18 aprile 2011
Pseudofracture, un modello riproducibile murino di sterili traumi muscolo-scheletrici, permette per la valutazione di fine periodo risposta immunitaria post-traumatico. Questo articolo descrive l'esecuzione procedurale del modello passo dopo passo, compresa la possibilità di combinazioni modello sperimentale di permesso di studio di traumi multipli.
Quando un osso lungo, come un femore o una tibia, viene fratturato, il muscolo e i tessuti molli danneggiati sono esposti a frammenti ossei danneggiati e al midollo osseo. Questo è seguito da una forte risposta immunitaria per aiutare la riparazione dei tessuti. Un modello per studiare gli effetti di questa esposizione può essere generato prelevando sia i femori che la tibia.
Da un topo donatore. Le ossa vengono frantumate per creare una soluzione ossea, che viene poi iniettata nella coscia ferita di un topo ricevente. Le risposte immunitarie vengono quindi monitorate e le lesioni degli organi remoti vengono valutate per studiare gli effetti a lungo termine del trauma indotto dalla frattura.
Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti di trauma del tessuto periferico, come il modello di frattura bilaterale del femore, è che questo modello, il modello di pseudo frattura, consente la sopravvivenza a lungo termine senza complicazioni di anestesia prolungata o complesse tecniche di fissazione della frattura, e quindi consente lo studio delle risposte immunitarie a lungo termine dopo un trauma. Prima di iniziare la procedura, preparare le seguenti forniture: un secchiello per il ghiaccio, strumenti chirurgici Betadine, emostatici GRE, una pinza per mortaio e pestello, aghi calibro 20, una siringa CC, anestesia PBS e un cono nasale isof al fluoro. Una singola corrispondenza di età e peso dell'eutanasia.
Il topo donatore genico dovrebbe fornire materiale sufficiente per tre riceventi. Fissare il donatore a una tavola di plexiglass, assicurandosi di fissare gli arti inferiori solo sulla punta del piede. Radere accuratamente gli arti inferiori.
Quindi coprirli completamente con Betadine e alcool per la sterilità per rimuovere le ossa lunghe dall'arto inferiore, praticare un'incisione chirurgica nella pelle nella regione inguinale e continuare a tagliare la pelle lungo la lunghezza dell'estremità fino alla caviglia, ritrarre la pelle e sezionarla lontano dalla faccia e dal muscolo sottocutaneo, sia sull'aspetto mediale che su quello laterale. Quindi inserire una lama delle forbici sotto i muscoli che si trovano anteriormente e lateralmente alla tibia. Far scorrere la lama prossimalmente e distalmente per sollevare i muscoli in modo pulito lontano dall'osso sottostante.
Ripeti questa tecnica sul lato inferiore posteriore e mediale della tibia per separare i muscoli sotto la tibia. Uno sforzo aggiuntivo minimo dovrebbe essere usato sul lato posteriore quando si scivola distalmente per far scattare il perone lontano dalla tibia all'estremità prossimale di questi muscoli della gamba. Taglia i tendini il più vicino possibile alle loro inserzioni e ritrai i muscoli distalmente mentre tiri insieme il gruppo muscolare In modo verso il basso, un piccolo strattone rilascerà gli attacchi distali dall'articolazione della caviglia usando le forbici tagliate attraverso l'articolazione della caviglia.
Non staccare la tibia dal femore a questo punto, questa connessione fornisce una leva aggiuntiva che aiuterà nella dissezione del femore dall'articolazione dell'anca. Usa una tecnica simile per il rilascio dei muscoli dal femore. Eseguilo posteriormente e sia medialmente che lateralmente, se necessario.
Tagliare l'attacco distale di questi gruppi muscolari per liberarli dall'articolazione del ginocchio. Estendere l'incisione cutanea secondo necessità per ottenere un'esposizione adeguata e seguire sotto i muscoli. Per sezionare l'estremità del femore dall'articolazione dell'anca, rimuovere il femore e attaccare la tibia dal topo donatore e posizionarli su una garza sterile.
Separare le due ossa all'articolazione del ginocchio semplicemente afferrando ciascun osso in una mano separata e ruotando o ruotando delicatamente le due ossa in direzioni opposte lungo i loro lunghi eventi avversi. Per rimuovere gli attacchi tendinei rimanenti dalle ossa lunghe, avvolgere un pezzo di garza quattro per quattro attorno alla lunghezza dell'osso. Afferrare saldamente e raschiare più volte l'intera lunghezza delle ossa per rimuovere i tessuti rimanenti dalla superficie.
Mettere le ossa raccolte in una provetta sterile da 1,5 millilitri di micro-rifiuto su ghiaccio. Trasportare le ossa del donatore in una cabina di sicurezza biologica accuratamente disinfettata. Per la preparazione della soluzione ossea.
La cappa deve essere preparata con una medicazione da campo sterile, un mortaio e un pestello sterili, un paio di pinze sterili, una provetta sterile da otto millilitri, una pipetta sterile PBSA da un millilitro con i rispettivi puntali per pipette. Un pipettatore da 100 microlitri con le rispettive punte, siringhe da un millilitro e aghi da 20 gauge usando la pinza, trasferisce le ossa nel mortaio e usa il pestello per schiacciare delicatamente le ossa. Pipettare un millilitro di PBS nella malta e continuare a frantumare i frammenti rimanenti con movimenti circolari per garantire la completa sospensione del resus.
Quindi aggiungere un altro millilitro di PBS e continuare a frantumare per creare la soluzione ossea, che dovrebbe avere una tonalità rosa. Versare lentamente la soluzione dalla malta nel tubo da otto millilitri, assicurandosi che rimangano i resti più grandi. Trasferire la soluzione ossea in una siringa da un millilitro.
Con un ago calibro 20, la soluzione ossea dovrebbe rimanere in ghiaccio. Pipettare un microlitro della soluzione ossea su una piastra di congar Mac, distribuendo uniformemente sulla superficie. Incubare la piastra per 24-48 ore per garantire la sterilità.
Iniziare la procedura chirurgica per lesioni dei tessuti molli e iniezione di soluzione ossea valutando la profondità dell'anestesia di un topo anestetizzato penta barbital per punta. Pizzicare. Posiziona il mouse in posizione supina su una tavola di plexiglass e immobilizza l'animale avvolgendo in modo lasco sottili strisce di nastro adesivo attorno alla parte distale di ciascuna estremità usando un tagliacapelli Oscar a cinque con una lama di taglia 40. Radere le regioni addominali, inguinali e delle cosce dell'animale.
Trasferire il mouse nel campo chirurgico sterile. Pulire l'area chirurgica con Betadine. Quindi pulire con alcool per sterilizzarlo.
Posizionare sul mouse un cono nasale contenente un pezzo di garza con un millilitro di fluoro al 99%. Una volta che la respirazione dell'animale inizia a rallentare, rimuovi il cono del naso. Se è necessaria un'ulteriore anestesia in qualsiasi parte della procedura, può essere iniettato ulteriore pentobarbital o somministrato fluoro.
Successivamente, piega una medicazione da campo sterile e drappeggiala sul topo per consentire l'esposizione solo degli arti inferiori e della testa. Questa lesione dei tessuti molli è una lesione bilaterale da schiacciamento degli arti posteriori. Assicurarsi che il mouse sia posizionato con gli arti posteriori leggermente rapiti e ruotati lateralmente.
Questo aiuta nell'accessibilità al muscolo corretto. Raggruppare i flessori del ginocchio per eseguire la lesione da schiacciamento Fissare un grande emostatico di 18 centimetri attorno al punto medio della muscolatura posteriore della coscia lungo il femore con la sua curva convessa rivolta verso il femore. Bloccare l'emostatico al primo scatto solo per 30 secondi.
Inserisci l'ago attraverso la pelle di due o tre millimetri poiché la punta dello smusso tocca appena il femore. Iniettare 0,15 millilitri di soluzione ossea nella muscolatura della coscia schiacciata su ciascun lato. Estrarre l'ago e posizionare rapidamente un dito guantato sterile sul sito di iniezione per fermare qualsiasi riflusso di soluzione ossea fuori dalla ferita.
Tieni premuto questo dito per alcuni secondi. Rimetti il mouse nella gabbia e lascia piena libertà di movimento direttamente quando l'anestesia si attenua. Appropriato. La gestione del dolore deve essere somministrata al risveglio del topo.
Questo schema generale mostra la risposta immunitaria bifasica a seguito di un trauma al punto dell'ora zero. Il trauma è indotto. Questo è seguito da una risposta iperinfiammatoria precoce che può essere vista raggiungere il picco a sei ore e viene misurata attraverso la valutazione dell'infiammazione sistemica e della disfunzione d'organo remota.
La seconda componente della risposta immunitaria post-traumatica è un'immunosoppressione ritardata misurata dalla disfunzione delle cellule immunitarie ed è raffigurata come un minimo di circa 48 ore. Questo è un diagramma rappresentativo della risposta infiammatoria delle citochine nel plasma che si verifica precocemente dopo un trauma ed è un esempio di infiammazione sistemica. La disfunzione degli organi remoti, misurata attraverso il danno epatico, risulta essere elevata in un lasso di tempo simile.
Questo diagramma rappresentativo è un esempio per evidenziare la disfunzione delle cellule immunitarie in ritardo dopo un trauma. Durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di garantire la sterilità e una manipolazione precisa durante l'esperimento. Questo non è un modello di vera frattura o di infezione della ferita.
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Questo articolo presenta un modello murino di trauma muscoloscheletrico sterile noto come pseudofrattura, che facilita la valutazione delle risposte immunitarie post-traumatiche a lungo termine. L'esecuzione procedurale di questo modello è descritta in dettaglio, evidenziando il suo potenziale per combinazioni sperimentali per studiare il trauma multiplo.
The pseudofracture murine model enables reproducible investigation of acute and late-phase immune responses to sterile peripheral tissue trauma, addressing a critical gap in translational trauma research. Its design circumvents the technical and survival limitations of traditional fracture models, supporting long-term mechanistic studies relevant to immunologic de-risking and target validation. This model is positioned to inform early discovery and preclinical evaluation of immunomodulatory strategies in trauma and tissue repair portfolios.
This model bridges early discovery and preclinical research by enabling hypothesis-driven testing of immune responses to trauma and supporting downstream biomarker and therapeutic validation.