Saggio della popolazione laterale: un metodo per isolare la popolazione laterale di cellule tumorali dal pesce zebra

0 visualizzazioni4:31 min • April 30th, 2023

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- Il trattamento chemioterapico per i tumori generalmente si rivolge alle cellule altamente proliferative, lasciando dietro di sé un piccolo sottogruppo della popolazione di cellule staminali, portando alla ricapitolazione del tumore. Queste cellule staminali sono chiamate popolazione laterale. Poiché la popolazione laterale manca di marcatori cellulari specifici, utilizziamo un saggio di efflusso colorante per isolarli da altre cellule tumorali.

Per iniziare, aggiungere il colorante Hoechst alle cellule tumorali isolate del pesce zebra. Hoechst entra nel nucleo e si lega alla regione ricca di A-T nel solco minore del DNA. La popolazione laterale di cellule ha una maggiore concentrazione di trasportatori ABC sulla superficie, portando al rapido efflusso del colorante all'esterno della cellula, mostrando una bassa fluorescenza.

Prendi un'altra fiala di cellule tumorali trattate con Hoesct e aggiungi verapamil. Questa fiala funge da controllo, perché il verapamil blocca i trasportatori ABC causando una riduzione dell'efflusso di hoechst, aumentando quindi la fluorescenza nella popolazione laterale.

Incubare al buio sia la cella di controllo che quella campione. Successivamente, contrasta le cellule colorate con ioduro di propidio che entra esclusivamente nel nucleo delle cellule morte e si intercala tra le basi del DNA, colorando le cellule morte di rosso. Infine, ordina le cellule utilizzando un selezionatore cellulare attivato a fluorescenza. Nel seguente protocollo, isoleremo la popolazione laterale di cellule tumorali dal pesce zebra.

- Prima della colorazione cellulare, diluire il colorante Hoechst in acqua priva di nucleasi per ottenere un milligrammo per millilitro di soluzione di lavoro. Conservare la soluzione preparata coperta con un foglio di alluminio a 4 gradi Celsius, quindi sciogliere 49,1 milligrammi di verapamil in un millilitro di DMSO per ottenere una soluzione inibitrice da 100 micromolari.

Successivamente, preparare il campione aggiungendo FBS/PBS 2,5 microlitri di DMSO, 15 microlitri di un milligrammo per millilitro di colorante Hoechst e 10 alle sei cellule tumorali in una provetta FACS con un volume finale di un millilitro.

Per preparare il controllo, aggiungere FBS/PBS, 2,5 microlitri di verapamil 100 millimolare, 15 microlitri di un milligrammo per millilitro di colorante Hoechst. Aggiungere 10 alle 6 cellule tumorali, con un volume finale di un millilitro.

Incubare il campione e il controllo in un bagno d'acqua a 28 gradi Celsius al buio per 120 minuti. Dopo l'incubazione, posizionare immediatamente le cellule sul ghiaccio e tenerle al buio.

Centrifugare le celle a 300 volte G, 4 gradi Celsius per sei minuti. Quindi rimuovere il surnatante e lavare le cellule con un millilitro di FBS/PBS. Far girare le celle a 300 volte G, 4 gradi Celsius per sei minuti ancora una volta.

Una volta che le cellule sono state pellettate, rimuovere il surnatante e risospendere le cellule in un millilitro di FBS/PBS. Conservare i campioni a 4 gradi Celsius, fino allo smistamento delle cellule. 15 minuti prima della selezione cellulare, aggiungere due microlitri di un milligrammo per millilitro di soluzione madre di ioduro di propidio per ogni millilitro di sospensione cellulare. Quindi, agitare bene i campioni.

Analizzare le sospensioni cellulari T-ALL colorate di zebrafish, utilizzando un selezionatore cellulare attivato dalla fluorescenza. Emozionare i campioni con un laser UV per l'analisi dei coloranti Hoechst e un laser a 488 nanometri per la rilevazione di cellule T-ALL positive allo ioduro di propidio o GFP.

- Potrebbe essere necessario ottimizzare il numero di cellule, la concentrazione del colorante, la temperatura di incubazione e la lunghezza di incubazione per ogni diverso tipo di cellula utilizzata e le modifiche a ciascuna di queste condizioni possono alterare drasticamente i risultati del test.

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Ultimo aggiornamento: 1 agosto 2026