Name: La transgénèse Zebrafish Mosaic pour évaluer des séquences Enhancer (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-07-16T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Découvrez la transgénèse mosaïque chez le zebrafish pour analyser des éléments enhancers impliqués dans la régulation transcriptionnelle des gènes du développement squelettique. Cette méthode permet d'identifier et d'évaluer les fonctions des enhancers in vivo.

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Nous remercions Mme Paula Roy pour l&#39;élevage de poissons excellents, et Steve Ekker pour le don de type du plasmide pDB600. Ces études ont été financées par une subvention de la SF à partir du NHGRI.

1. Sélection et le clonage de séquences conservées pour les tests <ol><li> Il faut d'abord identifier le potentiel des séquences de régulation pour les tests fonctionnels. Nous comptons sur la conservation séquence évolutive comme un critère pour sélectionner les séquences, et le plus souvent recours à l'algorithme de PhastCons, qui est accessible comme une piste sur le navigateur du génome UCSC (http://genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgGateway). Cependant, il existe de nombreux autres algorithmes disponibles pour évaluer conservation de séquence entre les espèces. </li><li> Une fois que nous avons sélectionné nos séquences, nous concevoir des amorces pour amplifier chaque séquence de l'ADN génomique. Amorces devraient être choisis pour amplifier la région conservée plus 30 ou plus de paires de base de chaque côté. </li><li> Pour l'amplification des séquences sélectionnées, nous utilisons le Takara LA TaqTM système. Polymérases D'autres travaux, mais il est important d'utiliser un mélange qui comprend une enzyme avec une capacité de relecture, de minimiser les chances d'erreurs introduites lors de l'amplification. Nous vérifions la taille de l'amplicon par électrophorèse sur gel. </li><li> Nous utilisons la PCR 8/GW/TOPO TA Cloning Kit (Invitrogen) pour cloner le produit de la PCR dans un vecteur d'entrée contenant des sites de recombinaison attL, pour générer le clone d'entrée de passerelle. La réaction de clonage est plus efficace avec la PCR produit frais, il est donc préférable d'effectuer le clonage dans un jour de la PCR. Transformation dans des souches DH5a est effectuée suivie par la sélection de résistance à la spectinomycine. </li><li> Nous vérifions le produit du clonage TA par digestion de ~ 500 ng de plasmide avec EcoRI pour libérer l'insert, et de confirmer la taille de l'insert en gel d'agarose. Nous avons recommandé séquençage de vérifier la séquence d'insertion et d'orientation; amorces utilisées pour l'amplification peut également être utilisé pour le séquençage. </li><li> Depuis le clone d'entrée, la séquence non-codante conservé est la navette par recombinaison LR à notre vecteur de destination Passerelle prêt, pGW_cfosGFP1, en utilisant la passerelle LR Clonase II enzyme Mix (Invitrogen). Transformation dans des souches DH5a est effectuée suivie par la sélection de résistance à l'ampicilline. </li><li> Nous vérifions le produit de la recombinaison LR par digestion de ~ 500 ng de plasmide par EcoRV pour libérer l'insert, et de confirmer la taille de l'insert en gel d'agarose. Une fois un clone exact a été identifié, nous préparons l'ADN plasmidique en utilisant les HiSpeed ​​Qiagen ® Kit Plasmid Midi. Nous purifier davantage le plasmide en utilisant le kit QIAquick PCR Purification, conformément aux protocoles du fabricant, et éluer l'ADN avec de l'eau 30 uL RNase. Le plasmide est dilué à une concentration de 125 ng / uL et conservés à 4 ° C avant les injections. </li><li> ARN codant la transposase fonctionnelle Tol2 enzyme est transcrit in vitro à partir de la pDB600 plasmid2. Nous purifions le plasmide en utilisant le kit Qiagen Midi-Prep Kit, puis linéariser 10-20 mg par XbaI. La synthèse de l'ARNm est effectué suivant le protocole mMESSAGE mMACHINE Kit (Ambion). </li><li> Nous purifions et précipiter les ARN conformément aux instructions du kit. Nous resuspendre ARN à une concentration finale de ~ 1μg/μl, ou 20 pl pour une seule réaction, dans la RNase eau libre, et de quantifier par spectrophotométrie UV. Nous analysons aussi ~ 1 pg d'ARN par électrophorèse sur gel d'agarose pour vérifier la transcription de pleine longueur. Bien qu'un TAE standard ou TBE gel est suffisante pour cette analyse, le tampon d'échantillon dénaturant inclus avec le kit de transcription doit être utilisé conformément aux instructions du kit. </li><li> Nous testons chaque nouveau lot de transposase ARN pour l'efficacité en effectuant des injections avec un plasmide connue (figure 1). Après vérification, l'ARN est divisée en petites aliquotes et conservés à -80 ° C, pour éviter la fonte et le regel répétés d'aliquotes individuelles. <img src="/files/ftp_upload/1722/1722fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Embryon de poisson zèbre injecté avec l'amplificateur de souris Sox10 comme un contrôle. (Top) image Brightfield (Bas) fluorescence de la GFP image. Chaque nouveau lot de transposase ARN est testé pour son efficacité. </li></ol> 2. Microinjection d'embryons de poissons zèbres transgéniques pour l'analyse des mosaïques <ol><li> Nous tirons les aiguilles pour la microinjection de 1,2 mm de verre à filament OD capillaire sur une Sutter P-97 Extracteur Micropipette, avec un programme conçu pour donner un pourboire forte avec un cône assez forte pour pénétrer chorions intacte. Nous brisons les conseils à la main sous un stéréomicroscope à un diamètre extérieur d'environ 15 um, en utilisant une lame de rasoir propre et d'un micromètre. Les aiguilles peuvent être faites la veille des injections, et stockés dans un plat recouvert tenant à garder propre. </li><li> Nous maintenons notre poisson zèbre sur un cycle régulier sombre lumière, avec 14 heures de lumière, sous conditions3 standard. La veille de microinjections de la scène, nous avons mis en place pour les poissons dans des réservoirs accouplements chronométré petit élevage, chacun constitué d'un réservoir de base, un insert fendu, et un couvercle en plastique. Nous mettons trois femelles ou deux mâles par tank en rangées parallèles. </li><li> Le matin de l'microinjections, peu après le cycle de lumière commence, nous commençons à combiner les mâles et les femelles de nettoyer le système d'eau traitée pour la production d'œufs. Il est important de vérifier sur le poisson fréquemment, et ramasser les oeufs en quelques minutes de pose, pour obtenir des lots bien synchronisés. La production d'œufs peut être maintenue pendant deux à trois heures, en continuant à combiner de nouveaux groupes de poissons pendant toute la matinée. </li><li> Avec un alésage de large, 5 1 / 4 "pipette Pasteur en verre équipé d'une ampoule au latex, nous trier les embryons prélevés en 60 x 15 mm boîte de Pétri, partiellement rempli d'embryon Medium2, par groupes de 50 embryons, et marquer le temps collectées sur le couvercle de chaque plat. </li><li> Une fois que les poissons ont commencé à jeter, nous préparons une solution nouvelle injection en mélangeant dans un tube de micro sur la glace: <table border="1"><tbody><tr><td> Composante </td><td></td></tr><tr><td> Transposon stock de plasmide (125ng/μl) </td><td> 1 microlitre </td></tr><tr><td> Transposase ARN stock (175ng/μl) </td><td> 1 microlitre </td></tr><tr><td> Phénol stock de rouge (2% en H 2 O) </td><td> 0.5μl </td></tr><tr><td> RNase l'eau </td><td> 2.5μl </td></tr></tbody></table> Les aiguilles d'injection sont pondus dans la tenue des plats et rempli par pipetage 500 gouttes de solution nl injection sur l'extrémité large de chaque aiguille. Après que le liquide est tiré de la pointe par capillarité, la solution supplémentaire peut être ajouté à un total de 1,5-2 ul. Nous préparer au moins deux aiguilles d'injection pour chaque solution. </li><li> L'aiguille remplie est chargé dans la main l'aiguille titulaire d'un pneumatique Pico-pompe ou une pression similaire injecteur, configuré et relié à un réservoir N2 selon les instructions du fabricant. Nous calibrer les volumes d'injection en mesurant le diamètre des gouttelettes expulsées dans l'huile minérale sur une lame micromètre. Typiquement, un temps d'injection de 120 ms avec une pression de 20 psi donnera une goutte d'environ 1 nl, mais de légères variations dans l'aiguille de diamètre aura une incidence sur ces paramètres et recalibrage peut être nécessaire entre les aiguilles. </li><li> Les injections sont réalisées sous un stéréomicroscope à 6-10X grossissement. Nous utilisons une paire de pinces fines pour tenir l'embryon en place, pousser l'aiguille d'injection avec une pression constante à travers le chorion et dans le jaune d'un embryon à la cellule une ou deux étapes au début de cellule. Idéalement, nous la position de l'aiguille dans le jaune juste en dessous des blastomères. Environ 1 nl d'une solution d'injection est expulsé et l'aiguille retirée. Pour chaque construction nous injectons ≥ 200 embryons. Il est également très important, pour chaque embrayage d'embryons collectés, pour sauver un plat d'embryons de contrôle non-injecté. </li><li> Après les injections sont terminées, nous trier les embryons en supprimant les œufs non fécondés, les embryons endommagés, et les injections ont échoué (embryons sans rouge de phénol dans les blastomères). Nous avons ensuite incuber les embryons dans le milieu de l'embryon à 28,5 ° C jusqu'au moment approprié pour les observations. </li></ol> 3. L'analyse des profils d'expression de mosaïque <ol><li> Après un temps d'incubation approprié, nous examinons les embryons injectés pour la fluorescence. Le calendrier dépend du modèle d'expression normale du gène de poisson zèbre endogène, mais nous regardent habituellement quotidien à travers les 5 premiers jours après la fécondation. </li><li> Nous examinons les embryons pour la fluorescence sur un macroscope Olympus MVX10 équipé d'épifluorescence, mais n'importe quel microscope similaire capable d'imagerie de faible puissance de travail. Si il ya un grand nombre d'embryons qui sont morts ou développés de façon anormale dans la première journée, regardez les contrôles non-injecté pour cela d'embrayage pour voir si ils semblent normaux. Si les contrôles semblent normaux, le problème le plus fréquent est la pureté insuffisante de l'ADN injecté. En outre, les embryons à des stades précoces sont sensibles à la quantité totale de plasmide injecté, il est donc possible que la quantification était inexacte et trop de l'ADN a été injecté. </li><li> Lors de l'examen des embryons, gardez à l'esprit qu'ils seront tous mosaïque pour la construction d'injection. Il sera nécessaire d'examiner attentivement tous les embryons, surtout si le domaine de l'expression attendue est faible. Rappelez-vous aussi que l'expression pouvait être dynamique, forte fluorescence le jour 1 pourrait disparaître d'ici deux jours, et les embryons négatives pour l'expression des 3 premiers jours pourraient montrer quelque chose le jour 4. </li><li> Nous choisissons des embryons avec une expression plus large, et d'utiliser ces documents pour le modèle de la fluorescence par photomicroscopie. Après 5 jours d'observations, les embryons doivent être retournés à l'établissement et a grandi comme un stock. En quelques mois, les adultes peuvent être criblés pour la transmission de la lignée germinale du transgène. </li></ol> 4. Résultats Nous voyons un grand Variété des modèles et des niveaux d'expression, en fonction de l'élément amplificateur en cours d'analyse. Nous sommes généralement intéressés par les modèles d'expression tissu très spécifiques, et sont souvent en se concentrant sur les gènes exprimés dans le squelette. et sont souvent en se concentrant sur les gènes exprimés dans le squelette. La figure 2 montre des exemples de profils d'expression de mosaïque, nous avons observé dans nos embryons injectés avec exhausteurs de régulation de l'expression dans le cartilage et les os. Enfin, une partie substantielle des séquences testées ne régulent l'expression tissu spécifique. Pour ces derniers, nous avons le plus souvent voir de fluorescence très peu, peut-être quelques cellules disséminées par embryon. Moins souvent, nous pourrions voir la fluorescence, mais seulement dans deux sites communs pour l'expression ectopique, l'épiderme et le muscle squelettique (figure 3). <img src="/files/ftp_upload/1722/1722fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Exemple de profils d'expression du cartilage et des os observés dans les embryons injectés. <img src="/files/ftp_upload/1722/1722fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Il ya peu de corrélation entre l'emplacement de l'enhancer relatives au gène et de régulation de l'expression. Une partie importante des séquences testées ne régulent l'expression tissu spécifique. Il s'agit souvent de fluorescence ont très peu, ou peut avoir deux sites communs d'expression ectopique: l'épiderme et le muscle squelettique. (Haut) l'image en fond clair (bas) image de fluorescence GFP.

<ol><li>Fisher, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+the+biological+relevance+of+putative+enhancers+using+Tol2+transposon-mediated+transgenesis+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Evaluating the biological relevance of putative enhancers using Tol2 transposon-mediated transgenesis in zebrafish.</a> Nat Protoc. 1 (3), 1297-12 (2006).</li>
<li>Balciunas, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Harnessing+a+high+cargo-capacity+transposon+for+genetic+applications+in+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Harnessing a high cargo-capacity transposon for genetic applications in vertebrates.</a> PLoS Genet. 2 (11), e169-169 (2006).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22The+Zebrafish+Book%22">The Zebrafish Book</a>. Westerfield, M. , 3 ed, University of Oregon Press. Eugene, OR. (1995).</li>
</ol>

Nous avons démontré l&#39;approche utilisée dans notre laboratoire pour l&#39;analyse efficace des exhausteurs potentiels en utilisant la transgénèse poisson zèbre. Le plus souvent, nous utilisons cette approche pour chercher tissu-spécifique exhausteurs associées à des gènes humains. Malgré le manque d&#39;homologie de séquence évidente la plupart du temps entre les humains et les poissons des séquences non codantes, nous constatons que cette approche est généralement réussi à identifier pour les exhausteurs de gènes d...

<table><tbody><tr><td>Takara LA Taq</td><td>Takara Bio Inc</td><td>RR02M</td><td></td></tr><tr><td>Kit de clonage pCR8/GW/TOPO TA</td><td>Invitrogen</td><td>K2500-20</td><td></td></tr><tr><td>Gateway LR Clonase II enzyme Mix</td><td>Invitrogen</td><td>11791-100</td><td></td></tr><tr><td>Cellules compétentes de haute efficacité de bibliothèque DH5&amp;alpha;</td><td>Invitrogen</td><td>12535-019</td><td></td></tr><tr><td>Cellules compétentes de haute efficacité de bibliothèque DB3.1</td><td>Invitrogen</td><td>11782-018</td><td></td></tr><tr><td>Kit mMESSAGE mMACHINE</td><td>Ambion</td><td>AM1340</td><td></td></tr><tr><td>Kit HiSpeed Plasmid Midi</td><td>Qiagen</td><td>12643</td><td></td></tr><tr><td>Kit de purification QIAquick PCR</td><td>Qiagen</td><td>28104</td><td></td></tr><tr><td>Tireuse de micropipettes Flaming/Brown</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Pompe pneumatique PicoPump</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>SYS-PV820</td><td></td></tr></tbody></table>

la transgénèse zebrafish mosaic pour évaluer des séquences enhancer

Mosaic Zebrafish Transgenesis for Evaluating Enhancer Sequences

L&#39;achèvement du séquençage du génome humain, ainsi que de nombreuses autres espèces, a souligné le défi d&#39;attribuer une fonction spécifique à séquences non codantes. Une fonction importante réalisée par la fraction non codante du génome est de réguler la transcription des gènes, mais il n&#39;existe pas de méthodes efficaces pour prédire les gros éléments cis-régulateurs de la séquence d&#39;ADN primaire. Nous avons développé un protocole efficace pour évaluer le potentiel fonctionnel éléments cis-régulateurs par transgenèse poisson zèbre. Notre approche offre des avantages significatifs sur culture cellulaire des techniques basées sur les gènes de développement importante, car elle fournit des informations sur la régulation des gènes spatiale et temporelle. Inversement, il est plus rapide et moins coûteux que des expériences similaires chez les souris transgéniques, et nous avons l&#39;habitude de l&#39;appliquer à des séquences isolées à partir du génome humain. Ici nous démontrons notre approche de sélection des éléments pour le test basé sur la conservation de séquence et de notre protocole de clonage de séquences et les micro-injection dans des embryons de poisson zèbre.

Nous démontrons notre approche pour trouver des éléments potentiels de gènes enhancer régulés par le développement et l&#39;évaluation de leur fonction par transgenèse poisson zèbre mosaïque.

La transgénèse Zebrafish Mosaic pour évaluer des séquences Enhancer

L'achèvement du séquençage du génome humain, ainsi que celui de nombreuses autres espèces, a mis en évidence la difficulté d'attribuer une fonction spécifique aux régions non...

Bonjour, je suis Erica Kgi du laboratoire de Shannon Fisher, Département de biologie cellulaire et du développement à l'Université de Pennsylvanie. Je suis Chris Weber, également du laboratoire Fisher. Et je suis Shannon Fisher.Aujourd'hui, nous allons vous présenter une procédure permettant d'analyser la fonction d'éléments enhanceurs à l'aide de la transgénèse chez le poisson zèbre. Nous utilisons cette procédure pour étudier la régulation transcriptionnelle de gènes importants dans le développement squelettique. Commençons donc.Pour identifier les séquences non codantes entourant les gènes candidats, nous utilisons l'algorithme fast cons, accessible sous forme de piste sur le navigateur génomique uc SC. Nous nous intéressons principalement aux gènes exprimés durant le développement squelettique, mais la même approche peut être utilisée pour étudier n'importe quels gènes exprimés au cours du développement précoce. Dans l'exemple présenté ici, nous avons identifié des séquences conservées.Dans l'intervalle entourant le gène humain bumper, nous examinons l'intervalle complet jusqu'aux gènes adjacents et déterminons un seuil de score logarithmique spécifique à faible taille correspondant à environ les 5 % supérieurs de la séquence non codante. Après avoir sélectionné les séquences, concevoir des amorces à l'aide de primer three afin d'amplifier chaque séquence à partir de l'ADN génomique humain ; les amorces doivent être choisies pour amplifier la région conservée ainsi que 30 paires de bases ou plus de chaque côté. Amplifier la région d'intérêt à l'aide d'une polymérase de haute qualité en utilisant de l'ADN génomique humain, puis utiliser des procédures standards de biologie moléculaire en laboratoire pour cloner le produit amplifié dans un vecteur d'expression.Le vecteur utilisé dans ce protocole est PG wc FOS GFPA gateway. Vecteur destination. Après la création du vecteur, procéder à la transposition.L'enzyme nécessaire à la transposition est d'abord transcrite in vitro à l'aide du kit M message M machine d'Ambion et du plasmide PGB 600 avant les injections expérimentales. Tester l'efficacité de chaque lot de transposases en effectuant une injection avec un amplificateur connu, comme l'amplificateur souris socks. 10 amplificateur.Pour préparer les injections, tirez les aiguilles utilisées pour la microinjection à partir de verre capillaire à filament de 1,2 millimètre de diamètre externe sur un tireur de micropipettes Sutter P 97. Utilisez un programme permettant d'obtenir une pointe solide avec un affinement précis afin de pénétrer les chorions intacts à l'aide d'un rasoir propre et d'une lame micrométrique. Cassez manuellement les pointes sous un microscope stéréo jusqu'à un diamètre externe d'environ 15 micromètres.Les aiguilles peuvent être conservées pendant un jour dans un plat de maintien couvert. Maintenir la population de poissons zèbres selon un cycle lumineux régulier clair/obscur de 14 heures de lumière, dans des conditions standard, la veille de la réalisation des micro-injections. Préparer les poissons pour des accouplements synchronisés dans de petits aquariums de reproduction.Placer trois femelles ou deux mâles par aquarium en rangées parallèles le matin des micro-injections, peu de temps après le début du cycle lumineux. Combiner mâles et femelles dans de l’eau traitée du système propre pour la production d’œufs. Vérifier fréquemment les poissons et recueillir les œufs quelques minutes après leur ponte afin d’obtenir des lots bien synchronisés.Assurez la production d'œufs pendant deux à trois heures en continuant à combiner de nouveaux groupes de poissons tout au long de la matinée à l’aide d’une pipette en verre de cinq pouces et quart à large orifice équipée d’une poire en latex. Triez les embryons recueillis dans des boîtes de Pétri de 60 par 15 millimètres, partiellement remplies de milieu pour embryons, par groupes de 50 embryons. Indiquez sur le couvercle de chaque boîte l’heure de prélèvement.Pour chaque ponte d'embryons collectée, conserver une boîte contenant 50 embryons comme témoin non injecté entre les prélèvements d'œufs. Préparer des solutions d'injection fraîches en mélangeant les ingrédients suivants dans un tube microcentrifuge et les conserver sur de la glace. Placer les aiguilles d'injection dans des boîtes de maintien et les remplir avec 1,5 à deux microlitres de solution d'injection.En pipettant des gouttes de 500 nanolitres sur l'extrémité large de chaque aiguille. Le liquide sera attiré vers la pointe par action capillaire. Préparez au moins deux aiguilles pour chaque solution d'injection.Insérez l'aiguille remplie dans le porte-aiguille manuel d'une pompe pneumatique pico ou d'un injecteur à pression similaire, configuré et raccordé à une bouteille d'azote conformément aux instructions du fabricant. Étalonnez les volumes d'injection en mesurant le diamètre des gouttelettes expulsées dans de l'huile minérale sur une lame de micromètre, généralement avec un temps d'injection de 120 millisecondes.Avec une pression de 20 PS, je produirai une goutte d'environ un nanolitre en utilisant un microscope stéréo avec un grossissement de 6 à 10 x. Maintenir l'embryon en place à l'aide d'une pince fine et pousser l'aiguille d'injection avec une pression constante à travers la chorioine jusqu'au vitellus d'un embryon au stade d'une cellule ou au début du stade de deux cellules, positionner la pointe de l'aiguille dans le vitellus juste sous les blastomères, expulser environ un nanolitre de solution d'injection, puis retirer l'aiguille. Pour chaque construction, nous injectons un nombre supérieur ou égal à 200 embryons. Après l'injection, trier les embryons en éliminant les œufs non fécondés, les embryons endommagés, les échecs d'injection ou les embryons ne contenant pas de rouge de phénol dans les blastomères.Nous incubons ensuite les embryons et le milieu embryonnaire à 28,5 degrés Celsius jusqu'au moment approprié pour les observations. Nous allons maintenant vous montrer quelques résultats représentatifs d'éléments activateurs produisant des patrons spécifiques de tissus d'expression de la GFP dans l'embryon de poisson zèbre. Nous étudions les gènes exprimés dans l'os ou le cartilage pendant.Voici un exemple d'élément amplificateur en amont du gène acan qui régule l'expression dans le cartilage crânio-facial trois jours après la fécondation. Voici un autre amplificateur, provenant cette fois du gène bumper, qui régule l'expression dans les cellules osseuses. À cinq jours, parmi les nombreux amplificateurs que nous avons identifiés, nous observons peu de corrélation entre la position relative par rapport au gène et la régulation de l'expression.Lors du choix des séquences à tester, il est important de se rappeler qu'un enhancer peut se situer à des centaines de kilobases en amont ou en aval d'un gène, ou encore dans l'un des introns, comme on le voit dans cet embryon. Une partie importante des séquences ne semble pas réguler l'expression tissu-spécifique. Celles-ci présentent souvent une fluorescence très faible ou quelques cellules dispersées dans deux sites fréquents d'expression ectopique : l'épiderme et le muscle squelettique.Nous venons de vous montrer comment identifier des éléments enhanceurs potentiels par la conservation de séquence et tester leur fonction grâce à la transgénèse mosaique chez le poisson-zèbre. Lors de cette procédure, il est important d'examiner la qualité de votre ADN et ARN destinés aux injections. Veillez également à examiner attentivement tous vos embryons injectés, en particulier si vous vous attendez à une expression dans un petit groupe de cellules.Voilà, c'est tout. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

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