando vene mammarie interne sinistra e destra autologhe, con un innesto anastomomostato dall'aorta all'arteria coronarica anteriore discendente sinistra (LAD) e l'altro dall'aorta all'arteria coronarica circonflessa sinistra (LCX). L'ecografia intraoperatoria ha confermato il flusso in entrambi gli innesti IMV in un animale rappresentativo, mentre l'angiografia postoperatoria con tomografia computerizzata (CTA) ha chiaramente dimostrato la permeabilità dell'innesto IMV da aorta a LAD. Pertanto, questo studio descrive un approccio tecnicamente fattibile per stabilire un modello CABG su grandi animali per studi futuri sulla VGF.

Introduzione

La vena safena rimane una delle fonti di condotto più importanti per il bypass coronarico (CABG) grazie alla sua disponibilità, lunghezza e versatilitàtecnica. Tuttavia, gli innesti della vena safena mostrano un tasso di fallimento fino al 61% a 10 anni dallaCABG 2. Questo aumenta la necessità di rivascolarizzazione ripetuta ed è associato a un rischio maggiore di mortalità ospedaliera. Negli ultimi anni, le evidenze accumulate hanno suggerito che i fattori emodinamici, in particolare il flusso competitivo e lo stress di taglio anomalo della parete, sono contributi principali al fallimento tardivo dell'innesto 3,4,5. Tuttavia, la mancanza di modelli animali adeguati ha creato un collo di bottiglia per la ricerca correlata. Attualmente, la maggior parte degli studi preclinici sull'innesto venoso (VGF) si basa ancora principalmente su piccoli animali, in particolare ratti, topi e conigli, perché questi modelli sono economici e tecnicamente accessibili, mentre i modelli di innesto su grandi animali rimangono relativamentelimitati 6. Il metodo più comunemente utilizzato per stabilire modelli di innesto venoso in piccoli animali consiste nel trasmettere l'arteria carotide comune e collegare i due ceppi con una vena cava inferiore autologa 7,8,9. Tuttavia, a causa delle differenze sostanziali nella frequenza cardiaca e nella pressione sanguigna tra piccoli animali eumani, i risultati derivati da modelli di piccoli animali potrebbero non riflettere pienamente i meccanismi fisiopatologici negli esseri umani.

I maiali sono modelli ideali per la chirurgia cardiovascolare perché i loro cuori assomiglia molto a quelli umani per dimensione cardiaca, anatomia coronarica e gestionechirurgica 11,12. Inoltre, le arterie coronarie suine e umane sono molto simili sia nelle caratteristiche anatomiche che emodinamiche, e è stato dimostrato che i maiali riproducono il fenotipo patologico della malattia da innestovenoso 13,14. Pertanto, eseguire la CABG con innesti venosi in un modello suino può fornire un modello animale superiore per l'indagine della VGF.

In questo studio, sono stati stabiliti tre modelli CABG a doppio vaso con pompa in modelli Bama miniature pig utilizzando vene mammarie interne autologhe bilaterali (IMV). Un innesto IMV è stato costruito dall'aorta verso l'arteria coronarica discendente anteriore sinistra (LAD), e l'altro dall'aorta verso l'arteria coronaria circonflessa sinistra (LCX). In un modello rappresentativo, la valutazione ecosonografica intraoperatoria ha confermato la permeabilità di entrambi gli innesti venosi, mentre l'angiografia con tomografia computerizzata postoperatoria (CTA) ha dimostrato la permeabilità dell'innesto IMV tra aorta e LAD. È importante notare che le arterie coronarie native target non erano legate in questo modello. Pertanto, questo modello è più adatto per indagare gli effetti del flusso competitivo nelle arterie coronarie target sull'emodinamica e l'insufficienza dell'innesto. Tuttavia, il flusso competitivo nelle arterie coronarie bersaglio non è stato misurato direttamente nel presente studio. Pertanto, questo studio dimostra principalmente la fattibilità tecnica dell'istituzione di modelli.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Gli esperimenti sugli animali in questo studio sono stati approvati dal Comitato per la Cura e l'Uso Istituzionale degli Animali (IACUC) dell'Ospedale Fuwai, Accademia Cinese delle Scienze Mediche (Approvazione n. 0110-1-10-ZX(X)-07). Tutte le procedure sono state eseguite in rigorosa conformità con le normative sul benessere animale e le linee guida etiche per garantire il rispetto degli standard pertinenti. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali. Lo scopo di stabilire questo modello era fornire una potenziale piattaforma per indagare l'effetto del flusso competitivo sul VGF. Pertanto, dopo il completamento del bypass coronarico, le arterie coronarie native non sono state legate prossimalmente ai siti anastomotici.

Eseguire tutte le procedure in conformità con le normative istituzionali sulla biosicurezza e il benessere animale. Maneggiare oggetti taglienti, dispositivi elettrochirurgici, sangue anticoagulato, circuiti CPB e materiali biologici utilizzando l'attrezzatura di protezione individuale appropriata. Conferma un adeguato messa a terra prima di utilizzare l'unità elettrochirurgica. Monitorare attentamente l'ACT dopo l'eparinizzazione sistemica e prima dell'inizio della CPB. Assicurarsi la completa disaireazione di tutte le cannule e le linee extracorporee prima di iniziare la CPB per ridurre il rischio di embolia atmosferica.

1. Preparazione degli animali per la CABG

  1. Utilizzare maschi sani di maialino miniatura Bama, tipicamente di 35–40 kg e 10–12 mesi, e lasciali abitare all'ambiente abitativo per 1 settimana prima dell'intervento.
  2. Eseguire l'esame di base, inclusa la registrazione del peso corporeo, la emocromia completa, la biochimica del siero, l'ecocardiografia e la CTA.

2. Anestesia e monitoraggio

  1. Trattenere il mangime per 8–12 ore e l'acqua per 2–4 ore prima dell'anestesia.
  2. Indurre l'anestesia tramite iniezione intramuscolare di ketamina (10 mg/kg) e midazolam (1 mg/kg) (seguendo il protocollo istituzionalmente approvato).
  3. Mantieni l'anestesia usando isoflurano inalato (2%–3%) insieme a un'infusione di dexmedetomidina (1 μg/kg/h) e propofol (1–2 mg/kg/h).
  4. Conferma un'anestesia adeguata verificando il tono rilassato della mandibola e l'assenza di una risposta al dolore al pizzicamento delle dita dei piedi.
  5. Effettuare un'incisione di 4–6 cm sul collo per esporre la vena giugulare e l'arteria carotide.
  6. Stabilire l'accesso venoso tramite la vena giugulare utilizzando un catetere venoso centrale a triplo lumen 5 F per il monitoraggio della pressione venosa centrale (CVP) e la somministrazione del farmaco.
  7. Stabilire l'accesso all'arteria carotide utilizzando un catetere arterioso da 20 G per il monitoraggio in tempo reale della pressione sanguigna e dei parametri emodinamici.
  8. Stabilire l'accesso all'arteria femorale utilizzando un catetere arterioso da 20 G per il monitoraggio della pressione sanguigna degli arti inferiori e della saturazione di ossigeno.
  9. Eseguire l'intubazione orotracheale utilizzando un tubo endotracheale di 6,5–8 mm. Conferma che il flusso d'aria sia libero e fornisci ossigeno al 100%.
  10. Effettuare un'incisione di 2–3 cm nella parte bassa dell'addome per esporre la parete vescicale. Fissa la vescica ai bordi dell'incisione con punti di sutura fine, poi crea una fistola vescicale. Inserire un catetere Foley a 10 F nella vescica, gonfiare il palloncino con 5 mL di acqua sterile e tirare delicatamente il catetere finché il palloncino non si appoggia contro la parete della vescica. Collega il catetere urinario a una sacca di raccolta per il drenaggio e il monitoraggio delle urine.
    NOTA: Poiché l'uretra dei maschi è lunga e curva, è difficile inserire il catetere urinario. Pertanto, è necessario creare una fistola vescicale, per drenare l'urina e monitorare l'uscita urinaria postoperatoria precoce. Il catetere deve essere rimosso il prima possibile, preferibilmente entro 24–48 ore dall'intervento, una volta che il maiale è sveglio, stabile emodinamicamente e non richiede più monitoraggio continuo delle urine.
  11. Monitorare continuamente l'elettrocardiogramma, la pressione arteriosa invasiva, laSpO 2, il CO2 di inizio marea, la temperatura e l'output delle urine.

3. Esposizione chirurgica

  1. Metti il maiale in posizione supina.
  2. Radere e disinfettare tutto il torace anteriore e la parte superiore dell'addome con povidone-iodio. Poi, coprire l'area chirurgica.
  3. Effettuare un'incisione mediana dalla regione cervicale media fino a sotto il processo xifoide con un'unità elettrochirurgica (ESU).
  4. Esegui una sternotomia mediana lungo la linea mediana dal processo xifoide verso l'alto utilizzando una sega sternale. Cauterizza i bordi esternali tagliati con una ESU e applica cera ossea sulla cavità midollosa per ottenere l'emostasi.
  5. Mantieni il torace aperto con un retrattore sternale.

4. Raccolta di due condotti IMV autologhi

  1. Somministrare 300 U/kg di eparina per l'anticoagulazione sistemica al fine di prevenire la trombosi durante la procedura.
  2. Disseziona il tessuto circostante dell'IMV con una ESU. Tranziare i rami laterali con forbici e raggiungere l'emostasi utilizzando l'ESU.
  3. Clampa l'estremità distale dell'IMV sinistra con una pinza emostatica. Fai un'incisione con un bisturi appena vicino alla pinza. Inserisci un ago per lo sciacquaggio smussato attraverso l'incisione e fissalo con una sutura in polipropilene 5-0 non assorbibile. Dopo la legatura, si taglia completamente l'estremità distale dell'IMV sinistro.
  4. Assicurarsi che il condotto della vena prelevato abbia una lunghezza adeguata (circa 7–8 cm). Pinza l'estremità prossimale dell'IMV sinistro con una pinza emostatica. Trasetta l'IMV distale al sito di serraggio e lega l'estremità prossimale con una sutura in polipropilene 5-0 non assorbibile. Un IMV prelevato con successo dovrebbe essere lungo 7–8 cm, privo di evidenti spasmi o torsioni e senza sanguinamento visibile dei rami laterali.
    NOTA: L'IMV ha una parete sottile ed è soggetto a spasmi. Bisogna evitare la presa diretta, la trazione eccessiva e la distensione ad alta pressione. Il condotto deve essere maneggiato dal tessuto circostante ogni volta che possibile e conservato immediatamente in soluzione salina di eparina-papaverina gelida dopo il raccolto.
  5. Inserire l'IMV sinistro in soluzione fisiologica normale di eparina-papaverina fredda (30 mg di papaverina e 2.500 U di eparina disciolti in 500 mL di soluzione fisiologica normale).
  6. Seleziona l'IMV giusto seguendo la stessa procedura.

5. Istituzione e avvio del bypass cardiopolmonare (CPB)

  1. Apri il pericardio longitudinalmente e sospendilo con suture di trazione.
  2. Assicurati di attivare il tempo di coagulazione (ACT) > 480 s.
  3. Posizionare due suture concentriche a borsa usando suture in polipropilene 5-0 non assorbibili. Stabilire la cannula arteriale centrale con una cannula arteriosa a 18 F. Dopo una completa de-airing, collega la cannula arteriosa alla linea arteriosa del circuito di bypass cardiopolmonare.
  4. Stabilire la canulazione venosa con una cannula venosa 24 F nell'atrio destro e collegarla alla linea venosa.
  5. Avvia il CPB. Stabilire lentamente l'afflusso arterioso, seguito dal drenaggio venoso. Aumentare il flusso della pompa nei minuti successivi in base alla pressione arteriosa sistemica, al ritorno venoso, al livello del serbatoio e ai parametri globali di perfusione.
    NOTA: Poiché i maialini miniatura Bama hanno un volume sanguigno relativamente piccolo, il circuito CPB dovrebbe essere adeguatamente preparato con 2 L di soluzione di Ringer lattata e 500 mg di metilprednisolone. Se si verifica un'emodiluzione eccessiva, si può considerare la trasfusione di sangue se necessario.

6. Clampaggio incrociato aortico e arresto cardioplegico

  1. Inserire una cardioplegia antegrade nella radice aortica tramite una sutura a corda a borsa. Collega la cannula della cardioplegia alla linea della cardioplegia.
  2. Clampare incrociatamente l'aorta ascendente in una posizione tra la cannula arteriosa e il sito di accesso alla cardioplegia.
  3. Indurre arresto cardiaco con soluzione di St. Thomas modificata a freddo a 4 °C (10–15 mL/kg). Applica granito di ghiaccio sulla superficie cardiaca per un rapido raffreddamento e protezione miocardica.
    NOTA: La soluzione di St. Thomas è stata preparata secondo Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05: ciascuna contiene 100 mL di cloruro di sodio 643 mg, cloruro di potassio 119,3 mg, cloruro di magnesio esaidrato 325,3 mg e cloruro di calcio diidrato 17,6 mg in acqua per iniezione, con 10 mL di bicarbonato di sodio all'8,4% aggiunti a ciascun 1.000 mL immediatamente prima dell'uso.

7. Anastomosi distale degli innesti IMV

  1. Iniettare una soluzione fisiologica normale a 4 °C di eparina-papaverina (preparata come descritto nel passo 4.5) nell'innesto con un ago per lo scissione smussato per controllare eventuali perdite, tagliare l'estremità libera e posizionare l'8-0 Sutura in polipropilene non assorbibile.
  2. Apri il LCX con forbici microchirurgiche. Inserire uno shunt intraluminale.
  3. Uso di un 8-0 sutura con polipropilene non assorbibile, eseguire un'anastomosi laterale tra un'estremità dell'innesto IMV e la LCX con la tecnica di sutura con paracadute.
  4. Rimuovi la derivazione. Iniettare sangue autologo eparinizzato nell'innesto IMV per distendere il vaso, espellere l'aria intrappolata e verificare eventuali perdite ai siti anastomotici e ai rami laterali. Dopo l'iniezione di sangue autologo eparinizzato, l'innesto dovrebbe distendersi in modo liscio senza restringimento focale, torsione o perdita dai rami laterali o anastomosi distale. Completare l'anastomosi tra l'innesto IMV e il LCX.
    NOTA: Il sangue autologo eparinizzato viene ottenuto direttamente dal circuito CPB. Il volume totale di sangue autologo eparinizzato dovrebbe essere di almeno 50 mL, e il volume esatto per ogni iniezione deve essere regolato in base alla distensione e alla perdita dell'innesto dai trapianti o dai siti anastomotici.
  5. Usa lo stesso metodo per anastomomettere completamente un'estremità dell'altro innesto IMV al lato del LAD.

8. Anastomosi prossimale degli innesti IMV

  1. Rimuovi la cannula della cardioplegia. Crea un'apertura in quel sito usando un perforatore da 3,5 mm.
  2. Iniettare fisioterapia fisiologica normale a temperatura ambiente (con le proporzioni di eparina, papaverina e soluzione fisiologica normale come descritto nel passo 4.5) nell'innesto IMV anastomizzato al LAD tramite un ago spettacolato per lo scissione. Dopo che l'innesto IMV è stato disteso, si clampa parzialmente e si trasetta l'estremità collegata all'ago di scissione contundente. Ritaglia ulteriormente l'estremità libera con forbici di tessuto.
    NOTA: Evitare di usare soluzione fisiologica normale a 4 °C di eparina-papaverina in questa fase per ridurre gli spasmi dell'innesto. Il volume specifico di iniezione di soluzione fisiologica normale eparina-papaverina dovrebbe essere determinato dalla quantità necessaria per mantenere la distensione dell'innesto IMV.
  3. Taglia un segmento del catetere arterioso e collegalo al vento ventricolare sinistro. Dopo la connessione, inserire il catetere arterioso nell'aorta attraverso l'apertura perforata.
  4. Elaborare l'innesto IMV anastomomostato al LCX nello stesso modo descritto nel passo 8.2.
  5. Crea un'apertura sul lato sinistro della radice aortica usando un punzone da 3,5 mm.
  6. Eseguire un'anastomosi end-to-side dell'estremità libera dell'innesto IMV, anastomosizzata all'LCX all'apertura sul lato sinistro della radice aortica, e lasciare l'anastomosi incompleta.
  7. Inserire il catetere del convoglio cardiaco sinistro nella radice aortica attraverso questa apertura anastomotica.
  8. Eseguire un'anastomosi laterale dell'estremità libera dell'innesto IMV, anastomosizzata distalmente al LAD all'altra apertura nella radice aortica.
  9. Rimuovere il catetere del ventilatore cardiaco sinistro. Pinza entrambi gli innesti IMV con clip microchirurgiche emostatiche. Completare le anastomosi di entrambi i trapianti IMV all'aorta.
    NOTA: Prima della reperfusione, entrambi i trapianti IMV dovrebbero rimanere senza tensione o piega, e le anastomosi prossimali e distali non dovrebbero mostrare perdite evidenti.

9. Reperfusione, svezzamento dalla CPB e decannulazione

  1. Rilascia la pinza incrociato aortica e reperfondi il cuore.
  2. Segna un ulteriore 8-0 suture di polipropilene non assorbibili nei siti anastomatici o lungo gli innesti IMV secondo necessità per raggiungere l'emostasi.
  3. Svezzare la CPB una volta che il maiale è stabile emodinamicamente e il cuore ha recuperato una funzione adeguata.
  4. Decanulare l'aorta e l'atrio destro e fissare l'emostasi in tutti i siti di cannulazione.
  5. Dopo la separazione dalla CPB, valutare entrambi i trapianti tramite ecografia intraoperatoria secondo il protocollo standard istituzionale. Utilizza l'imaging Doppler a colori per identificare i segnali del flusso sanguigno all'interno degli innesti aorta-LAD e aorta-LCX, e registra la posizione, la direzione del flusso e la patenza qualitativa dell'innesto. Se disponibile, eseguire misurazioni del flusso a tempo di transito (TTFM) per una valutazione quantitativa del flusso di innesto.

10. Emostasi e chiusura del torace

  1. Ottenere un'emostasi meticolosa alle anastomosi aortici prossimali, anastomosi coronarie distali, letti di prelievo della vena mammaria interna, siti di cannula aortica e atriale, e ai bordi della sternotomia.
  2. Inserire due tubi di scarico.
  3. Riapprossimare lo sterno e i muscoli chiusi, la fascia, il tessuto sottocutaneo e la pelle a strati.
  4. Trasferire il maiale a un recupero post-operatorio monitorato.

11. Cure postoperatorie e follow-up

  1. Mantieni il supporto termico in modo continuo utilizzando cuscinetti riscaldanti o coperte riscaldanti ad aria forzata per mantenere la temperatura corporea centrale del maiale tra i 37,0 e i 38,5 °C.
  2. Annota quotidianamente l'assunzione e l'uscita di liquidi del modello di maiale, il livello di coscienza, la frequenza cardiaca, la pressione arteriosa, la pressione venosa centrale, il numero completo di emocromi e i risultati delle gasometrie.
  3. Fornire supporto meccanico della ventilazione utilizzando ossigeno al 100% nella fase iniziale postoperatoria per garantire uno scambio gassogestico stabile e prevenire la vasocostrizione polmonare indotta da ipossia. Distogliere l'animale dal ventilatore e rimuovere il tubo endotracheale una volta che il maiale riprende una respirazione spontanea forte e regolare, dimostra un riflesso protettivo di deglutizione e ottiene risultati adeguatori ai gasometri arteriei.
  4. Profilassi antimicrobica postoperatoria: somministrare cefuroxima sodica (3–5 mg/kg) ogni 8–12 ore per 48–72 ore dopo l'intervento. Valuta quotidianamente gli animali per eventuali segni di infezione. Ispezionare quotidianamente l'incisione della sternotomia e i tubi di drenaggio per la formazione di essudati o ascessi anomali.
  5. Valuta i segni di dolore dell'animale ogni 2–4 ore utilizzando le scale standard del dolore comportamentale suino. Monitorare gli indicatori comuni di dolore post-sternotomia, tra cui vocalizzazione, postura curva, riluttanza a muoversi, digrignamento dei denti o isolamento sociale. Somministrare oppioidi o farmaci antinfiammatori non steroidei (FANS) in base al comportamento dell'animale per garantire un adeguato sollievo dal dolore e un recupero fluido.
  6. Regolare prontamente i farmaci vasoattivi (ad esempio, dopamina, epinefrina) e il supporto dei liquidi per mantenere una pressione arteriale stabile (>70 mmHg).
  7. Valutare la patenza dell'innesto post-operatorio tramite CTA nel giorno 1 e giorno 28 postoperatorio secondo il protocollo di imaging standard istituzionale.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Tre maialini miniaturi Bama, P1, P2 e P3, furono sottoposti alla procedura CABG a doppio vaso. Tutti e tre gli animali sono sopravvissuti per più di 7 giorni. La Figura 1 illustra i principali passaggi chirurgici, tra cui la sternotomia mediana, il prelievo delle IMV autologhe bilaterali, la pericardiotomia per esporre i vasi principali, l'istituzione della CPB, l'erogazione di soluzione cardioplegica attraverso l'aorta, il raffreddamento del cuore con ghiaccio slush, le anastomosi dista...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

In questo studio, sono stati stabiliti tre modelli CABG a doppio vaso utilizzando IMV autologhi bilaterali. Dei due innesti IMV, uno è stato utilizzato per costruire un bypass dall'aorta al LCX, e l'altro è stato impiegato per costruire un bypass dall'aorta al LAD. Sebbene la vena safena sia il condutto venoso clinico standard per la CABG, sono stati scelti gli IMV perché le vene safene dei maialini miniatura di Bama erano troppo corte per fornire due innesti liberi senza tensione per la...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non esserci conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sponsorizzato dal National Key Research and Development Program della Cina (2023YFF0724701), dal Frontier Biotechnology Key Project del National Key Research & D Program del Ministero della Scienza e della Tecnologia della Cina (2023YFC3404300; a Jiangping Song), dai Fondi di Ricerca Clinica per gli Ospedali Centrali di Alto Livello dell'Ospedale di Fuwai, dall'Accademia Cinese delle Scienze Mediche, dallo Studio Preclinico sui Cuori di Maiale di Donatore Xenogenico Multi-Gene-Edited per Trapianto di Cuore Ortotopico nei Bambini con Insufficienza cardiaca (2025-GSP-ZD-4), e progetto del Laboratorio Statale Chiave per le Malattie Cardiovascolari, Ospedale Fuwai, Accademia Cinese delle Scienze Mediche, screening e sviluppo di bersagli farmacologici per la sopravvivenza a lungo termine della xenotrapiante cardiaca ortotopica (2025-GSP-GG-42).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19Chirurgia CABG
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18Chirurgia CABG
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Bypass cardiopolmonare
Macchina per l'anestesiaMindrayA9Anestesia e altri
Cannula arteriosaMedtronic18FrBypass cardiopolmonare
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anestesia e altri
Pinze atraumatiche piatteSureMedGF04021-25Chirurgia CABG
Pinze atraumatiche piatteSureMedGF04016-25Chirurgia CABG
Pinze microchirurgiche con manico bilanciatoSinoviewFC12010-21Chirurgia CABG
Maiali miniatura BamaInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Animali da esperimento
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagChirurgia CABG
Forbici estremamente affilate con manico neroSinoviewSC35101-23UCChirurgia CABG
Analizzatore di gas nel sangueEdiagnosisPT1000Anestesia e altri
Aguja de llenado romoBD305180Risciacquare e distendere i condotti IMV
Cera osseaEthiconW31GEmostasi
Circuito di bypass cardiopolmonareMedtronicB-HL-159Bypass cardiopolmonare
Catetere venoso centraleBaihe Medical-Anestesia e altri
Forbici curveSureMedGC01002-12Chirurgia CABG
Forbici curveSureMedGC01002-16Chirurgia CABG
Filtro emboli sanguigni monousoSansinFAF-2Bypass cardiopolmonare
Filtro per serbatoio del sangue monousoSansinFCR300KBypass cardiopolmonare
Sistema di somministrazione cardioplegica monousoMedtronicXP41Bypass cardiopolmonare
DopaminaJiuan Pharmaceutical-Anestesia e altri
Unità elettrochirurgicaMedtronicVLFT10FXGENChirurgia CABG
Tubo endotrachealeYaxin MedicineYS-0000Anestesia e altri
EpinefrinaJinyao Pharmaceutical-Anestesia e altri
Pinze per dissezione fineSureMedGC01090-20Chirurgia CABG
Forbici ultraaffilate con manico in oroSinoviewSC35001-23SCChirurgia CABG
Macchina cuore-polmoneLivaNovaS5Bypass cardiopolmonare
EparinaNorth China Pharmaceutical-Anestesia e altri
Secchiello di ghiaccioSureMedGQ13018-00DChirurgia CABG
Pompa per infusioneSino MDTSN-C8Anestesia e altri
Shunt intraluminaleMedtronic31200Chirurgia CABG
Catetere venosoKDL16G-26GAnestesia e altri
IsofluranoLunan Pharmaceutical-Anestesia e altri
IsoproterenoloHarvest Pharmaceutical-Anestesia e altri
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anestesia e altri
Soluzione di Ringer lattatoKelun Pharmaceutical-Anestesia e altri
Pelicetta grandeSureMedGQ13033-00DChirurgia CABG
LaringoscopioHanfeiylTD-C-IIIAnestesia e altri
Iniezione di idrocloruro di lidocainaKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816Chirurgia CABG
Solfato di magnesio per iniezioneZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792Chirurgia CABG
Sega elettrica sternalJingdong xijiHF-X01Chirurgia CABG
Pelicetta mediaSureMed-Chirurgia CABG
Retrattore sternale di medie dimensioniSureMedGR04130-00Chirurgia CABG
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anestesia e altri
Soluzione St. Thomas modificataFatto in casa-Anestesia e altri
Monitor multiparametricoMindrayBenoversion N17Anestesia e altri
Passacavi per suture purse-stringSureMedGR04074-00Chirurgia CABG
NorepinefrinaHarvest Pharmaceutical-Anestesia e altri
Idrocloruro di papaverinaSigma-AldrichP3510Conservare i condotti IMV
Retrattore sternale pediatricoSureMedGR04114-00Chirurgia CABG
Pinza microchirurgica in stile pennaSinoviewNH11300-21Chirurgia CABG
Iniezione di cloruro di potassioKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164Chirurgia CABG
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anestesia e altri
Solfato di protaminaYoucare Pharmaceutical-Anestesia e altri
Introduttore di sutura purse-stringSureMedGR04074-00Chirurgia CABG
Pinze magiche Resano atraumaticheSinoviewFC25501-23SChirurgia CABG
Forbici ad angolo rettoSureMedGC01110-14Chirurgia CABG
Forbici ad angolo rettoSureMedGC01089-18Chirurgia CABG
Pelicetta piccolaSureMed-Chirurgia CABG
Iniezione di sodio acetato RingerDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331Chirurgia CABG
Iniezione di bicarbonato di sodioKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739Chirurgia CAB

Riferimenti

  1. Emmert MY, et al. Consensus statement-graft treatment in cardiovascular bypass graft surgery. Front Cardiovasc Med. 2024;11:1285685.
  2. Back L, Ladwiniec A. Saphenous vein graft failure: current challenges and a review of the contemporary percutaneous options for management. J Clin Med. 2023;12(22):7118.
  3. Hwang HY, et al. Association between angiography-derived Murray law-based quantitative flow ratio and 1-year coronary artery bypass graft patency. JACC Cardiovasc Interv. 2025;18(19):2326-2334.
  4. Szafron JM, Heng EE, Boyd J, Humphrey JD, Marsden AL. Hemodynamics and wall mechanics of vascular graft failure. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2024;44(5):1065-1085.
  5. Spadaccio C, et al. Fractional flow reserve-based coronary artery bypass surgery: current evidence and future directions. JACC Cardiovasc Interv. 2020;13(9):1086-1096.
  6. Koch SE, et al. Animal studies for the evaluation of in situ tissue-engineered vascular grafts: a systematic review, evidence map, and meta-analysis. NPJ Regen Med. 2022;7(1):17.
  7. Zou Y, Dietrich H, Hu Y, Metzler B, Wick G, Xu Q. Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis. Am J Pathol. 1998;153(4):1301-1310.
  8. Zou Y, Hu Y, Mayr M, Dietrich H, Wick G, Xu Q. Reduced neointima hyperplasia of vein bypass grafts in intercellular adhesion molecule-1-deficient mice. Circ Res. 2000;86(4):434-440.
  9. Hu Y, et al. Abundant progenitor cells in the adventitia contribute to atherosclerosis of vein grafts in ApoE-deficient mice. J Clin Invest. 2004;113(9):1258-1265.
  10. Milani-Nejad N, Janssen PM. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacol Ther. 2014;141(3):235-249.
  11. Fashina O, et al. Large animal model of vein graft intimal hyperplasia: a systematic review. Perfusion. 2023;38(5):894-930.
  12. Jia H, Chang Y, Song J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 2024;53(6):136-147.
  13. De Nisco G, et al. Comparison of swine and human computational hemodynamics models for the study of coronary atherosclerosis. Front Bioeng Biotechnol. 2021;9:731924.
  14. Li X, et al. Establishment and evaluation of a porcine vein graft disease model. J Vis Exp. 2022;(185):63896.
  15. Lee MY, et al. Comparative analysis of heart functions in micropigs and conventional pigs using echocardiography and radiography. J Vet Sci. 2007;8(1):7-14.
  16. Mo J, et al. Blood metabolic and physiological profiles of Bama miniature pigs at different growth stages. Porcine Health Manag. 2022;8(1):35.
  17. George TJ, et al. Hemoglobin drift after cardiac surgery. Ann Thorac Surg. 2012;94(3):703-709.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

MedicinaNumero 234Numero 234Valore VuotoNumerovena intermammariatrapianto autologo

Questo articolo è stato pubblicato

Video in arrivo

Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.