Name: Array registrazioni Multielectrode dellepitelio Vomeronasal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-03-01T16:25:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Scopri la registrazione con array multielettrodo dell'epitelio vomeronasale del topo. Questo metodo elettrofisiologico utilizza un braccio robotico per stimolare il tessuto isolato e studiare l'attività neuronale sensoriale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Vorremmo ringraziare i membri del Laboratorio Santo. Questo lavoro è stato sostenuto dall&#39;Istituto Nazionale per la Sordità ei disturbi della comunicazione (R01 DC005964 a LA) e NSF IGERT 0.548.890 (HAA). Gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti in conformità con gli Atti del benessere degli animali Stati Uniti e gli Istituti Nazionali di Sanità e le linee guida sono state approvate dalla cura degli animali Washington University e Comitato Usa.

Parte 1. Registrazione Strumentazione elettrica <ol><li> Usiamo una schiera planare multielectrode (ALA Strumenti scientifici) con 10 elettrodi in nitruro di titanio micron piatto isolato con nitruro di silicio. 60 elettrodi sono disposti in due campi formato da una griglia 5x6 con centro a centro distanza di 30 micron. (Altre configurazioni sono possibili; elettrodi con una superficie di registrazione 10 micron di diametro, sono migliori rispetto alle grandi elettrodi in termini di isolare l'attività dei singoli neuroni.) </li><li> I segnali elettrici sono amplificati (amplificazione 1000x) utilizzando un MEA 1060 amplificatore (ALA Strumenti scientifici). I segnali vengono acquisiti a 10 kHz utilizzando una scheda di acquisizione dati (National Instruments) e personalizzati software di acquisizione dati (si può anche acquistare il software commerciale). </li><li> Il tessuto viene tenuto premuto sulla MEA da una maglia di nylon (53 micron), che è collegato a un inserto personalizzata che si adatta perfettamente all'interno dell'anello cultura tubo del MEA. </li></ol> Parte 2. Consegna Strumentazione liquido <ol><li> Il tessuto richiede superfusione continuo, che possiamo garantire, fornendo la soluzione di Ringer (115 cloruro di sodio mm, 5 mm cloruro di potassio, 2 cloruro di calcio mM, 2 cloruro di magnesio mm, 25 bicarbonato di sodio mm, 10 HEPES mM e 10 mM D-(+ )-glucosio) da una pompa HPLC. Gli stimoli sono presentati eseguendo iniezioni in una valvola di HPLC e il passaggio tra flow-through e il ciclo. Sia la pompa HPLC e pompa a siringa del robot di iniezione sono forniti con la soluzione di Ringer. </li><li> Ringer è tenuto in un bagno di acqua riscaldata (Isotemp 105) a 42 ° C durante tutto l'esperimento ed è continuamente bollito con il 95% O 2 / 5% di CO 2. Un fiasco separata di Ringer senza glucosio è preparato per sostenere la pompa a siringa. Ringer viene consegnato al tessuto utilizzando un HPLC 307 pompa (Gilson) ad una velocità di 3 ml / min. In un tipico esperimento di 5-6 ore, 1 litro di soluzione ogni Ringer è sufficiente. </li><li> Tutto l'esperimento, il tessuto è in continuo superfused con 37 ° C la soluzione di Ringer. Una sonda riscaldamento è posizionata direttamente sopra il tessuto. </li><li> Gli stimoli vengono consegnati con il liquido Gilson 215 braccio robotico Handler. Gli stimoli vengono memorizzati in gomma-capped fiale di vetro, e sotto il controllo del software Gilson, il braccio robotico offre gli stimoli alla linea di perfusione, mentre la portata e pressione costanti sono mantenute. </li><li> Lo stato della valvola HPLC (anello impegnato / non impegnati) è rappresentato da una tensione elettrica, che viene registrata dal computer di acquisizione come un canale supplementare per garantire la sincronizzazione con l'attività neuronale. </li></ol> Parte 3. Preparazione della MEA e dispositivo di erogazione Stimolo <ol><li> Prima di eseguire la dissezione, riempire il MEA bene con BSA in dH2O per almeno 5 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Sciacquare la MEA utilizzando warm-bolle Ringer soluzione e posizionare il MEA sul ghiaccio. </li><li> Primo il gestore di liquido e pompe HPLC secondo le istruzioni del produttore. </li></ol> Parte 4. VNO Dissection <ol><li> Prima di eseguire la dissezione, riempire 2 piatti 60x15 millimetri Petri con bollito soluzione di Ringer e posto sul ghiaccio. Anche riempire 2 Sylgard piatti rivestiti Petri della stessa dimensione con la soluzione di Ringer e posto sul ghiaccio. Freddo uno 50mL aggiuntivo di warm-bollito Ringer per l'uso durante la dissezione. </li><li> Il mouse è sacrificato tramite CO 2 asfissia seguita da dislocazione cervicale. </li><li> Fai incisioni bilaterali dal lato della bocca, che corre parallela alla linea della mascella, alla parte posteriore della testa. Partecipa al 2 tagli lungo la parte posteriore del collo e togliere la parte dorsale della testa, lasciando la mascella inferiore attaccato al mouse. </li><li> Utilizzando forbici, tagliare tra il tessuto e ai lati della mascella superiore per separare il tessuto dall'osso. </li><li> Utilizzando # 3 pinze, staccare il tessuto palato per esporre la cavità nasale. </li><li> Utilizzando piccole forbici o un bisturi, tagliare tra e su entrambi i lati della tomaia 2 denti anteriori per liberare la capsula vomeronasale dall'osso. </li><li> Utilizzando # 3 pinze, prendere la capsula vomeronasale dalle ossa piatte e posto nella scatola di Petri sul ghiaccio. I passi attraverso l'immersione deve essere eseguita in meno di 3 minuti. </li><li> Porre la capsula sotto uno stereomicroscopio, illuminata con luce riflessa. Rimuovere la capsula ossea da un VNO alla volta utilizzando # 3 pinze. Usare una mano per stabilizzare la capsula ossea da presa a partire dalla fine caudale e l'altra mano per sbucciare l'osso dalla VNO, facendo attenzione a non danneggiare la VNO. </li><li> Quando l'osso viene rimosso, trasferire il VNO Sylgard ad un piatto rivestito di Petri. Utilizzare il piatto rimanenti per il VNO altri. Passa l'illuminazione a luce trasmessa. </li><li> Utilizzando micro-forbici o pinze # 5, separare il VNO dal vaso sanguigno, tagliando lungo il bordo del VNO. A questo punto sihanno il foglio neurali completamente separato dal vaso sanguigno. </li><li> Posizionare il VNO con l'interno (dendritiche) fino laterali. Utilizzando # 3 pinze, ancora il VNO al Sylgard in un angolo del tessuto. Sbucciate l'epitelio neurale dalla lamina basale con un piccolo frammento di rivestita in teflon lama di rasoio tenuto con una fascetta. Tenendo la lama con un angolo basso (&lt;30 ° rispetto alla superficie del piatto) è il migliore. </li><li> Utilizzando una pipetta di vetro, trasferire il pezzo di epitelio neurale dal piatto alla MEA. Posizionare il VNO sulla parte superiore del campo di elettrodi con il lato alto dendritiche. Rimuovere la soluzione di Ringer in eccesso con una pipetta. Posizionare il supporto del tessuto mesh nel pozzo della matrice per tenere il VNO a posto, e riempire con soluzione di Ringer refrigerata è. </li></ol> Parte 5. Registrazione <ol><li> Posizionare il MEA in un amplificatore 1060 MEA e posizionare la sonda riscaldamento direttamente sopra il tessuto. </li><li> Per confermare il posizionamento corretto della sonda riscaldamento, stimolare con la soluzione di Ringer contenente 50 mM di potassio (sostituito sodio equimolari) per 2 secondi. Regolare il posizionamento di ridurre al minimo la latenza della risposta neurale alla soluzione di potassio. </li><li> Superfuse il tessuto con una soluzione di Ringer riscaldata per 45 minuti a 1 ora prima della registrazione per consentire il tessuto si adatti. </li><li> I segnali elettrici vengono salvati su hard disk utilizzando software personalizzato di registrazione. </li></ol> Parte 6. Analisi dei dati <ol><li> Offline analisi dei dati può essere fatto utilizzando le registrazioni elettrodo prime. Per esempio, si misura la variazione dei tassi di cottura delle cellule registrate in risposta a ligandi particolare. I set di dati risultanti sono grandi e possono essere utilizzate per affrontare molte questioni diverse, la familiarità con un linguaggio di programmazione o di analisi (C, Matlab, R, Python, o simili) è richiesto. </li></ol> Parte 7. Rappresentante Risultati Questa preparazione è in genere abbastanza stabile per registrare da per 6 ore, producendo una grande quantità di dati (6 ore di registrazione da 60 elettrodi). <img src="/files/ftp_upload/1845/1845fig1tmb.jpg" alt="Figura 1" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Un'istantanea di attività simultanee su una metà della matrice è mostrato. La finestra temporale si estende su 400 ms. Si prega di <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1845/1845fig1.jpg">cliccare qui</a> per vedere una versione più grande della figura 1. <img src="/files/ftp_upload/1845/1845fig2tmb.jpg" alt="Figura 2" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. In un tipico esperimento, stimoliamo con particolari composti di interesse per 10 secondi. Questa traccia è un esempio di una risposta a 100 volte l'urina diluita topo femmina. Si prega di <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1845/1845fig2.jpg">cliccare qui</a> per vedere una versione più grande della figura 2.

<ol><li>Dulac, C., Torelo, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+detection+of+pheromone+signals+in+mammals%3A+from+genes+to+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Molecular detection of pheromone signals in mammals: from genes to behaviour.</a> Nat Rev Neurosci. 4, 551-562 (2003).</li>
<li>Holy, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+Vomeronasal+neurons+to+natural+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Responses of Vomeronasal neurons to natural stimuli.</a> Science. 289, 1569-1572 (2000).</li>
<li>Nodari, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sulfated+steroids+as+natural+ligands+of+mouse+pheromone-sensing+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sulfated steroids as natural ligands of mouse pheromone-sensing neurons.</a> J Neurosci. 28, 6407-6418 (2008).</li>
</ol>

Registrazioni serie Multielectrode ci permette la possibilità di monitorare l&#39;attività simultanea di una grande popolazione di neuroni. Questo è un utile strumento per sondare le proprietà di un sistema sensoriale, in particolare il VNO. A differenza del sistema olfattivo principale, il VNO rileva stimoli in fase liquida. Inoltre, il VNO è un tessuto eterogeneo. Ci sono circa 300 tipi diversi di recettori nel topo 1, presumibilmente con profili di risposta diversa. Registrazioni MEA combinato con il bracc...

array registrazioni multielectrode dell&#39;epitelio vomeronasal

Multielectrode Array Recordings of the Vomeronasal Epithelium

Comprensione circuiti neurali richiede metodi per registrare da molti neuroni contemporaneamente. Per<em&gt; In vitro</em&gt; Studi, una tecnologia attualmente disponibile è planare serie multielectrode (MEA) di registrazione. Qui documentare l&#39;uso di MEA per studiare il mouse organo vomeronasale (VNO), che svolge un ruolo essenziale nella rilevazione dei feromoni e segnali sociali attraverso una popolazione diversificata di neuroni sensoriali che esprimono centinaia di tipi di recettori. Combinando la registrazione MEA con un gestore robotica liquido per fornire stimoli chimici, le reazioni sensoriali di una popolazione vasta e diversificata di neuroni possono essere registrati. La preparazione ci permette di rimuovere il neuroepitelio intatta del VNO dal mouse e stimolare con una batteria di sostanze chimiche o di ligandi potenziali monitorando l&#39;attività elettrica dei neuroni per diverse ore. Pertanto, questa tecnica serve come un metodo utile per valutare l&#39;attività legante così come esplorare le proprietà dei neuroni. Vi presentiamo le tecniche necessarie per preparare l&#39;epitelio vomeronasale, registrazione MEA, e la stimolazione chimica.

Multielectrode array (MEA), le registrazioni forniscono un metodo per studiare l&#39;attività elettrica di ampie popolazioni di neuroni. Qui, vi presentiamo i dettagli di una preparazione MEA per registrare dal epitelio del mouse vomeronasale mentre simultaneamente stimola il tessuto.

Array registrazioni Multielectrode dell&#39;epitelio Vomeronasal

La comprensione dei circuiti neurali richiede metodi per registrare l'attività di molti neuroni simultaneamente. Per gli studi in vitro, una tecnologia attualmente disponibile è...

Le matrici planari di microelettrodi vengono utilizzate per effettuare registrazioni dall'organo nasale UL. Il VNO viene rimosso dal topo in modo che l'epitelio neurosensoriale rimanga integro. In primo luogo, la capsula del VNO viene asportata dal topo.Quindi l'epitelio neurosensoriale viene isolato dalla capsula ossea, dai vasi sanguigni e dalla lamina basale. Il tessuto viene posizionato sulla MEA con il lato del pomello dendritico rivolto verso l'alto. Una volta completata questa configurazione, utilizziamo un braccio robotico per somministrare stimoli liquidi al tessuto.Ciao, sono Hannah Arnon del laboratorio di Tim Wholly del Dipartimento di Anatomia e Neurobiologia della Washington University School of Medicine. Sono Cheyenne Fu, anch'io del laboratorio Holy. Oggi vi mostreremo una procedura per la registrazione con array multielettrodo dell'organo vomeronasale.Utilizziamo questa procedura nel nostro laboratorio per studiare le proprietà sensoriali o i neuroni recettoriali nel sistema atorio accessorio. Cominciamo dunque. Le registrazioni elettriche vengono ottenute mediante un'array planare multielettrodo o MEA con elettrodi piatti in nitruro di titanio da 10 micrometri, isolati con nitruro di silicio.60 elettrodi sono disposti in due campi costituiti da una griglia cinque per sei con una distanza centro-centro di 30 micrometri. Utilizzando un amplificatore MEA 10 60, i segnali elettrici vengono amplificati. Sono necessari segnali amplificati 1000 volte a 10 kilohertz.Utilizzando una scheda di acquisizione dati e un software personalizzato per l'acquisizione dati, il tessuto viene mantenuto premuto sull'MEA da una rete di nylon, che è fissata a un inserto personalizzato, il quale si adatta perfettamente all'interno della coltura. Per procedere con l'MEA, ora che abbiamo visto le misurazioni, vediamo come eseguire la dissezione del VNO. Prima di effettuare la dissezione, riempire il pozzetto dell'MEA con albumina sierica bovina o BSA; successivamente, risciacquare l'MEA utilizzando una soluzione di Ringer tiepida e gassata e posizionarlo sul ghiaccio.Per prepararsi alla dissezione, riempire due piastre di Petri da 60 per 15 millimetri con soluzione di Ringer gassata e posizionarle sul ghiaccio. Inoltre, riempire due piastre di Petri rivestite con silicone della stessa dimensione con soluzione di Ringer e posizionarle sul ghiaccio. Raffreddare ulteriori 50 millilitri di Ringer gassato da utilizzare durante la dissezione.Iniziare da un topo sacrificato effettuando incisioni bilaterali partendo dai lati della bocca, parallele alla linea della mascella, fino alla parte posteriore della testa. Unire le due incisioni lungo la nuca e rimuovere la parte dorsale del cranio, lasciando la mandibola inferiore attaccata al topo utilizzando forbici fini. Tagliare tra il tessuto e entrambi i lati dell'osso mascellare superiore per separare il tessuto dall'osso.Successivamente, utilizzare pinzette numero tre per staccare il tessuto del palato, esponendo la cavità nasale mediante un taglio effettuato con piccole forbici o un bisturi tra e su entrambi i lati dei due denti anteriori superiori, al fine di liberare la capsula nasale vulnerabile dall'osso utilizzando pinzette numero tre. Afferrare la capsula nasale vulnerabile dallo strato osseo piatto e posizionarla nella piastra di Petri su ghiaccio. I passaggi precedenti, fino all'immersione del VNO in soluzione fisiologica fredda, devono essere eseguiti in meno di tre minuti.Per prevenire la morte del tessuto, posizionare la piastra sotto un microscopio stereoscopico illuminato con luce riflessa. Utilizzare pinzette di numero tre per rimuovere la capsula ossea da un singolo organo vomeronasale (VNO) alla volta. Utilizzare una mano per stabilizzare la capsula ossea afferrandola dall'estremità caudale e l'altra mano per staccare l'osso dall'VNO, avendo cura di non danneggiare l'VNO.Dopo aver rimosso l'osso, trasferire il v e il o in una piastra di Petri rivestita con carta da sigaro. Utilizzare la piastra rimanente per l'altro VNO. Passare all'illuminazione in luce trasmessa utilizzando forbici microchirurgiche.O pinzetta numero cinque. Separare l'organo vomeronasale dal vaso sanguigno tagliando lungo il margine dell'organo vomeronasale. A questo punto, il foglietto neurale sarà completamente separato dal vaso sanguigno.Posizionare il VNO con il lato interno rivolto verso l'alto utilizzando pinze numero tre. Ancorare il VO alla guardia S in un angolo del tessuto mediante un piccolo frammento di lama da rasoio rivestita in teflon, tenuto con una pinza. Staccare l'epitelio neurale dalla lamina basale mantenendo la lama con un angolo ridotto, inferiore a 30 gradi rispetto alla superficie della piastra.Funziona meglio utilizzando una pipetta di vetro. Trasferire il frammento di epitelio neurale dalla piastra alla MEA, posizionando il VNO sulla parte superiore del campo elettrodico con il lato dendritico rivolto verso l'alto.Rimuovere la soluzione di Ringer in eccesso con una pipetta, quindi posizionare il supporto per tessuti a maglia nel pozzetto dell'array per mantenere il vno in posizione. Riempire il pozzetto con soluzione di Ringer fredda al termine della dissezione. Vediamo come registrare un. Per iniziare una sessione di registrazione, posizionare la MEA in un amplificatore MEA 10 60 e posizionare la sonda riscaldante direttamente sopra il tessuto per verificare il corretto funzionamento del riscaldatore.Posizionare la sonda e stimolare con soluzione di Ringer contenente 50 millimolare di potassio per due secondi. Regolare il posizionamento per minimizzare la latenza della risposta neuronale alla soluzione di potassio. Il tessuto richiede una superfusione continua, ottenuta fornendo soluzione di Ringer da una pompa HPLC.Superfondere il tessuto con soluzione fisiologica riscaldata per 45 minuti fino a un'ora prima della registrazione, per consentire al tessuto di acclimatarsi. Gli stimoli vengono somministrati utilizzando il braccio robotico Gilson due 15 gestore di liquidi. Vengono presentati eseguendo iniezioni in una valvola HPLC e passando tra il flusso diretto e la loop sotto il controllo del software Gilson; il braccio robotico eroga gli stimoli nella linea di perfusione mantenendo costanti la portata e la pressione del flusso.Lo stato della valvola HPLC è rappresentato da una tensione elettrica, che viene registrata dal computer di acquisizione come un canale aggiuntivo. Per garantire la sincronizzazione con l'attività neuronale, i segnali elettrici vengono salvati su disco mediante un software di registrazione personalizzato. Ora vi mostreremo alcuni risultati rappresentativi della registrazione con array multielettrodo del VNO.Questa procedura produce grandi quantità di dati a causa del numero elevato di elettrodi, e il preparato rimane tipicamente stabile per circa sei ore. Di seguito è riportato un esempio di 400 millisecondi di dati provenienti da una metà dell'MEA. Questa procedura è utile per misurare la risposta dei neuroni sensoriali ai ligandi; qui viene mostrata la risposta all'urina di topo femmina diluita 100 volte, registrata da un singolo elettrodo.L'urina è stata somministrata per 10 secondi, come indicato dalla barra nera. Osservare l'aumento dell'attività elettrica dopo la presentazione dello stimolo. Vi abbiamo appena mostrato come eseguire registrazioni con array elettrodi multipli sul VNO del mouse durante questa procedura.È importante ricordare di essere pazienti. Questo è tutto. Grazie per aver guardato e buona fortuna con i vostri esperimenti.

multielectrode-array-recordings-of-the-vomeronasal-epithelium

Research

Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

L'(EOG) è una registrazione electroolfactogram informativo, facile da condurre, e affidabile di valutazione della funzione olfattiva a livello dell'epitelio olfattivo. Questo protocollo descrive una configurazione di registrazione, di preparazione dei tessuti del mouse, raccolta dati e analisi dei dati di base.

Analizzando le risposte di topo neuroni olfattivi sensoriali che utilizzano l&#39;aria in fase di registrazione Electroolfactogram

Un metodo efficace per studiare valanghe neuronale, cioè scala-invarianti spazio-temporale scoppia attività, indicativa delle dinamiche condizioni critiche nella corteccia. Valanghe emergere spontaneamente nello sviluppo di strati superficiali della corteccia cerebrale in coltura che permette di misure a lungo termine delle attività con gli array planare integrata multi-elettrodi (MEA), a condizioni ben controllate.

Multi-array di elettrodi Recordings Valanghe neuronali in Culture organotipica

L'organo vomeronasale (VNO) rileva i segnali chimici intraspecie che veicolano informazioni sociali e riproduttivi. Abbiamo effettuato Ca2 + esperimenti di imaging con topi transgenici che esprimono G-CaMP2 nel tessuto VNO. Questo approccio ci consente di analizzare i modelli di risposta dei neuroni complicato vomeronasale a un gran numero di stimoli feromone.

Le risposte di imaging neuronale in preparazione Fetta di organo vomeronasale Esprimere un sensore di calcio geneticamente codificato

Questo video mostra la registrazione elettrofisiologica dei neuroni sensoriali olfattivi (OSN) nei topi utilizzando una tecnica di patch-clamp perforata. L'epitelio olfattivo, contenente OSN con recettori degli odori marcati con fluorofori, viene isolato da un topo e fissato in una camera di registrazione. Una pipetta di registrazione è fissata alla manopola dendritica di un OSN e la nistatina all'interno della pipetta perfora la membrana per formare la connettività elettrica con la cellula.

Registrazione perforata con patch-clamp dei neuroni sensoriali olfattivi nei topi

Il video del protocollo descrive la creazione di un patch clamp a cellula intera per la registrazione elettrofisiologica dai neuroni sensoriali dell'organo vomeronasale (VNO) nei topi. Una fetta di VNO coronale con neuroni sensoriali marcati in fluorescenza viene collocata in una configurazione di registrazione. Un neurone marcato viene patchato con una pipetta di registrazione in una configurazione di cellula intera per la registrazione elettrofisiologica in risposta a stimoli chimici.

Definizione di un patch clamp a cellula intera per la registrazione elettrofisiologica dai neuroni sensoriali vomeronasali

Dimostriamo variazioni del extracellulare più unità tecnica di registrazione per la caratterizzazione degli odori-risposte evocate nelle prime tre fasi del percorso olfattivo invertebrati. Queste tecniche possono essere facilmente adattati per esaminare l'attività ensemble in altri sistemi neuronali pure.

Multi-unit Metodi di registrazione per caratterizzare l&#39;attività neurale nel Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuiti olfattive

Registrazioni simultanee extracellulari lungo termine provenienti da due diversi neuropiles cerebrali o due diversi tratti anatomici sono stati stabiliti nelle api. Queste registrazioni permettono lo studio di aspetti temporali del trattamento neuronale attraverso diverse aree cerebrali del singolo neurone, così come a livello di complesso in un animale comportarsi.

Registrazioni simultanee a lungo termine in due fasi neuronale Processing in Comportarsi api

L'accessorio bulbo olfattivo mouse (AOB) è stato difficile studiare nel contesto della codifica sensoriale. Qui, dimostriamo una dissezione che produce un vivo preparazione franco in cui i neuroni AOB rimangono funzionalmente collegati agli ingressi periferici, facilitando la ricerca di elaborazione delle informazioni dei feromoni mouse e cairomoni.

Ex Vivo preparati della lampadina vomeronasale Organo e accessori olfattivo intatto

Siamo qui descritto come eseguire multi-elettrodo registrazioni matrice di tessuto corticale epilettica umana. Resezione del tessuto epilettico, preparazione e fetta di array multi-elettrodo di registrazioni di eventi interictali e ictali sono dimostrati in dettaglio.

Multi-elettrodi array registrazioni di umano Epileptic postoperatoria corticale del tessuto

L'analisi delle proprietà fisiologiche dei neuroni sensoriali olfattivi incontra ancora limitazioni tecniche. Qui li registriamo attraverso un patch-clamp perforato in una preparazione intatta dell'epitelio olfattivo in topi geneticamente mirati. Questa tecnica consente la caratterizzazione delle proprietà di membrana e delle risposte a specifici ligandi di neuroni che esprimono recettori olfattivi definiti.

Perforato Patch-clamp registrazione di topo neuroni sensoriali olfattivi In neuroepithelium intatto: Analisi funzionale di neuroni Esprimendo un Identificato odorizzante Receptor

Qui, descriviamo un approccio fisiologico che consente l'identificazione e l'analisi approfondita di una popolazione definita di neuroni sensoriali in fette di tessuto coronale acuto dell'organo vomeronasale del topo utilizzando registrazioni di patch-clamp a cellula intera.

Approfondita fisiologica Analisi di popolazioni di cellule definite nel acuta del tessuto Fette del mouse Vomeronasal Organo

Scopri la registrazione con array multielettrodo dell'epitelio vomeronasale del topo. Questo metodo elettrofisiologico utilizza un braccio robotico per stimolare il tessuto isolato e studiare l'attività neuronale sensoriale.

Array registrazioni Multielectrode dell'epitelio Vomeronasal

Esplora altri video