Name: Incorporare plastica e Sezionamento embrioni di Xenopus laevis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-04-29T00:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 39 s
Description: Impara a preparare sezioni in plastica di embrioni di Xenopus laevis per studi di immunofluorescenza ad alta risoluzione. Questa tecnica preserva la morfologia tissutale e migliora la qualità delle immagini rispetto ai metodi tradizionali.

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Fissazione <ol><li> Trasferimento degli embrioni intero o sezionato in espianti MEMFA o 3,7% FA + PBS in una piccola fiala di vetro scintillazione (cat Fisher # 03-339-25B). Incubare fiala sul nutator a temperatura ambiente, solo per 2 ore, e non di più. Non lasciare l&#39;embrione in FA per più di 2 ore. Più a lungo di incubazione in FA renderà più difficile il tessuto embrionale e determinare una scarsa penetrazione di anticorpi nel processo di rilevamento. </li><li> Aspirare la maggior parte delle FA e aggiungere fissativo Dent fino alla cima del flaconcino (~ 4,5 ml). Capovolgere delicatamente il flaconcino per un paio di volte per lavare gli embrioni a Dent, lo scambio con un altro di 4,5 ml di Dent fresca, e incubare in -20 ° C per almeno 48 ore. Durante la notte non è sufficiente. Questo passo rende gli embrioni più permeabile per l&#39;anticorpo. Gli embrioni possono essere mantenute in questo stato per diverse settimane. </li></ol> Immunofluorescenza <ol><li> Reidratare il campione. Incubare in una serie graduata di metanolo, come segue: <table style="width: 171px; height: 119px;" border="0" cellpadding="3"><tbody><tr><td> 75% MeOH / H 2 O </td><td> 10min </td></tr><tr><td> 50% MeOH / PBS </td><td> 10min </td></tr><tr><td> 25% MeOH / PBS </td><td> 10min </td></tr><tr><td> PBS </td><td> 10min </td></tr><tr><td> PBS </td><td> 10min </td></tr></tbody></table> </li><li> Fai agarosio 1,5% / PBS piastre con 60 millimetri piatti di plastica. Versare PBS in cima alla agarosio dopo è diventato solido. </li><li> Emi-sezionamento degli embrioni: Mettere gli embrioni in un 1,5% di agarosio / PBS piatto. Afferra un embrione con un paio di pinze e tagliare a metà il centro di un embrione con una lama sottile di rasoio. Scegli quelli che sei riuscito a tagliare a metà con un piano di taglio dritto. <img src="/files/ftp_upload/old/188_2008_7_10_3/188_figure-01.jpg" alt="Figura 1" width="591" height="193" /> </li><li> Trasferimento degli embrioni divisa in due in un flaconcino di vetro scintillazione con PBT. Scambio con 4,5 ml di siero di capra 20% + PBT. Incubare a RT per 2 ore su una nutator (blocco). </li><li> Preparare una diluizione appropriata di anticorpi primari in PBT. 0,5 ml di campioni per questo è necessario. Per esempio, ho usato la diluizione 1 / 200 di coniglio anti-C-caderina pab per studiare la localizzazione subcellulare di C-caderina nelle sezioni 5 millimetri di plastica. </li><li> Aspirare la soluzione di saturazione e aggiungere 0,5 ml di anticorpo primario diluito. Mettere le fiale in posizione di stand-up su un supporto tubo di polistirolo. Incubare per una notte a 4 ° C su un nutator. </li><li> Rimuovere l&#39;anticorpo primario diluito (questo anticorpo primario diluito possono essere salvate e riutilizzate nelle prossime 1-2 settimane). Lavare con 4,5 ml di PBT per 4 volte (40-60 minuti) a temperatura ambiente. </li><li> Scambio con 0,5 ml di diluizione 1 / 100 di biotina-anticorpo secondario coniugato in PBT. Incubare per una notte a 4 ° C su un nutator. Coprire le provette con un foglio di alluminio per proteggere dalla luce biotina. </li><li> Da questo punto, occorre prestare attenzione per proteggere il campione dalla luce, cioè, tenere i flaconi sotto qualche coperchio o foglio di alluminio. </li><li> Rimuovere la biotina-anticorpo secondario (questo può essere anche riutilizzato nei prossimi 1-2 settimane). Lavare con o 4,5 ml di PBT per 4 volte (40-60 minuti) a temperatura ambiente. </li><li> Scambio con 0,5 ml di 1 / 200 di diluizione di fluorescenza marcata (FITC, Texas-rosso, ecc) streptavidina in PBT. Incubare per una notte a 4 ° C su un nutator. </li><li> Rimuovere la streptavidina (questo può essere riutilizzato, anche). Lavare con 4,5 ml di PBT per 3 volte (15 - 30 minuti ciascuno) a temperatura ambiente. </li><li> Fissare gli embrioni in 4,5 ml del 3,7% FA + PBS per 30 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Lavare con 4,5 ml di PBS due volte. </li><li> Disidratare il campione. Incubare in una serie graduata di etanolo, come segue: <table style="width: 172px; height: 80px;" border="0"><tbody><tr><td> 30% EtOH / H 2 O </td><td> 10 min </td></tr><tr><td> 50% EtOH / H 2 O </td><td> 10 min </td></tr><tr><td> 75% EtOH / H 2 O </td><td> 10 min </td></tr><tr><td> 100% EtOH </td><td> 10 min </td></tr></tbody></table> </li><li> Il campione può essere conservato in EtOH 100% a 4 ° C con un coperchio per proteggerlo dalla luce. </li></ol> Infiltrazione <ol><li> Fai Technovit 7100 mix infiltrazione. Di solito prendo 15 ml di liquido di base in un tubo da 50 ml conica, aggiungere 150 mg di I e indurente da mescolare a dondolo su un nutator per 15 minuti. Questo mix infiltrazione può essere conservato a 4 ° C per un massimo di un mese. </li><li> Infiltrarsi nel campione con la miscela infiltrazione attraverso lo scambio con una serie graduata di infiltrazione Technovit mix / EtOH combo, come segue: <ol><li> 50% Technovit / EtOH - 1 ora </li><li> Technovit 100% - 1 ora </li><li> Technovit 100% - pernottamento </li></ol></li><li> Il specimen possono essere memorizzati nel mix infiltrazione del 100% fino ad un mese a 4 ° C. Mettere un coperchio sui campioni per proteggerli dalla luce. </li></ol> Incorporare <ol><li> Fai Technovit 7100 mescolare incorporare: Prendere 0.75ml del mix di infiltrazione in un tubo di 1,5 ml e aggiungere 50 ml di indurente II. Mescolare invertendo il tubo diverse volte. </li><li> Utilizzando una pipetta di plastica trasferimento, prendete un campione infiltrati durante la notte in 0,5 ml sottile parete del condotto di PCR. Rimuovere la maggior parte del supernatante. </li><li> Aggiungere 0,25 ml della miscela incorporare fatto al punto 1 di questa sezione, &quot;Incorporamento&quot;, per il campione. Orientare l&#39;embrione diviso in due per fare il piano di dissezione di fronte alla parte inferiore del tubo, spingendo delicatamente con un sordo-punta dell&#39;ago dissezione (in legno con impugnatura ago dissezione). </li><li> Chiudere il coperchio e incubare la provetta in un luogo buio per circa quattro ore per consentire la plastica polimerizza. </li><li> Fai Technovit 3040 mix. Prendere 1 grammo di polvere di una capsula, e aggiungere 0,5 ml di liquido. Immediatamente, mix in polvere e liquido utilizzando un bluetip. Versare sopra la spacimen indurito. Questo giallo Technovit 3040 impedirà l&#39;intero blocco di plastica che esce dal tubo. </li></ol> Sezionamento <ol><li> Pulire Histoknife H con xilene (EtOH spesso non è abbastanza buono) e metterlo sul vostro microtomo. Angolo della lama a circa 45 °. Pulire l&#39;area palco davanti alla lama con xilene, anche perché la pulizia di questa zona è fondamentale per la qualità delle fette sezionato. </li><li> Tagliare il lato del tubo e la buccia di punta off con un coltello di cartone. <img src="/files/ftp_upload/old/188_2008_7_10_5/188_figure-02.jpg" alt="Figura 2" width="818" height="243" /> </li><li> Impostare il campione nel porta mandrino del microtomo. </li><li> Fissare un isolante &quot;Premere-per-seal&quot; silicio su un vetrino per fare una camera di montaggio per le fette sezione. Premere con decisione l&#39;isolatore alla diapositiva sul banco di lavoro pulito e guardare dall&#39;altra parte per assicurarsi che l&#39;isolante sia completamente inserito, senza bolle d&#39;aria. Versare pulite e calde dH 2 O (~ 40 ° C) alla piscina sul vetrino con una pipetta Pasteur, fino al livello in cui si può notare che la superficie dell&#39;acqua diventa piana, concava o convessa non in forma. </li><li> Iniziare a fare fette sezione. Per gli studi di immunofluorescenza, faccio 5 fette sezione mm. Per i campioni di ibridazione in situ, lo spessore delle fette può essere regolato nel range di ~ 3 - 8 mm, a seconda dello scopo e le intensità dei segnali. </li><li> Trasportare le fette sezione dal palco davanti alla lama alla camera di montaggio con acqua, usando un pennello di piccole dimensioni. Tenere il pennello con una fetta in cima alla piscina di acqua e rilascia la fetta fino al mare battendo con un sordo-punta dell&#39;ago dissezione. La fetta si espanderà in una forma circolare non appena colpisce la superficie dell&#39;acqua. </li><li> Quando la maggior parte del territorio delle acque superficiali della camera di montaggio è pieno di fette di sezione, succhiare quasi la metà dell&#39;acqua utilizzando una pipetta Pasteur. Incubare il vetrino in una notte più calda per fare scivolare il campione completamente asciutto. </li><li> Counter-macchia con 1 ml di DAPI (0.1mg/ml in TE) per cinque minuti. Aspirare DAPI e asciugare il campione. </li><li> Rimuovere l&#39;isolante in gomma di silicone dalla diapositiva. Ora le foto possono essere prese del campione. Conservare il campione a 4 ° C, al riparo dalla luce. </li></ol>

Anticorpo primario contro il tuo antigene o tag epitopo: Effettuare una diluizione appropriata in PBT. Biotina coniugato anticorpo secondario: vari fornitori vendono biotina-anticorpi coniugati.

incorporare plastica e sezionamento embrioni di xenopus laevis

Plastic Embedding and Sectioning of Xenopus laevis Embryos

Sezioni di plastica mantenere morfologia vero tessuto in sezioni sottili di tessuto che può essere immunoistochimica con anticorpi secondari fluorescenti, rendendo questo metodo più utile di sezioni in paraffina o congelati per molti tipi di tessuto. Il metodo per la colorazione, di inclusione, e sezionamento è dimostrato in questo video.

Incorporare plastica e Sezionamento embrioni di Xenopus laevis

Ciao, mi chiamo Sochi Ota. Sono un ricercatore postdottorato nel laboratorio del dottor Ken Cho presso il Dipartimento di Biologia dello Sviluppo e Cellulare dell'Università della California, Irvine. Oggi vi mostrerò la preparazione di sezioni semplici di embrione di Xenopus.Questa procedura comprende la biseczione di embrioni di rana allo stadio gassoso avanzato, la colorazione con un anticorpo diretto contro la molecola di interesse, l'infiltrazione in plastica ed il taglio di sezioni di cinque micron in plastica. Questa procedura può essere utilizzata per studiare l'immunofluorescenza, l'immunohistochimica o l'ibridazione in situ con immagini ad altissima risoluzione. Ok, questi sono gli strumenti pratici e di piccole dimensioni che uso per il taglio in plastica di embrioni, per un numero pari o superiore a 10 embrioni.Questa è una pinzetta metallica con punta a delta e questa, numero uno, può essere utilizzata per orientare l'embrione nella plastica. E numero due, può essere utilizzata insieme a questo pennello per trasferire l'embrione dal microtomo alla superficie di montaggio. Questo è un isolante in gomma siliconica, che colloco sulla superficie del vetrino e che crea un me

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Qui mostriamo microiniezione citoplasmatica...

Microiniezione degli ovociti di Xenopus Laevis

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Impara a preparare sezioni in plastica di embrioni di Xenopus laevis per studi di immunofluorescenza ad alta risoluzione. Questa tecnica preserva la morfologia tissutale e migliora la qualità delle immagini rispetto ai metodi tradizionali.

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