Name: Colture cellulari primarie da Drosophila Gastrula embrioni (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-28T17:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 55 s
Description: Scopri come preparare colture cellulari primarie da embrioni di Drosophila per studi di RNAi e imaging cellulare. Questo metodo consente analisi funzionali accurate in biologia cellulare e molecolare.

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JB è stato sostenuto dal Damon Runyon Cancer Research Foundation Fellowship DRG-1716-02. JZ è stato sostenuto da NIH / NIGMS Fellowship GM082174 F32-02. NP è un investigatore del Howard Hughes Medical Institute.

1. Preparazione di gabbie volare <ol><li> Crescono Drosophila (ceppi wild-type come Rimini-R o qualsiasi genotipo) in contenitori utili come 32-oz tazze insetti. </li><li> Trasferimento di nuova eclosed vola a grandi embrio-raccolta gabbie o gabbie volare popolazione. </li><li> Spostare le gabbie in una stanza con una temperatura di circa 25 ° C e umidità ~ 65% in una luce di 12 ore e una scura 12-h ciclo per facilitare la raccolta di embrioni sincrono. </li><li> Mantenere le mosche nelle gabbie somministrando loro uccisi pasta lieviti striato su piatti melassa. Cambiare le piastre melassa (con pasta di lievito uccisi) una volta al giorno per 2-3 d. </li></ol> 2. Raccolta di embrioni sincrono <ol><li> Il giorno del primario a cellule preparazione, alimentazione le mosche wth piastre rivestite con lievito fresco ucciso pasta per un 1-2 ore di pre-laici periodo. </li><li> Poco prima della 12-h ciclo scuro, sostituire le piastre pre laici con piastre di melassa fresca striato di una minima quantità di pasta di lievito. Eliminare la raccolta di pre laici, che contiene asincrono embrioni più vecchi. </li><li> Raccogliere gli embrioni per un periodo di 1-2 h. </li><li> Rimuovere le placche contenenti la popolazione relativamente sincrona degli embrioni e conservare a 25 ° C per 5-6 h. Embrioni saranno in fase avanzata gastrula in questo momento. </li></ol> 3. Raccolta e lavaggio di embrioni <ol><li> Allentare gli embrioni dalle piastre con un pennello bagnato e risciacquare abbondantemente con acqua corrente tiepida attraverso una serie di setacci impilati, in modo che gli embrioni raccolgono nel setaccio di maglia più in basso. Sciacquare per pochi minuti per rimuovere il lievito molto e detriti volare il più possibile. </li><li> Suggerimento i setacci in modo che gli embrioni si accumulano da una parte, e delicatamente lavare al setaccio in un cesto dechorionation. </li><li> Spostarsi nell'area cappuccio tessuto culturale senza lasciare che gli embrioni asciugarsi. </li></ol> 4. Omogeneizzazione di embrioni e di cellule placcatura <ol><li> Sterilizzare e dechorionate gli embrioni immergendole nel 50% (vol / vol) candeggina per 5-10 min. Risciacquare gli embrioni dal muro del paniere con il 70% (vol / vol) etanolo. In alternativa, lavare via la candeggina embrioni con acqua distillata prima del trattamento etanolo. Da questo punto in poi gli embrioni devono essere manipolati in condizioni sterili e nel cappuccio coltura di tessuti. </li><li> Sciacquare gli embrioni a fondo per rimuovere la candeggina e / o etanolo in autoclave con acqua distillata. </li><li> Durante la fase dechorionation, riempire un omogeneizzatore Dounce con il volume appropriato di medio M3 temperatura ambiente in base alla quantità di embrioni. Il rapporto tra il volume degli embrioni e quella dei mezzi di comunicazione non deve essere più embrioni di 0,5 ml: 40 ml media (o ~ 100-200 embrioni / ml). </li><li> Mettere gli embrioni risciacquati in un bicchiere sterilizzato con la quantità di M3 mezzi sufficienti per immergere gli embrioni. Lasciate che gli embrioni ammollo per 2-5 min. </li><li> Smontare il cestello dechorionation e macchia la maglia Nitex asciugare con salviette di carta sterilizzati. </li><li> Trasferire gli embrioni in omogeneizzatore con un pennello sterilizzati. </li><li> Omogeneizzare delicatamente con corse brevi utilizzando un pestello sciolto senza raggiungere il fondo del tubo fino a che tutti gli embrioni sono sospesi. Allora gentilmente, ma fermamente, omogeneizzare con otto colpi di piena. Non torcere il pestello come si muove su e giù. </li><li> Trasferire l'omogeneizzato in una sterile da 50 ml provetta da centrifuga conica sia versando o pipettaggio, e il tappo del tubo. </li><li> Centrifugare per 10 min a 40 g, temperatura ambiente per far sedimentare i detriti dei tessuti, ciuffi a grandi cellule e membrane vitellino. Trasferire il surnatante contenente le cellule e il tuorlo in una provetta pulita e ripetere la fase di centrifugazione per 5 minuti. </li><li> Con attenzione trasferire il sopranatante versando o pipettaggio in una provetta pulita e spin per 10 minuti a 360g, temperatura ambiente per agglomerare le cellule. Scartare il surnatante. Risospendere il pellet cellulare in 10 ml di terreno di coltura (mezzo privo di siero per esperimenti di RNAi). </li><li> Conte cellule vitali mediante un emocitometro per stimare la densità cellulare. Nel frattempo, ripetere il passaggio 4,10 per agglomerare le cellule. </li><li> Risospendere le cellule ad una concentrazione desiderata. Per iniziare, prova una gamma di 1 ~ 5 x10 6 cellule / ml e la piastra presso 1,7-2,5 x 10 5 cellule / cm 2. </li></ol> 5. Primario a cellule RNAi per le cellule coltivate su una piastra da 384 pozzetti <ol><li> Dispensare 5 ml di dsRNAs in tutti i pozzetti ad una concentrazione finale di circa 250 ng per pozzetto in una piastra da 384 pozzetti. </li><li> Utilizzare una pipetta multicanale, dispensare 10 ml (1 ~ 4x106 cellule / ml) di pile per bene in un mezzo privo di siero in una M3 384 pozzetti contenenti un dsRNA diverso in ogni pozzetto. In alternativa, le cellule possono essere coltivate su vetrini da 8 pozzetti camera per l'imaging confocale. </li><li> Centrifugare le piastre per 1 minuto a 300g, temperatura ambiente. Coltivare le cellule in mezzo privo di siero a 25 ° C per 22 h oppure a 18 ° C per 1-2 d. </li><li> Aggiungere 30 ml di siero contenenti terreno di coltura in ciascun pozzetto. </li> Centrifugare le piastre per 1 minuto a 300g, temperatura ambiente. <li> Posizionare le piastre in camera umida e la cultura delle cellule primarie per altri 5 ~ 7 gg a 25 ° C. </li><li> Immagine le cellule dal vivo o dopo la colorazione di immunofluorescenza. </li></ol> 6. Rappresentante dei risultati: In condizioni ottimali, le cellule in cultura un aspetto sano con una morfologia rotonda. La cultura avrà poco detriti cellulari, e confluenti di 50 ~ 80% dopo la placcatura iniziale. Queste cellule subirà cambiamenti morfologici dopo essere stata colta per un lungo periodo di tempo. Di solito ci vogliono circa 5-8 giorni per le cellule in coltura di essere pienamente differenziate a 25 ° C. Culture di buona qualità primarie sono generalmente giudicati da come le cellule d'interesse sono differenziati in coltura. Per esempio, cellule muscolari primarie hanno spesso un ramo-come morfologia e diventare miotubi multinucleate con banda simile a miofibrille costituito da una serie di sarcomeri. Miotubi completamente differenziate di solito spontaneamente muoversi nella cultura. Al contrario, differenziato neuroni primari costituiscono cluster con i loro corpi cellulari, e connettersi con altri gruppi con i loro cavi assone. <img src="/files/ftp_upload/2215/2215fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Cellule primarie subiscono alterazioni morfologiche dopo essere stato placcato nella cultura (A) Una immagine in campo chiaro di pile a destra dopo essere stato placcato in un pozzetto di una piastra da 384 pozzetti. La maggior parte delle cellule sono rotondi e intatti e ben separati. (B) Un campo immagine luminosa di colture cellulari primarie 20 ore dopo placcatura. Cellule primarie già costituiscono cluster (grande punta di freccia) e muscoli con un ramo di tipo morfologico (freccia lunga) può essere riconosciuta in questa fase. (C) Un contrasto di fase immagine della cultura primaria 5 giorni dopo placcatura. La cultura sembra molto più avanzata, con estensioni neuronali (frecce piccole), ammassi neuronale (punte di freccia grande) e dei muscoli (medie freccia). <img src="/files/ftp_upload/2215/2215fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Esempi di pile trattate con dsRNAs colta in una piastra da 384 pozzetti Cellule primarie sono state isolate dal embrioni aventi Dmef2-GAL4, D42-GAL4, UAS-mito-GFP transgeni, in cui Dmef2-GAL4 e D42-GAL4 espressione dell'unità mito-GFP nei muscoli e neuroni motori, rispettivamente. Le cellule sono state trattate con dsRNAs targeting per lacZ (CA) o gonfiato (se) (DF). Entrambi i muscoli primari e neuroni può essere visto da GFP (A, C, D, F). Le frecce bianche indicano le estensioni neuronali. Colorazione falloidina di actina (punte di freccia) rivela un ramo-come la struttura del muscolo nella cultura trattati con lacZ dsRNAs (B e C), ma retata morfologia muscolare nella cultura trattati con se dsRNAs (E e F). Nelle immagini fuse (C, F), i muscoli sono macchiate di giallo, rosso, ma i neuroni negativi spettacoli e le loro estensioni (frecce bianche). <img src="/files/ftp_upload/2215/2215fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Microscopio confocale dei muscoli primari coltivati ​​su diapositive copertina umano vitronectina rivestita di vetro Muscoli primari erano immunofluorescently colorati con anti-Drosophila Titin (KZ) (rosso in unione) e con falloidina di actina (verde nell'unione). I pannelli superiori sono le wild-type di controllo dei muscoli e quelle in basso sono i sals (CG31374) muscolo RNAi con sarcomeri accorciato.

<ol><li>Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Laboratory+culture+of+Drosophila%22">Laboratory culture of Drosophila</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. 588-599 (1999).</li>
<li>Bai, J., Hartwig, J. H., Perrimon, N. S. A. L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((a+WH2-domain-containing+protein%2C+promotes+sarcomeric+actin+filament+elongation+from+pointed+ends+during+Drosophila+muscle+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">a WH2-domain-containing protein, promotes sarcomeric actin filament elongation from pointed ends during Drosophila muscle growth.</a> Dev. Cell. 13, 828-842 (2007).</li>
<li>Bai, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+interference+screening+in+Drosophila+primary+cells+for+genes+involved+in+muscle+assembly+and+maintenance+%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">RNA interference screening in Drosophila primary cells for genes involved in muscle assembly and maintenance .</a> Development. 135, 1439-1449 (2008).</li>
<li>Sepp, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+neural+outgrowth+genes+using+genome-wide+RNAi%5BTitle%5D)+AND+%22PloS.+Genet%22%5BJournal%5D)">Identification of neural outgrowth genes using genome-wide RNAi.</a> PloS. Genet. 4, e1000111-e1000111 (2008).</li>
<li>Donady, J. J., Fyrberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+culturing+of+Drosophila+embryonic+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22TCA+Manual%22%5BJournal%5D)">Mass culturing of Drosophila embryonic cells in vitro.</a> TCA Manual. 3, 685-687 (1977).</li>
<li>Seecof, R. L., Alleaume, N., Teplitz, R. L., Gerson, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+neurons+and+myocytes+in+cell+cultures+made+from+Drosophila+gastrulae%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Differentiation of neurons and myocytes in cell cultures made from Drosophila gastrulae.</a> Exp. Cell Res. 69, 161-173 (1971).</li>
<li>Bai, J., Sepp, K. J., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+of+Drosophila+primary+cells+dissociated+from+gastrula+embryos+and+their+use+in+RNAi+screening%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Culture of Drosophila primary cells dissociated from gastrula embryos and their use in RNAi screening.</a> Nature Protocols. 4, 1502-1512 (2009).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Il modello di sviluppo di colture primarie di cellule di Drosophila può variare notevolmente, probabilmente a causa delle diverse variabili durante il processo di preparazione delle cellule primarie. Prima di tutto, vola per la posa delle uova devono essere giovani (entro una settimana di vita) e sano (privo di infezione virale o batterica). Embrioni non fecondati o infette devono essere evitati, in quanto sono inutili e le cellule derivate da questi embrioni non possono differenziare e potrà sopravvivere solo ...

<table><tbody><tr><td>Mezzo M3 di Shields e Sang</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3652</td><td></td></tr><tr><td>Serum bovino fetale</td><td>JRH Biosciences</td><td>12103-500M</td><td></td></tr><tr><td>Insulina da pancreas bovino</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I-6634</td><td></td></tr><tr><td>Gabbie grandi per il prelievo di embrioni</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-101</td><td></td></tr><tr><td>Setaccio standard USA #25</td><td>VWR international</td><td>57334-454</td><td></td></tr><tr><td>Setaccio standard USA #45</td><td>VWR international</td><td>57334-462</td><td></td></tr><tr><td>Setaccio standard USA #120</td><td>VWR international</td><td>57334-474</td><td></td></tr><tr><td>Macina tessuti Dounce, Wheaton 7 mL</td><td>VWR international</td><td>62400-620</td><td></td></tr><tr><td>Macina tessuti Dounce, Kontes 40 mL</td><td>VWR international</td><td>KT885300-0040</td><td></td></tr><tr><td>Macina tessuti Dounce, Kontes 40 mL</td><td>VWR international</td><td>KT885300-0100</td><td></td></tr><tr><td>Piastra Costar a 384 pozzetti</td><td>VWR international</td><td>29444-078</td><td></td></tr><tr><td>Coprioggetti con camere Lab-Tek II</td><td>Fisher Scientific</td><td>171080</td><td></td></tr></tbody></table>

colture cellulari primarie da drosophila gastrula embrioni

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

Qui si descrive un metodo per la preparazione e la coltura di cellule primarie dissociato da embrioni di Drosophila gastrula. In breve, una grande quantità di embrioni in scena dalle mosche giovani e sani sono raccolti, sterilizzati, e poi fisicamente dissociato in una sospensione singola cella utilizzando un omogeneizzatore di vetro. Dopo essere stato placcato su piastre di coltura o le diapositive da camera alla densità adeguata nel terreno di coltura, queste cellule possono ulteriormente differenziarsi in diversi tipi di cellule-morfologicamente distinte, che possono essere identificati dal loro marker cellulari specifici. Inoltre, vi presentiamo le condizioni per il trattamento di queste cellule a doppia elica (ds) RNA a suscitare knockdown gene. RNAi in cellule di Drosophila efficiente primaria si ottiene semplicemente fare il bagno le cellule in dsRNA contenenti terreno di coltura. La capacità di effettuare efficaci perturbazione RNAi, insieme ad altri molecolare, biochimica, analisi di imaging cellulare, permetterà una serie di domande a cui rispondere in cellule di Drosophila primarie, in particolare quelli relativi alla muscolari differenziate e cellule neuronali.

Forniamo un protocollo dettagliato per la preparazione di cellule primarie dissociata dalla<em&gt; Drosophil</em&gt; Un embrioni. La possibilità di effettuare la perturbazione efficace RNAi, insieme ad altri metodi di imaging molecolare, biochimici e cellulari che permette ad una serie di questioni da affrontare in<em&gt; Drosophila</em&gt; Cellule primarie.

Colture cellulari primarie da Drosophila Gastrula embrioni

Descriviamo qui un metodo per la preparazione e la coltura di cellule primarie dissociate da embrioni di Drosophila allo stadio di gastrula. In sintesi, una grande quantità di embrioni stadia...

L'obiettivo generale di questa procedura è mostrare come preparare cellule primarie dissociate da embrioni di drosophila per analisi di RNAi e di imaging cellulare. Questo viene ottenuto preparando innanzitutto gabbie per moscerini. Successivamente, vengono raccolti embrioni sincronizzati, lavati e omogeneizzati per dissociare le cellule.Le cellule primarie vengono quindi seminate e trasfettate con costrutti di RNAi. In definitiva, i risultati possono essere ottenuti mediante microscopia a immunofluorescenza, che mostra gli effetti dell'RNAi su cellule primarie differenziate. Il mio nome è Namo.Sono un professore del Dipartimento di Genetica della Harvard Medical School e un ricercatore dell'Overuse Medical Institute. Oggi io, Jonathan, un ricercatore del laboratorio nonché ex borsista del laboratorio, vi illustreremo la tecnica per generare cellule primarie da oph gas o embrioni. Questa tecnica è importante per un certo numero di applicazioni in biologia cellulare e nello sviluppo, e in particolare, come Janu ha dimostrato alcuni anni fa, la metodologia può essere utilizzata per analisi genomiche su larga scala con intelligenza artificiale in cellule muscolari primarie.Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come l'analisi di linee cellulari immortali stabilizzate, è che la coltura primaria di cellule riflette in modo più accurato la biologia dell'organismo. In generale, coloro che si approcciano a questo metodo potrebbero incontrare difficoltà, poiché diversi passaggi non possono essere appresi semplicemente leggendo il protocollo. Per preparare la pasta di lievito ucciso, macinare innanzitutto i granuli di lievito vivo in una polvere fine utilizzando un macinacaffè, quindi trasferirli in un becher e sterilizzare in autoclave mediante un ciclo a secco di 20 minuti. Immediatamente dopo l'autoclavatura.Aggiungere acqua calda sterile al lievito fino a ottenere una pasta con la consistenza del dentifricio. Per preparare cellule primarie dissociate da embrioni di moscerino, coltivare un ceppo selvatico di Drosophila, come Oregon R, in nuove bottiglie per moscerini, quindi trasferire le mosche appena emerse (ELOs) in gabbie di raccolta di grandi dimensioni o in gabbie per popolazioni di moscerini. Successivamente, per facilitare la raccolta di embrioni sincronizzati, spostare le gabbie in una stanza a circa 25 gradi Celsius e 65% di umidità, con un ciclo luce-buio di 12 ore, e nutrire le mosche con cibo ucciso.Pasta di lievito stesa su piastre di melassa. Sostituire le piastre di cibo una volta al giorno per due o tre giorni. Nel giorno della preparazione delle cellule primarie, nutrire le mosche con piastre fresche per un periodo pre-ovodeposizione della durata di una o due ore.Poco prima del ciclo scuro di 12 ore, sostituire le piastre pre-ovodeposizione con piastre fresche contenenti melassa. Streakare con una quantità minima di pasta di lievito. Scartare la raccolta pre-ovodeposizione, che contiene embrioni asincroni più vecchi.Raccogliere gli embrioni per un periodo di uno a due ore. Rimuovere le piastre contenenti la popolazione relativamente sincrona di embrioni e conservarle a 25 gradi Celsius per cinque a sei ore. A questo punto, gli embrioni saranno allo stadio gastrula avanzato, pronto per la raccolta.Dopo un'incubazione di cinque-sei ore, utilizzare un pennello umido per staccarli dalle piastre. Successivamente, posizionarli in un set di setacci sovrapposti e risciacquare accuratamente per rimuovere la maggior quantità possibile di lievito e detriti di moscerini. Lasciare che gli embrioni si accumulino nel setaccio inferiore.Inclinare il setaccio in modo che gli embrioni si accumulino su un lato e lavarli delicatamente dal setaccio in un cestino per decorazioni. Successivamente, sterilizzare e ricoprire gli embrioni immergendoli in una soluzione di candeggina al 50% volume su volume per cinque-dieci minuti mentre gli embrioni incubano.Riempire fino all'omogeneizzatore con temperatura ambiente. M tre mezzi per raggiungere un volume non superiore a 0,5 millilitri di embrioni per 40 millilitri di mezzo. Quindi risciacquare gli embrioni dalla parete del cestello con etanolo al 70% volume su volume.Utilizzando acqua distillata sterilizzata in autoclave, risciacquare accuratamente gli embrioni per rimuovere la candeggina e/o l'etanolo. Successivamente, immergere gli embrioni risciacquati nel mezzo M three. In un becher sterilizzato, lasciare in ammollo l'embrione per due-cinque minuti mentre gli embrioni incubano; smontare il cestello per la decorticazione e asciugare delicatamente la maglia NYX con tovaglioli di carta sterilizzati.Dopo che gli embrioni hanno riposato nel mezzo M3, trasferirli nel disomogeneizzatore con un pennello sterilizzato, disomogeneizzare delicatamente con movimenti brevi utilizzando un pestello allentato ed evitare di spingere fino al fondo del tubo; quando tutti gli embrioni sono sospesi, disomogeneizzare con decisione ma con delicatezza mediante otto movimenti completi. Non ruotare il pestello mentre si muove verso l'alto e verso il basso. Trasferire l'omogenato in un tubo conico sterile da 50 millilitri per centrifuga, versando o pipettando, quindi chiudere il tubo e centrifugare per 10 minuti a 40 g a temperatura ambiente per formare un pellet dei detriti tissutali, degli aggregati cellulari più grandi e delle membrane cellulari.Trasferire il surnatante contenente le cellule e il tuorlo in un tubo pulito e ripetere la centrifugazione per cinque minuti. Successivamente, trasferire con attenzione il sopernatante versandolo o pipettandolo in un tubo pulito e centrifugare per 10 minuti a 360 G a temperatura ambiente per ottenere il pellet cellulare, quindi eliminare il sopernatante. Risospendere il pellet cellulare in 10 millilitri di mezzo di coltura privo di siero per esperimenti di RNAi.Per stimare la densità cellulare, contare le cellule vitali utilizzando un emocitometro. Successivamente, centrifugare le cellule a 360 GS stg. Ri-sospendere le cellule in mezzo M three privo di siero a una concentrazione da uno a cinque volte 10 alla sesta cellule per millilitro e seminare da 1,7 a 2,5 volte 10 alla quinta cellule per centimetro quadrato in ciascun pozzetto di una piastra 384.Distribuire in una piastra a pozzetti 5 microlitri di RNA a doppio filamento ad una concentrazione finale di circa 250 nanogrammi per pozzetto. Utilizzando una pipetta multicanale, distribuire 10 microlitri di una sospensione di cellule primarie con concentrazione da uno a quattro per 10 alla sesta cellule per millilitro in mezzo M3 privo di siero in ciascun pozzetto di una piastra a 384 pozzetti. In alternativa, le cellule possono essere coltivate su slide in vetro a otto camere per l'analisi confocale.Centrifugare le piastre per un minuto a 300 G a temperatura ambiente. Incubare le piastre a 25 gradi Celsius per 22 ore oppure a 18 gradi Celsius per uno o due giorni. Aggiungere ulteriori 30 microlitri di siero contenente mezzo di coltura M three per ogni campione.Centrifugare bene le piastre per un minuto a 300 G a temperatura ambiente. Incubare le cellule primarie per ulteriori cinque o sette giorni a 25 gradi Celsius in una camera umidificata. Infine, acquisire le immagini delle cellule in vivo o dopo colorazione mediante immunofluorescenza.In condizioni ottimali, le cellule e la coltura appariranno sane. Con una morfologia rotonda, la coltura presenterà pochi detriti cellulari e sarà confluenti dal 50 all'80%. Dopo la semina iniziale, le cellule subiranno cambiamenti morfologici e si differenzieranno completamente dopo circa cinque-otto giorni di coltura a 25 gradi Celsius; questa immagine in campo chiaro mostra un esempio di cellule primarie subito dopo la semina.La maggior parte delle cellule è rotonda, integra e ben separata 20 ore dopo la semina. Le cellule primarie formano già aggregati e si possono riconoscere muscoli con una morfologia ramificata a questo stadio. In questa fase, le immagini al contrasto di cellule primarie coltivate per cinque giorni appaiono molto più evolute, con estensioni neuronali, aggregati neuronali e muscoli.In questi esempi, le cellule primarie sono state isolate da embrioni portatori dei transgeni DMF two GAL four D 42 G four e UAS mito GFP, nei quali DMF two G four e D 42 G four inducono l'espressione di MIT GFP rispettivamente nei muscoli e nei neuroni motori; le cellule sono state trattate con RNA a doppio filamento mirati a LA C o a inflated. Questa immagine di fluorescenza mostra sia muscoli primari differenziati che neuroni che esprimono GFP nella coltura transfettata con RNA a doppio filamento di controllo mirati a LA C; la freccia bianca indica le estensioni neuronali, mentre la testa della freccia indica una struttura muscolare ramificata. Quando il muscolo differenziato viene colorato con Phin, oltre la metà dei muscoli presenta una struttura ramificata, mentre il resto mostra una morfologia arrotondata.Nell'immagine sovrapposta, i muscoli sono colorati di giallo e le strutture neuronali sono colorate di verde. Questa immagine di fluorescenza mostra sia muscoli primari differenziati che neuroni che esprimono GFP nella coltura contenente RNA a doppio filamento mirati a inflated o se la freccia bianca indica le estensioni neuronali mentre la punta della freccia indica il muscolo quando visualizzato con colorazione phin. A differenza dei controlli di tipo selvatico che presentano alcuni muscoli con aspetto ramificato, tutti i muscoli in questa immagine sovrapposta sono arrotondati; i muscoli sono colorati di giallo mentre le strutture neuronali sono in verde.Si noti che in questa coltura trattata con RNA a doppio filamento è possibile osservare soltanto una morfologia muscolare arrotondata. Mentre le estensioni neuronali appaiono simili a quelle dei controlli di tipo selvaggio, queste immagini mostrano cellule muscolari primarie marcate con fluorescenza mediante anticorpi anti-titan di drosophila in rosso e Phin che etichetta l'actina in verde. Questi pannelli mostrano il muscolo di controllo di tipo selvaggio e rappresentano cellule muscolari trattate con RNAi, che si sono sviluppate in muscoli con sarcomeri accorciati.Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante ricordare di seguire costantemente il protocollo per ottenere risultati confrontabili tra i diversi esperimenti. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere completata in due o quattro ore se eseguita correttamente.

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Scongelamento, coltura e Cryopreserving linee di cellule di Drosophila

Presentato qui è un protocollo per microiniettare e contemporaneamente immaginire più embrioni di Drosophila durante lo sviluppo embrionale utilizzando un imager a base di piastre e ad alto contenuto.

Preparazione e microiniezione dell'embrione Drosophila per microscopia a cellule vive eseguita utilizzando un analizzatore automatizzato ad alto contenuto

Qui, forniamo un protocollo di dissezione necessario per l'immagine dal vivo della gonade maschio drosophila embrionale tardiva . Questo protocollo consentirà l'osservazione di processi cellulari dinamici in condizioni normali o dopo manipolazione transgenica o farmacologica.

Dissezione e Live-Imaging della Drosophila Gonad embrionale tardiva

È altamente auspicabile un metodo di conservazione a lungo termine per i ceppi di Drosophila come alternativa al frequente trasferimento di mosche adulte in fiale di cibo fresco. Questo protocollo descrive la crioconservazione delle cellule germinali primordiali di Drosophila e la rinascita del ceppo attraverso il loro trapianto in embrioni ospiti agametici.

Crioconservazione delle cellule germinali primordiali e rinascita dei ceppi di Drosophila

Scopri come preparare colture cellulari primarie da embrioni di Drosophila per studi di RNAi e imaging cellulare. Questo metodo consente analisi funzionali accurate in biologia cellulare e molecolare.

Colture cellulari primarie da Drosophila Gastrula embrioni

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