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Prendi una coltura di E. coli .
Diluire la coltura in terreno fresco e incubarla per favorire la divisione batterica.
Successivamente, diluire la coltura in un terreno contenente un inibitore della divisione batterica e incubare.
I batteri continuano a crescere senza dividersi, formando filamenti allungati.
Trasferire la coltura in una provetta nuova, quindi centrifugare per pellettare i filamenti e rimuovere il surnatante.
Lavare il pellet con uno stabilizzatore osmotico per evitare la lisi degli sferoplasti. Rimuovere la soluzione.
Aggiungere tampone, lisozima, DNasi e un agente chelante in sequenza. Incubare.
L'agente chelante destabilizza la membrana esterna del filamento.
Il lisozima degrada lo strato esposto di peptidoglicano, causando la perdita di forma dei filamenti e la formazione di strutture sferiche chiamate sferoplasti.
Inoltre, la DNasi degrada il DNA contaminante rilasciato dai filamenti danneggiati.
Aggiungere nuovamente lo stabilizzatore osmotico, mescolare e incubare.
Trasferire la sospensione in una provetta contenente tampone e centrifuga.
Rimuovere il surnatante in eccesso e risospendere gli sferoplasti in tampone per l'analisi a valle.
Per impostare una coltura notturna, utilizzare una punta per micropipetta sterile per trasferire una singola colonia batterica da una piastra di coltura di agar solida a una provetta di coltura da 14 millilitri, contenente da due a tre millilitri di brodo di soia tripticasi al tre percento, TSB, per un'incubazione da 16 a 21 ore a 37 gradi Celsius con agitazione. Per preparare gli sferoplasti di E. coli Gram-negativi, diluire la coltura notturna in un rapporto da uno a 100 e 25 millilitri di TSB in un pallone da 250 millilitri e rimettere i batteri nell'incubatore agitatore per altre 2,5 ore. Quando la soluzione ha raggiunto una densità ottica da 0,5 a 0,8 a 600 nanometri, diluire la coltura in un rapporto di uno a dieci in TSB fresco in un nuovo pallone da 250 millilitri per una seconda incubazione di 2,5 ore con una concentrazione efficace finale di 60 microgrammi per millilitro di cefalexina.
Per produrre filamenti a singola cellula di circa 50-150 micrometri di lunghezza, visualizzati al microscopio ottico con un ingrandimento di 1000x. Centrifugare la soluzione batterica per raccogliere i filamenti e travasare il surnatante. Lavare i filamenti con l'aggiunta delicata di un millilitro di saccarosio 0,8 molare, facendo attenzione a non disturbare il pellet.
Dopo un minuto, scartare il surnatante senza disturbare il pellet e aggiungere ai filamenti i reagenti indicati nel loro rispettivo ordine. Dopo dieci minuti a temperatura ambiente, aggiungere gradualmente un millilitro di soluzione A nell'arco di un minuto, agitando delicatamente la soluzione a mano. Incubare la soluzione per quattro minuti a temperatura ambiente, quindi dividere la sospensione filamentosa in due aliquote uguali tra due tubi conici da 15 millilitri contenenti sette millilitri di soluzione B a quattro gradi Celsius. Quindi, pellettare i filamenti mediante centrifugazione e utilizzare una pipetta sierologica per rimuovere con cura tutti i millilitri di surnatante tranne uno o due senza disturbare i pellet.
Utilizzare una micropipetta p1000 per risospendere delicatamente i pellet. Controllare una piccola aliquota del campione per la formazione di sferoplasti mediante microscopia ottica. Lo sferoplasto può quindi essere conservato a meno 20 gradi Celsius per un massimo di una settimana o fino a quando non ha attraversato tre cicli di gelo e scongelamento.