Name: Tecniche di microiniezione per Studiare Mitosi in Drosophila melanogaster Embryo sinciziale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-09-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 25 s
Description: Impara le tecniche di microiniezione per studiare la mitosi negli embrioni sinciziali di Drosophila melanogaster. Questo metodo consente di analizzare la dinamica della divisione cellulare con imaging ad alta risoluzione.

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Questo protocollo è attualmente utilizzato nel nostro laboratorio ed è stato affinato negli anni da molte persone tra dottori David Sharp, Mijung Kwon, Patrizia Sommi, Dhanya Cheerambathur. Ringraziamo il dottor Bill Sullivan (UCSC), che ci ha fornito ottimi consigli sulla manipolazione e la microiniezione di primi embrioni di Drosophila quando il nostro lavoro in questo sistema era in fase di avvio (rif. 13). Ringraziamo tutti i membri del laboratorio Scholey. Il nostro lavoro sulla mitosi in Drosophila è sostenuto da NIH concedere GM55507.

Ricette: Succo d&#39;uva piastre: <ul><li> 5.5g bacto agar </li><li> 14,5 g destrosio o glucosio </li><li> 7,15 g di saccarosio </li><li> 45 ml di succo concentrato d&#39;uva (100% di succo). </li><li> 204,5 ml di H 2 0 </li><li> 625 microlitri 10N NaOH </li></ul> Mescolare tutti gli ingredienti e forno a microonde fino a ebollizione. Aggiungere 2,8 ml di acido mix (mix di acido: 20,9 ml di acido propionico, acido fosforico 2,1 ml, 27 ml di H 2 0) Mescolare e versare su 35 piatti millimetri Petri. Lasciate solidificare a temperatura ambiente per uno o due giorni. Se i pannelli non saranno utilizzati presto, sigillare con parafilm e conservare a 4 ° C (permette di equilibrare a RT prima di usare). Lievito di pasta: Sciogliere circa un cucchiaino di lievito (Sigma YSC2, lievito di Saccharomyces cerevisiae tipo II) in acqua per formare una pasta spessa. Mettete una piccola quantità di questo su ogni piatto succo d&#39;uva appena prima dell&#39;uso. G-PEM buffer: <ul><li> 80 mm Na-TUBI, pH 6,9 </li><li> 1 mM MgCl 2 </li><li> 1 mM EGTA </li><li> 1 mM GTP </li></ul> Iniezione buffer: <ul><li> 150 mM K-aspartato </li><li> 10 mM K-fosfato </li><li> 20 mM imidazolo, pH 7,2 </li></ul> Eptano colla: Srotolare il nastro doppio adesivo e mettere in un flacone da 100 ml, aggiungere circa 50 ml di eptano, sigillare la bottiglia, e il rock per diversi giorni. Durante l&#39;utilizzo, aggiungere eptano se la colla è troppo spessa. Camera di disidratazione: Prendete un piatto di 100 millimetri di Petri, mettere una parte di un piatto 35 millimetri all&#39;interno per fare una &quot;tabella&quot; e aggiungere Drierite (solfato di calcio anidro) intorno ad esso in modo che l&#39;altezza del Drierite non è superiore al &quot;tavolo&quot; e copertura. Il coprioggetto con embrioni saranno messi su questo &quot;tavolo&quot; per la disidratazione prima dell&#39;iniezione. E &#39;una buona idea di utilizzare almeno alcune Drierite indicazione e di cambiarlo quando ha cambiato colore. Protocollo: Questo protocollo può essere utilizzato per l&#39;iniezione di qualsiasi reagente solubile in embrione di Drosophila sinciziale: per esempio, o una proteina fluorescente per l&#39;osservazione o di un inibitore della proteina bersaglio o entrambi. Ottenere tutto pronto: 1 .- 2 o 3 giorni prima dell&#39;esperimento, fanno piatti succo d&#39;uva e impostare laici gabbia: Prendere una bottiglia di plastica (6 oz, fondo rotondo da Applied Scientific Drosophila), tagliare due piccoli fori (circa 1 cm 2) sui lati opposti del bottiglia e riempire con un pezzo di cotone (questo permette all&#39;aria di circolare), toccare le mosche nella bottiglia e coprire con un piatto di succo d&#39;uva. Mantenere a 25 ° C (o temperatura ambiente), mosche dovrebbero definire gli embrioni per circa 10 giorni. 2 .- Almeno un giorno prima l&#39;esperimento tirare aghi per l&#39;iniezione, si usa un ago Kopf / Pipettare modello estrattore 720 e filamenti sottili pareti di vetro (World Strumenti di precisione tw100f). Per l&#39;iniezione di tubulina fluorescente, mantenere gli aghi a 4 ° C per evitare che la temperatura indotta polimerizzazione nella ago. Tubulina preparazione: Nota: Tutti i lavori con la tubulina dovrebbe essere fatto a 4 ° C per prevenire la polimerizzazione. <ol><li> Prendere tubulina etichettati dal freezer e metterlo in ghiaccio per 5 a 15 minuti. </li><li> Diluire con G-PEM tampone (4 a 10 volte a seconda della intensità richiesta). </li><li> Centrifugare a 13k rpm a 4 ° C per 10-15 minuti. </li><li> Carico 1-2 microlitri in ago. </li></ol> Anticorpi o inibitori chimici: Preparare gli aghi come per tubulina, utilizzando una concentrazione appropriata (questo può avere bisogno di essere testati). L&#39;anticorpo può essere nel buffer di iniezione, G-PEM buffer o PBS. Se un altro tampone è necessario, questo buffer dovrà essere iniettato come controllo per assicurarsi che questo buffer non causa alcun danno per conto suo. Nota: tubulina inibitore e fluorescenti possono essere miscelati e iniettati insieme, se la concentrazione lo consentono. Altrimenti, iniettare il tubulina fluorescenti e attendere 5 a 10 minuti prima di iniettare l&#39;inibitore. Quando si esegue una doppia iniezione, iniziare con più embrioni, dal momento che un minor numero di embrioni si riprenderà normalmente. Raccolta degli embrioni: <ol><li> Mettere un nuovo piatto succo d&#39;uva sulla gabbia laici. </li><li> Rimuovi questo piatto dopo un&#39;ora, questa è la prima collezione della giornata e spesso non è molto buona. Può essere scartato. </li><li> Cambia la piastra ogni ora per tenere raccolta embrioni per un&#39;ora ciascuno. </li></ol> Coprioggetto preparazione: <ol><li> Mettere un coprioggetti 50 x 22 millimetri su un lato di un vetrino da microscopio. Nastro i quattro angoli alla diapositiva in modo che non si muove. </li><li> Utilizzando un cotone con punta applicatore, mettere uno strato di colla eptano in una riga sul coprioggetto (la colla non deve essere viscoso e deve asciugare in pochi secondi, altrimenti aggiungere più eptano). </li><li> Mettete un pezzo didoppio nastro adesivo sul vetrino verso il lato del coprioggetto. </li></ol> Embrione preparazione: Nota: Gli embrioni devono essere esposte circa 2 ore dopo l&#39;inizio della raccolta, in modo da iniziare la seguente procedura che consente un tempo sufficiente per finirli entro questo arco di tempo. <ol><li> Con un pennello inumidito con attenzione raccogliere gli embrioni dalla piastra di succo d&#39;uva e il luogo in doppio nastro adesivo sul vetrino. </li><li> Utilizzando la parte esterna delle pinzette, rotolare gli embrioni sopra il nastro doppio adesivo fino a quando il corion (la membrana esterna) si rompe. </li><li> Prendete l&#39;embrione con delicatezza ribaltamento del corion così si attacca alla pinzetta e posizionarlo sulla colla eptano sul vetrino con il lato lungo del parallelo embrione al lato lungo del vetrino coprioggetto. Impostare 10-20 embrioni in una riga. </li><li> Rimuovere il coprioggetto e posizionarlo nella camera di disidratazione per 3 a 8 minuti (questo dipende l&#39;umidità della stanza e la quantità da iniettare). </li><li> Mettere su una camera di metallo con grasso per vuoto. </li><li> Coprire gli embrioni con 700 Halocarbon olio per evitare ulteriori disidratazione. Gli embrioni sono ora pronti per l&#39;iniezione. </li></ol> Embrione iniezione: <ol><li> Trova gli embrioni sotto un obiettivo 16x. </li><li> Spostare gli embrioni di distanza, e trovare l&#39;ago senza spostare il piano focale. </li><li> Centro l&#39;ago e spostarlo senza spostarlo nella direzione xo y.. </li><li> Se l&#39;ago non è aperto, messo ai margini del vetrino nel campo di vista, ma non dove l&#39;ago sarà, e abbassare l&#39;ago stesso piano focale. Con molta attenzione spostare il coprioggetto fino a raggiungere l&#39;ago e delicatamente spezza aperto. Se l&#39;ago è aperto, passare al punto 5. (Aghi possono essere aperti con acido fluoridrico prima del riempimento). </li><li> Mettere gli embrioni in vista (ma non dove l&#39;ago sarà), abbassare l&#39;ago nel petrolio e assicurarsi di ottenere gocce di liquido bella dall&#39;ago. </li><li> Con attenzione ma costantemente spostare l&#39;embrione in l&#39;ago e iniettare una goccia in embrione e spostare l&#39;embrione distanza. (Oppure seguire le istruzioni del tuo apparato di iniezione). </li><li> Dopo che tutti gli embrioni sono stati iniettati, sono pronti per l&#39;osservazione di un microscopio confocale. </li></ol> Imaging: Immagine gli embrioni in un microscopio confocale con un obiettivo 60 o 100X: Note: <ol><li> L&#39;intervallo di tempo su una serie lasso di tempo dovrebbe essere al massimo di pochi secondi, dal momento che la mitosi nell&#39;embrione è molto veloce, a seconda del processo esatto da studiare. </li><li> Una serie di immagini 3D o di un singolo piano può essere acquisito a seconda del processo di interesse. </li><li> Per gli inibitori ad azione rapida, il trasferimento da microscopio iniezione per l&#39;imaging microscopio deve essere veloce. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1382/1382fig1.jpg" alt="figura 1" /> Figura 1: Studio della mitosi negli embrioni di Drosophila sinciziale. Nuclei nell&#39;embrione precoce subire divisioni rapido senza citodieresi, durante i cicli di 10 e 13 formano un monostrato a nuclei della corteccia. A. Schematica di embrione precoce con i nuclei di corteccia. Embrione può esprimere la GFP e / o RFP proteine ​​marcate e può essere microiniettati con altre proteine ​​marcate e / o inibitori. B. lapse imaging Tempo di embrioni che esprimono GFP-tubulina e RFP-istoni. Plot C. polo-polo di separazione per cicli di 11 , 12 e 13 in un embrione di tipo selvatico. Lunghezza del mandrino presenta periodi di lunghezza isometrica e periodi di allungamento, che sono molto coerenti e riproducibili. D. Dinamica dei microtubuli del fuso. L&#39;iniezione di bassa concentrazione di tubulina rodamina porta a macchie formato da una subunità di tubulina pochi, che può essere utilizzato per studiare la dinamica dei microtubuli.

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<li>Waterman-Storer, C. M., Desai, A., Bulinski, J. C., Salmon, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+speckle+microscopy%2C+a+method+to+visualize+the+dynamics+of+protein+assemblies+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Fluorescent speckle microscopy, a method to visualize the dynamics of protein assemblies in living cells.</a> Curr Biol. 8, 1227-1230 (1998).</li>
</ol>

Questo protocollo è relativamente semplice, tuttavia, ogni passo richiede pratica per assicurarsi che gli embrioni non siano danneggiati. Esperimenti di controllo attento sempre bisogno di essere fatto per garantire che i risultati affidabili si stanno ottenendo. Un buon modo per cominciare questo è microinjecting tubulina buffer o rodamina in embrioni di controllo che esprime GFP-tubulina per assicurarsi che la mitosi procede normalmente attraverso tutti i cicli in superficie dell&#39;embrione (cicli da 10 a 13). Negli...

tecniche di microiniezione per studiare mitosi in drosophila melanogaster embryo sinciziale

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Questo protocollo descrive l&#39;uso di embrioni di Drosophila melanogaster sinciziale per lo studio mitosi 1. Drosophila è genetica utile con un genoma sequenziato, e può essere facilmente gestito e manipolato. Mutanti mitotici esistono molte, e vola transgenici che esprimono funzionale fluorescente (es. GFP) - proteine ​​mitotico tag sono stati e vengono generati. Espressione genica mirata è possibile con il sistema GAL4/UAS 2. L&#39;embrione di Drosophila primi svolge mitosi multipli molto rapidamente (durata del ciclo cellulare, ≈ 10 min). E &#39;adatto per l&#39;imaging mitosi, perché durante i cicli di 10-13, i nuclei si dividono rapidamente e in modo sincrono senza intervenire citocinesi sulla superficie dell&#39;embrione in un monostrato singolo appena sotto la corteccia. Questi nuclei si dividono rapidamente probabilmente usare gli stessi macchinari mitotico come le altre cellule, ma sono ottimizzate per la velocità, il checkpoint è generalmente ritenuto di non essere rigorosi, permettendo lo studio delle proteine ​​mitotico la cui assenza avrebbe causato l&#39;arresto del ciclo cellulare in cellule con un posto di blocco forte . Gli embrioni che esprimono proteine ​​GFP etichettati o microiniettati con le proteine ​​fluorescente può essere facilmente ripreso a seguire le dinamiche vivere (Fig. 1). Inoltre, gli embrioni possono essere microiniettati con funzione di blocco anticorpi o inibitori di proteine ​​specifiche per studiare l&#39;effetto della perdita o di perturbazione della loro funzione 3. Questi reagenti possono diffondere in tutto l&#39;embrione, raggiungendo molti fusi per produrre un gradiente di concentrazione di inibitore, che a sua volta in un gradiente di difetti paragonabile ad una serie alleliche di mutanti. Idealmente, se la proteina bersaglio è fluorescente, il gradiente di inibizione può essere direttamente visualizzato 4. Si presume che il più forte fenotipo è paragonabile al fenotipo nullo, anche se è difficile escludere formalmente la possibilità che gli anticorpi possono avere effetti dominante in rari casi, i controlli in modo rigoroso e cauta interpretazione deve essere applicata. Più lontano dal sito di iniezione, la funzione delle proteine ​​è solo parzialmente perso permettendo altre funzioni della proteina bersaglio a diventare evidente.

Questo protocollo descrive l&#39;uso di microiniezione e di imaging ad alta risoluzione nel<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Embrione sinciziale per studiare la mitosi.

Tecniche di microiniezione per Studiare Mitosi in Drosophila melanogaster Embryo sinciziale

Questo protocollo descrive l'uso dell'embrione sinciziale di Drosophila melanogaster per lo studio della mitosi1. La Drosophila possiede una genetica utile con un sequenziamento...

Questa procedura inizia con il prelievo di embrioni da piastre con succo di uva fresco per un periodo di 30-60 minuti. Dopo aver rimosso la piastra dalla gabbia del lago, raccogliere gli embrioni con un pennello inumidito e posizionarli su nastro adesivo doppio. Rotolare delicatamente un embrione sul nastro utilizzando una delle due estremità di una pinzetta finché il corione non si apre.Prelevare l'embrione e posizionarlo delicatamente sul coperchio. Ricoprirlo con uno strato di colla het. Ripetere l'operazione fino ad ottenere un numero sufficiente di embrioni.Dopo la disidratazione, gli embrioni sono pronti per l'iniezione. Salve, sono Ingrid Bruce Musher del laboratorio del Dottor Jonathan Sculley del Dipartimento di Biologia Molecolare e Cellulare dell'Università della California di Davis. Oggi vi mostreremo una procedura per microiniettare embrioni sinciziali di Drosophila.Utilizziamo questa procedura per studiare il ruolo dei microtubi e dei motori basati sulla miosina nella mitosi. Ad esempio, iniettiamo microscopicamente anticorpi o altri inibitori di proteine mitotiche specifiche. Analizzando l'effetto dell'inibitore sulla mitosi, siamo in grado di determinare la funzione della proteina bersaglio.Iniziamo. Per iniziare i preparativi due o tre giorni prima dell'esperimento, preparare la gabbia di deposizione tagliando due piccoli fori di circa un centimetro quadrato su lati opposti di una bottiglia di plastica. Riempire i fori con un pezzo di cotone, in modo da permettere il passaggio dell'aria.Trasferire le mosche nel flacone e quindi coprirlo con una piastra contenente succo d'uva. In presenza di lievito, mantenere la gabbia per le zampe a temperatura ambiente: le mosche deporranno uova per un periodo di almeno 10 giorni, da effettuare almeno un giorno prima dell'esperimento. Prelevare gli aghi per iniezione e conservarli a quattro gradi Celsius.Nel giorno dell'esperimento, preparare e caricare gli aghi. In primo luogo, prelevare la tubulina etichettata dal congelatore e metterla sul ghiaccio per cinque-quindici minuti. Successivamente, diluirla con buffer GPEM e quindi centrifugarla per 10-15 minuti a 13.000 giri al minuto a quattro gradi Celsius.Infine, caricate uno o due microlitri nell'ago e manteneteli a quattro gradi Celsius, per prevenire la polimerizzazione indotta dalla temperatura nell'ago. Prima di predisporre il vetrino coprioggetto, preparate una colla a base di eptano arrotolando del nastro adesivo doppio e collocandolo in una bottiglia da 100 millilitri.Aggiungere circa 50 millilitri di eptano, sigillare la bottiglia e agitarla per diversi giorni. Prima di preparare gli embrioni, realizzare una camera di disidratazione in cui verranno posti gli embrioni prima dell'iniezione. Per fare ciò, inserire una parte di una piastra da 35 millimetri all'interno di una capsula di Petri da 100 millimetri per creare un supporto, quindi aggiungere essiccante, apposito, costituito da solfato di calcio anidro intorno al supporto, in modo che l'altezza dell'essiccante non superi quella del supporto, e coprire.Per iniziare la preparazione degli embrioni, raccoglierli prima dalla gabbia lacustre sostituendo ogni ora la piastra con succo d'uva e lievito; gli embrioni devono essere osservati al microscopio circa due ore dopo l'inizio della raccolta. Per preparare il vetrino coprioggetto, posizionarlo su un lato del vetrino del microscopio e fissare con del nastro adesivo i quattro angoli in modo che non si muova. Utilizzando un applicatore con estremità di cotone, depositare un unico strato di colla al heptano in una linea sul coprioggetto.La colla non deve essere viscosa e deve asciugarsi in pochi secondi. Se è troppo densa, aggiungere altro eptano. Infine, applicare un pezzo di nastro adesivo doppio su un lato del vetrino accanto al coprioggetto.Fai scivolare con un pennello inumidito. Preleva con attenzione gli embrioni dalla piastra di succo d'uva e posizionali sul nastro adesivo doppio sul vetrino. Successivamente, utilizza una delle due estremità di una pinzetta per rotolare gli embrioni sul nastro adesivo doppio fino a quando il corione si apre.Prendere l'embrione arrotolandolo delicatamente sul Corian in modo che aderisca alla pinzetta e posizionarlo sulla colla di eptano presente sul vetrino. Disporlo con il lato lungo dell'embrione parallelo al lato lungo del vetrino. Posizionare da 10 a 20 embrioni in una singola fila.Rimuovere il vetrino e posizionarlo nella camera di disidratazione per tre a otto minuti. Il tempo dipende dall'umidità locale e dalla quantità da iniettare. Successivamente, posizionare il vetrino su una camera metallica con grasso da vuoto.Infine, coprire gli embrioni con olio al carbonio alogeno per evitare ulteriore disidratazione. Gli embrioni sono ora pronti per l'iniezione. Per prima cosa, individuare gli embrioni utilizzando un obiettivo 16x.Spostare gli embrioni e individuare l'ago senza modificare il piano focale. Centrare l'ago e spostarlo verso l'alto senza muoverlo nelle direzioni X o Y. Per aprire l'ago, posizionare il bordo del vetrino nel campo visivo, ma non nel punto in cui si troverà l'ago.Abbassi l'ago fino al medesimo piano focale. Sposti con molta attenzione il vetrino coprioggetto finché non tocca l'ago e lo rompe delicatamente. Sollevi l'ago.Ora portare gli embrioni in vista. Abbassare l'ago nell'olio e assicurarsi di ottenere gocce di liquido regolari dall'ago. Spostare con movimento costante l'embrione verso l'ago, iniettare una goccia nell'embrione e quindi allontanare l'embrione.Dopo aver iniettato tutti gli embrioni, questi sono pronti per essere osservati al microscopio confocale con un obiettivo da 60 o 100 x. Un embrione di controllo dovrebbe apparire come quello mostrato in questo filmato. Si tratta di un embrione che esprime la tubulina GFP e l'istone RFP, acquisito con un obiettivo da 100 x su un microscopio confocale a disco rotante.Il tempo totale indicato è di otto minuti. I grafici della distanza da polo a polo sono molto riproducibili e costituiscono una misura affidabile del successo negli embrioni di controllo. Dovrebbero apparire come quelli mostrati qui per i cicli 11 fino al 13.Mostrato in questo filmato c'è un altro embrione di controllo. Questo esprime KLP61F-GFP ed è stato iniettato con tubulina rDomine. È stato anch'esso acquisito con un obiettivo 100x su un microscopio confocale a disco rotante, e il tempo totale è di sette minuti.Questo filmato è stato acquisito immediatamente dopo la microiniezione, e il gradiente nella concentrazione di tubulina r Domine è chiaramente visibile all'inizio del filmato. Questi embrioni possono essere utilizzati per studiare l'inibizione di Klp 61 F dopo la microiniezione dell'anticorpo anti-Klp 61 F. Possiamo osservare la perdita di Klp 61 FGFP dai fusi.Abbiamo appena mostrato come eseguire microiniezioni in embrioni di Drosophila con incisione. Quando si esegue questa procedura, è importante ricordare di effettuare controlli, praticare prima l'iniezione di tampone o rutina da soli e assicurarsi che la mitosi proceda normalmente attraverso la fase cellulare. Una volta che tutte le vostre iniezioni risultano affidabili e non causano danni, potete iniettare un inibitore e studiare l'effetto di quell'inibizione specifica.Ecco fatto. Grazie per aver guardato e buona fortuna con i vostri esperimenti.

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Grazie alle loro grandi dimensioni e all'organizzazione relativamente semplice, le cellule nutrici di Drosophila sono ideali per gli studi di imaging di cellule vive. Questo video descrive un metodo di microiniezione per la consegna di composti esogeni nelle cellule e il protocollo presentato mostra la procedura con sonde oligonucleotidiche fluorescenti chiamate beacon molecolari (MB) utilizzate per visualizzare i trascritti di mRNA endogeno.

Microiniezione di cellule infermiere di Drosophila: un metodo di somministrazione intracellulare

Questo video descrive come eseguire microiniezioni che rilasciano reagenti in embrioni vivi di Drosophila. I ricercatori possono utilizzare questo metodo per introdurre composti esogeni come acidi nucleici e proteine durante le prime fasi dello sviluppo embrionale. Il protocollo presentato dimostra come impostare ed eseguire la procedura per l'iniezione di qualsiasi reagente solubile, in questo caso una proteina fluorescente per esperimenti di imaging dal vivo.

Microiniezione di embrioni vivi di Drosophila: consegna precoce dei reagenti all'embrione in via di sviluppo

Presentiamo una tecnica per l'etichettatura singoli neuroni nel sistema nervoso centrale...

Etichettatura di singole cellule nel sistema nervoso centrale di<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Qui, presentiamo un protocollo per la visualizzazione, il rilevamento, l'analisi e il monitoraggio del traffico di mRNA endogeno nel vivo Drosophila melanogaster camera d'uovo utilizzando fari molecolari, microscopia confocale del disco rotante, e analisi open-source software.

Visualizzazione e monitoraggio di mRNA endogeni nelle camere uovo di Drosophila melanogaster dal vivo

L'obiettivo di questo protocollo è quello di iniettare l'actina globulare coniugata con rhodamina negli embrioni di Drosophila e nell'assemblaggio dell'asta di actina intranucleare dell'immagine a seguito dello stress da calore.

Imaging Intranuclear Actin Rods in Live Heat Stressed Drosophila Embryos

Presentato qui è un protocollo per microiniettare e contemporaneamente immaginire più embrioni di Drosophila durante lo sviluppo embrionale utilizzando un imager a base di piastre e ad alto contenuto.

Preparazione e microiniezione dell'embrione Drosophila per microscopia a cellule vive eseguita utilizzando un analizzatore automatizzato ad alto contenuto

Questo articolo prende come esempio la transgenesi mediata dall'integrasi phiC31 in Drosophila e presenta un protocollo ottimizzato per la microiniezione di embrioni, un passaggio cruciale per la creazione di mosche transgeniche.

Microiniezione di embrioni per la transgenesi in Drosophila

Qui, forniamo un protocollo dettagliato per eseguire l'imaging dal vivo della divisione asimmetrica delle cellule staminali germinali (GSC) nella nicchia ovarica di Drosophila. Utilizziamo una linea transgenica che esprime ubiquitariamente una fusione di proteina fluorescente verde (GFP) della proteina spettrosoma Par-1.

Imaging dal vivo esteso di nicchie di cellule staminali germinali femmina di Drosophila melanogaster

Questi protocolli delineano come caratterizzare l'organizzazione e la funzione di occluso delle giunzioni del setto piegato nell'epitelio embrionale di Drosophila di controllo e mutante.

Immunocolorazione e esperimenti di penetrazione del colorante per definire le proteine di giunzione settata piegate core nell'epitelio embrionale di Drosophila

Impara le tecniche di microiniezione per studiare la mitosi negli embrioni sinciziali di Drosophila melanogaster. Questo metodo consente di analizzare la dinamica della divisione cellulare con imaging ad alta risoluzione.

Tecniche di microiniezione per Studiare Mitosi in Drosophila melanogaster Embryo sinciziale

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