Name: Pressione di ventilazione controllata per indurre lesioni polmonari acute nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Impara a indurre lesioni polmonari acute nei topi mediante ventilazione meccanica ad alta pressione. Questo modello murino consente di studiare la fisiopatologia della sindrome da distress respiratorio acuto umano.

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<p class="jove_content"&gt; Gli studi attuali sono supportati dal National Heart, Lung, and Blood Institute di Grant HL0921-R01, R01-DK083385 e R01HL098294 a HK Eltzschig, il 1K08HL102267-01 a T. Eckle e Fondazione per l&#39;educazione Anestesia e Assegni di Ricerca di T. Eckle e HK Eltzschig e American Heart Association Grant a T. Eckle e HK Eltzschig e Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) borsa di studio di ricerca a M. Koeppen.</p

Osservazioni generali: Tutte le operazioni devono essere effettuate con un microscopio verticale dissezione (Olympus, SZX10 con Z-Axis Messaggio Crank con STU2 Stand Stand Boom) e utilizzando un coagulatore chirurgico (11). I gruppi sperimentali devono corrispondere nel miglior modo possibile per età e peso per garantire la comparabilità dei risultati. Amministrazione di temperatura, pressione arteriosa, anestesia e fluido deve essere stabile nel tempo. 1. Anestesia e preparazione trachea <ol><li> Utilizzare topi C57BL / 6 che sono almeno 10 settimane e hanno un corpo di 22-25 g. Indurre l'anestesia con pentobarbital sodico alla dose di 70 mg / kg ip di peso corporeo (6). Mantenere l'anestesia con circa 10 mg / kg / h di sodio pentobarbital. Siate cauti con sovradosaggio poiché questo potrebbe ridurre significativamente la pressione sanguigna. Ri-somministrazione di pentobarbital - anche dopo ore, può portare ad un aumento dei livelli plasmatici gravi. </li><li> Dopo l'induzione dell'anestesia, i topi sicuro in posizione supina con gli arti superiori e inferiori attaccato al tavolo con un nastro e una sutura fissato alle caviglie. Fare lo stesso per la testa usando i denti. Ritenuta sufficiente è importante per una intubazione di successo e un intervento chirurgico ben controllata. Prima dell'intervento, coprire il mouse con olio minerale per ridurre il rischio di allergia del mouse capelli. Al fine di garantire che la temperatura corporea rimane stabile coprire i topi con avvolgere gli alimenti disponibili in commercio. </li><li> Topi svolge su un tavolo a temperatura controllata riscaldata (RT, Effenberg, Monaco, Germania) con una sonda termometro rettale collegata al controller feedback termico per mantenere la temperatura corporea a 37 ° C. </li><li> Esporre la trachea chirurgicamente. Sezionare le parti laterali e dorsale della trachea del tessuto connettivo e luogo due 3,0 sutura seta chirurgica (Harvard apparecchi, USA) ogni 10 cm di lunghezza sotto la trachea. I punti di sutura dovrebbe essere di circa 1 cm l'uno dall'altro. </li><li> Con attenzione incidere la trachea 3 - 4 mm al di sotto della laringe tra due cartilagini circolari con un McPherson-Vännäs Forbici (8 cm, lama dritta; Strumenti di precisione World, USA). Assicurarsi di non provocare un sanguinamento, per evitare di confondere i parametri di risultato. </li><li> Eseguire una intubazione tracheale con un brusco polietilene cannule (Insyte 22g, Beckton Dickinson, USA). Inserire la punta delle cannule polietilene in un angolo di 85 gradi nella trachea. Poi inclinare il cannule quindi è in linea con il lume tracheale. Lentamente anticipo il tubo a valle della trachea fino alla punta di cannule è scomparso nella apertura del torace. Fissare il tubo in questa posizione con la sutura di seta chirurgica due posti dorsale della trachea (vedi 1.4). </li></ol> 2. Tecnica di ventilazione indotta danno polmonare <ol><li> Collegare il tubo di un ventilatore. Per indurre danno polmonare si usa una tecnica di ventilazione controllata a pressione utilizzando un Servo 900 C da Siemens (DRE Veterinaria, USA). Gli animali saranno ventilati con picco di pressione inspiratoria di 45 mbar, la frequenza di 80 respiri / min e una positiva di fine espirazione pressione di 0-3 mbar con una FiO 2 = 1.0. L'ispirazione al rapporto di scadenza dovrebbe essere 1:1. Nonostante il fatto che il Servo 900 C è costruito come ventilatore per l'uomo, il suo utilizzo in un ambiente controllato ventilatore a pressione eccellenti opere per la ventilazione dei topi. </li><li> Monitor della frequenza cardiaca con un elettrocardiogramma (ad esempio Hewlett Packard, B blingen, Germania). Assicurarsi che la frequenza cardiaca non scenda sotto 400. Si dovrebbe vedere uno spostamento dell'asse cuore a destra, quando la ventilazione meccanica è istituito come un segno di aumento della pressione arteriosa polmonare conseguente a un aumento della pressione intratoracica. Se il mouse si sviluppa bradicardia, controllare la temperatura e la dose di anestetico / concentrazione. Xylacin / Ketamin anestesia induce un cuore cuore di 250 / min e non è pertanto raccomandato. </li><li> Applicare una sostituzione adeguata di liquidi. Un infuso con soluzione salina normale 0,1 ml / ora tramite un catetere arterioso o venoso deve essere eseguito prima della ventilazione, per garantire archiviazione sufficiente venosa. A causa delle alte pressioni di ventilazione è compromessa il ritorno venoso al cuore, che potrebbe portare ad un calo critico della pressione arteriosa media. Inoltre, il bolo di soluzione fisiologica di 500 microlitri potrebbe essere dato ip prima dell'intervento. </li><li> Posizionare un catetere in arteria carotide per la registrazione continua della pressione sanguigna (27). Fissare il braccio al corpo prima di iniziare la dissezione dell'arteria. L'arteria carotidea è esposta tramite dissezione dei muscoli paratracheali. A seguito di evitare ulteriore esposizione e attento di qualsiasi trauma dei tessuti (in particolare del nervo vagale), un catetere viene inserito nel vaso con due punti di sutura e un morsetto piccolo (37). Questo esporrà un segmento più lungo l'arteria. Inserire una legatura alla fine della carotide. Fissare una pinza più grande per la fine della sutura per ottenere ° tensione o fissaree sutura al tavolo con del nastro. Posto un altro sutura intorno all'arteria e sezionare l'arteria fino alla fine distale. Qui, posto una fascetta di piccole dimensioni. Usare le forbici per tagliare micro una piccola apertura in diagonale l'arteria. Tenere l'apertura con una pinza sottile (Dumont, WPI) e far avanzare il catetere di dimensione corretta, con le mani / pinze. Fare un nodo con il tuo sutura secondo e sicuro l'arteria. Allentare il morsetto e far avanzare il catetere ulteriormente. Fissare il catetere con parecchi nodi e nastro. In alternativa, il catetere in arteria carotide può essere posto alla fine dell'esperimento per raccogliere campioni di sangue arterioso per l'analisi dei gas del sangue. </li></ol> 3. Recupero di campioni di tessuto Dopo 3 ore di ventilazione meccanica, i campioni vengono raccolti per valutare l'entità del danno polmonare. Si consiglia di raccolta del fluido brochnoalveolar lavaggio (BAL), il sangue arterioso e nel tessuto polmonare. <ol><li> Ottenere BAL alla fine dell'esperimento. Dopo l'approfondimento di anestesia, sciacquare il tubo tracheale con 1 ml di tampone fosfato salino (PBS). Il fluido deve rimanere nella trachea / polmoni per tre secondi prima che sia il recupero attraverso la siringa collegata. Il BAL è snap-congelato in azoto liquido e conservati a -80 ° C per ulteriori analisi. Essere consapevoli del fatto che il volume recuperato potrebbe essere significativamente inferiore a 1 ml. </li><li> Effettuare analisi dei gas del sangue, alla fine dell'esperimento. Per farlo, un'incisione dovrebbe essere fatto proprio sotto lo sterno. Tenere lo sterno con una pinza e misura l'incisione lungo la gabbia toracica. Successivamente, il diaframma è inciso ai bordi ed è tagliata fuori dalle costole. Ora c'è una bella vista in apertura inferiore del torace. Sollevare lo sterno con una pinza e aprire il torace da tagli lunghi sul lato destro e sinistro (come laterale possibile) in modo che la parete toracica anteriore completo è rivolto verso l'alto. Questo dovrebbe essere fatto, mentre l'animale sperimentale è ancora a ventilazione meccanica. Il ventricolo sinistro è perforato con un ago 27 ½ G e analisi del sangue arterioso viene eseguita utilizzando il sistema i-STAT (Abbott, USA). Se l'emogasanalisi deve essere eseguita, un BAL non è possibile ottenere, dal momento che questo sarà un fattore confondente significativo per i risultati. </li><li> In alternativa al metodo precedente, campioni di sangue arterioso possono essere raccolti tramite il catetere in arteria carotide. Tuttavia questo dovrebbe essere fatto prima che il BAL si ottiene. </li><li> Dell'accisa i polmoni in blocco tirando il cuore e tagliato la trachea. Avere un pezzo di tessuto pronti ad assorbire il sangue, in modo che il sito chirurgico è visibile. Tirare il cuore in direzione del ventre e tagliato con cura lungo la spina dorsale di mobilitare tutti gli organi toracici. Tagliare l'aorta, rimuovere gli organi toracici e metterli su un tavolo pulito chirurgico. </li><li> Tagliare il cuore e il vaso principale del campione di tessuto. Assicurarsi che non vi è alcun tessuto del timo ancora attaccato al polmone. Separare i polmoni con una forbice e il luogo in singoli tubi e gli snap-congelare. Conservare a -80 ° C per ulteriori analisi. </li></ol> 4. Misura del danno polmonare Si consiglia di utilizzare i seguenti parametri esito per valutare l'entità del danno polmonare: Eseguire un albumina ELISA (Bethyl Laboratories, USA) e un mieloperossidasi (MPO) ELISA (Hycult Biotechnology, USA) per valutare il grado di disfunzione della barriera e la quantità di infiammazione cellule nel BAL. Eseguire un MPO ELISA anche formare il tessuto polmonare. Se bagnato a secco rapporto deve essere misurata non otteniamo BAL e la circolazione polmonare non viene svuotata (vedi 3.3). Misurare il peso dei polmoni dopo l'escissione. Poi polmoni sono liofilizzati per 48 ore e nel tessuto polmonare di nuovo si misura. Poi il bagnato a secco rapporto è misurato come milligrammi di acqua per mg di tessuto secco (5). <img src="/files/ftp_upload/2525/2525fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Contenuto proteico nel BAL in risposta a VILI. I topi sono stati anestetizzati con pentobarbital, ventilazione meccanica è stato istituito e topi sono stati ventilati con pressione controllata impostazioni (pressione inspiratoria di 45 mbar, positiva di fine exspiratory pressione 3 mbar, 100% ispirata concentrazione di ossigeno). Dopo 0, ore 1, 2 e 3 della ventilazione BAL è stato raccolto e il contenuto proteico è stato quantificato usando un test bicinchoninic acido (dosaggio BCA). La variazione relativa del contenuto proteico viene mostrato normalizzata a 0 ore di ventilazione (n = 4 per gruppo, indica * p &lt;0,05 rispetto ai controlli, media ± SEM)

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<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF-1-dependent+repression+of+adenosine+kinase+attenuates+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 5571-5580 (2008).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-inducible+factor-dependent+repression+of+equilibrative+nucleoside+transporter+2+attenuates+mucosal+inflammation+during+intestinal+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia.</a> Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).</li>
<li>Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine+and+inflammation%3A+CD39+and+CD73+are+critical+mediators+in+LPS-induced+PMN+trafficking+into+the+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs.</a> FASEB J. 23, 473-482 (2009).</li>
<li>Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+through+the+A2B+adenosine+receptor+dampens+endotoxin-induced+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury.</a> J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).</li>
<li>Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+for+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+vascular+leakage+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia.</a> J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).</li>
<li>Aherne, C. M., Kewley, E. M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+resurgence+of+A2B+adenosine+receptor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">The resurgence of A2B adenosine receptor signaling.</a> Biochim Biophys Acta. , (2010).</li>
<li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+adenosine+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%29%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular adenosine in acute lung injury.</a> Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).</li>
<li>Koeppen, M., Feil, R., Siegl, D., Feil, S., Hofmann, F., Pohl, U., de Wit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+mediates+NO-+but+not+acetylcholine-induced+dilations+in+resistance+vessels+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase mediates NO- but not acetylcholine-induced dilations in resistance vessels in vivo.</a> Hypertension. 44, 952-955 (2004).</li>
</ol>

Il presente studio descrive una tecnica di esecuzione di ventilazione indotta dal danno polmonare nei topi. Questo modello dimostra lesioni altamente riproducibili a causa di una ventilazione ad alta pressione. Gli investigatori che considerano gli studi acuta danno polmonare nei topi possono trarre beneficio da questo modello.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome del reagente </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti (opzionale) </th></tr><tr><td> Pentobarbital di sodio (Fatal Plus) </td><td> Vortech Pharmaceutical Ls, Ltd, </td><td> VPL 9372 </td><td> 4mg/ml in soluzione salina </td></tr><tr><td> Insyte 22 G </td><td> Beckton Dickinson </td><td> n / a </td><td></td></tr><tr><td> Sutura, seta 4,0 </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 517698 </td><td></td></tr><tr><td> Sutura, Prolene 8,0 </td><td> Ethicon, USA </td><td> M8739 </td><td> riutilizzabili </td></tr><tr><td> Siemens 900 ° C </td><td> DRE Veterinaria, Stati Uniti </td><td> # 336 </td><td> ristrutturato </td></tr><tr><td> microscopio da dissezione (SZX10) </td><td> Olimpo </td><td> n / a </td><td> considerare generosa distanza di lavoro </td></tr><tr><td> Riscaldamento Tabella </td><td> Rt, Effenberger, Germania </td><td> n / a </td><td> unico fornitore e un&#39;unica </td></tr><tr><td> Pressione arteriosa periferica </td><td> Cyber ​​Senso, Inc </td><td> BPM02 </td><td></td></tr><tr><td> I STAT </td><td> Abbott </td><td> n / a </td><td></td></tr></tbody></table>

pressione di ventilazione controllata per indurre lesioni polmonari acute nei topi

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Modelli murini sono ampiamente utilizzati per studiare le lesioni acute dei diversi sistemi di organi (1-34). Danno polmonare acuto (ALI), che si verifica con ventilazione meccanica prolungata, contribuisce alla morbilità e la mortalità della malattia critica, e studi su nuovi bersagli farmacologici o genetici sono aree di indagine intensa (1-3, 5, 8, 26, 30, 33 -36). ALI è definita dalla insorgenza acuta della malattia, che porta alla non-cardiaco edema polmonare e conseguente compromissione polmonare di scambio dei gas (36). Abbiamo sviluppato un modello murino di ALI, utilizzando una pressione di ventilazione controllata per indurre ventilazione indotta dal danno polmonare (2). A tal fine, i topi C57BL / 6 sono anestetizzati e una tracheotomia viene eseguita seguita da induzione di ALI tramite ventilazione meccanica. I topi sono ventilati in una pressione controllata ambiente con una pressione inspiratoria di picco di 45 mbar oltre 1 - 3 ore. Come parametri di risultato, edema polmonare (bagnato a secco ratio), il contenuto liquido broncoalveolare albumina, fluido broncoalveolare e polmonare contenuti mieloperossidasi dei tessuti e degli scambi gassosi polmonari sono valutati (2). Con questa tecnica si potrebbe dimostrare che induce sufficientemente infiammazione acuta dei polmoni e può distinguere tra diversi gruppi di trattamento o genotipi (1-3, 5). Pertanto questa tecnica può essere utile per i ricercatori che perseguono meccanismi molecolari coinvolti nella ALI utilizzando un approccio genetico nei topi con il gene-mirati eliminazione.

Un modello murino per lesioni ventilatore polmonare indotta è un importante strumento per studiare una lesione acuta del polmone<em&gt; In vivo</em&gt;. Qui, segnalano un caso facile<em&gt; In situ</emModello&gt; di danno polmonare acuto con alta pressione ventilazione meccanica per indurre insufficienza acuta del polmone.

Pressione di ventilazione controllata per indurre lesioni polmonari acute nei topi

I modelli murini sono ampiamente utilizzati per indagare le lesioni acute di diversi sistemi organici (1-34). La lesione polmonare acuta (ALI), che si verifica in seguito a un prolungato ...

L'obiettivo generale di questa procedura è indurre un danno polmonare nei topi utilizzando un ventilatore. Questo viene ottenuto eseguendo una tracheotomia e somministrando una ventilazione meccanica ad alta pressione. Successivamente, viene inserito un catetere nell'arteria carotidea per misurare i parametri emodinamici.Dopo che l'animale è stato sottoposto a ventilazione per un tempo sufficiente a indurre un danno polmonare, vengono prelevati campioni di sangue arterioso e fluido di lavaggio broncoalveolare. L'ultima fase della procedura consiste nel prelevare il tessuto polmonare per ulteriori analisi. In definitiva, è possibile ottenere risultati che correlano le alterazioni nei campioni raccolti alla durata della ventilazione meccanica.Il principale vantaggio di questa tecnica rispetto ai metodi esistenti, come l'inalazione di LPS, è che induce un danno polmonare acuto, che riproduce tutte le caratteristiche principali della sindrome da distress respiratorio acuto riscontrata negli esseri umani. Per iniziare, posizionare un topo anestetizzato in posizione supina su un tavolo riscaldato con temperatura controllata, fare passare del materiale da sutura attorno a ciascun arto e quindi fissare le suture al tavolo con del nastro adesivo. Successivamente, fissare la testa in posizione passando un punto di sutura sotto i denti superiori.Somministrare un bolo di soluzione salina di 500 microlitri e inserire una sonda rettale collegata a un regolatore termico a feedback per mantenere la temperatura corporea a 37 gradi Celsius. Una volta preparato, il topo può essere ricoperto con olio minerale per ridurre l'esposizione agli allergeni provenienti dal pelo. Infine, ricoprire l'animale con pellicola alimentare disponibile in commercio per aiutare a mantenere la temperatura corporea.Per esporre la trachea, effettuare un'incisione lungo il collo e dissezionare in modo ottuso i muscoli e i tessuti connettivi circostanti. Posizionare due suture chirurgiche lunghe 10 centimetri sotto la trachea, a circa un centimetro di distanza l'una dall'altra. Utilizzare forbici McPherson e Vanna per incisionare con attenzione la trachea tra due anelli cartilaginei, a circa tre-quattro millimetri al di sotto della laringe.Per completare l'intubazione, inserire la punta di una cannula in polietilene ottusa ad un angolo di 85 gradi nella trachea. Successivamente, inclinare la cannula in modo che risulti allineata con il lume tracheale. Procedere lentamente con l'avanzamento del tubo fino a quando la punta non sarà scomparsa all'interno dell'apertura del torace.Fissare il tubo in posizione con i due punti di sutura chirurgici posizionati in precedenza sotto la trachea. Infine, collegare il tubo al ventilatore. Il danno polmonare viene indotto mediante un servo 900 C della Siemens.Utilizzando una tecnica di ventilazione controllata dalla pressione, impostare il valore massimo della pressione inspiratoria a 45 millibar con una frequenza di 80 atti al minuto e una pressione positiva alla fine dell’espirazione compresa tra zero e tre millibar, con una frazione di ossigeno inspirato pari a uno; il rapporto tra inspirazione ed espirazione è uno a uno. Una volta che l’animale è stato correttamente collegato al ventilatore, si inserisce un catetere nell’arteria carotidea per misurare la pressione sanguigna e la frequenza cardiaca. Un segmento più lungo di arteria verrà esposto se il braccio viene inizialmente fissato al fianco del corpo.Iniziare praticando una dissezione ottusa dei muscoli para-tracheali per esporre l'arteria carotidea; una volta isolata, posizionare un punto di sutura all'estremit&agrave; prossimale dell'arteria e fissarla con una pinza o un nastro. Posizionare un secondo punto di sutura a circa un centimetro di distanza dal primo e annodarlo, senza stringerlo attorno all'arteria. Dissecare l'arteria fino all'estremit&agrave; distale e applicare una piccola pinza per prevenire la perdita di sangue.Utilizzare forbici microchirurgiche per praticare un piccolo foro diagonale nell'arteria al di sopra della seconda sutura. Tenere aperto il foro con pinzette fini mentre si inserisce il catetere e stringere il nodo per fissarlo in posizione. Successivamente, allentare la pinza e avanzare ulteriormente il catetere.Avanzare il catetere oltre il secondo punto di sutura. Fissare il catetere con diversi nodi e del nastro adesivo. Una volta posizionato il catetere, infondere soluzione fisiologica a un flusso di 0,1 millilitro all'ora e collegarlo al dispositivo di misurazione della pressione arteriosa.Infine, applicare morsetti alle estremità per monitorare la frequenza cardiaca. Dopo tre ore di ventilazione meccanica, vengono raccolti campioni per misurare l'entità del danno polmonare. Prima di tutto, raccogliere campioni dal catetere dell'arteria carotidea per l'analisi dei gas del sangue.Dopo aver approfondito il livello di anestesia, rimuovere il collegamento dal ventilatore e inserire una siringa riempita con un millilitro di soluzione salina fosfato tampone. Iniettare la siringa e attendere tre secondi prima di raccogliere nuovamente il liquido di lavaggio broncoalveolare nella siringa. Va notato che il volume recuperato dovrebbe essere significativamente inferiore a un millilitro.Flash.Congelare il liquido di lavaggio broncoalveolare in azoto liquido e conservare a meno 80 gradi Celsius. Per isolare i polmoni, effettuare innanzitutto un'incisione subito al di sotto dello sterno. Afferrare lo sterno con una pinzetta ed estendere l'incisione lungo la gabbia toracica. Successivamente, tagliare il diaframma ai margini e lontano dalle costole per ottenere una visione chiara dell'apertura inferiore del torace.Sollevare lo sterno con una pinzetta ed aprire il torace effettuando tagli lunghi sui lati destro e sinistro, mantenendo i tagli il più laterali possibile in modo da poter sollevare completamente la parete anteriore del torace. Collegare un ago da 27 e mezzo a una siringa riempita con cinque millilitri di PBS. Inserire l'ago nel ventricolo destro e lavare il circolo arterioso finché i polmoni non diventano completamente bianchi.Se ciò non avviene, assicurarsi che la punta dell'ago sia posizionata correttamente nel ventricolo destro e riposizionarla se necessario. Escindere i polmoni e bloccarli sollevando il cuore e recidendo la trachea. Utilizzare tessuti per assorbire qualsiasi sangue che ostacoli la visuale.Estrarre il cuore in direzione dell'addome e tagliare con attenzione lungo la spina dorsale per mobilizzare tutti gli organi toracici. Recidere l'aorta e posizionare gli organi toracici su un tavolo operatorio pulito. Staccare il cuore e rimuovere eventuali vasi principali dal campione.Assicurarsi che non vi sia tessuto timico ancora attaccato al polmone. Separare i lobi dei polmoni, collocarli in tubi individuali, congelarli rapidamente e conservarli a meno 80 gradi Celsius. Per ulteriori analisi.Come mostrato qui, il contenuto proteico nel liquido di lavaggio broncoalveolare aumenta con la durata della ventilazione. La variazione relativa del contenuto proteico è riportata normalizzata a zero ore di ventilazione per valutare l'entità del danno polmonare. Vengono eseguiti test ELISA per l'albumina e mieloperossidasi, e le cellule infiammatorie nel liquido BL vengono quantificate.

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Questo articolo presenta un metodo rapido e semplice per l'amministrazione bleomicina direttamente nella trachea del mouse tramite intubazione. I principali vantaggi di questo metodo sono che è altamente riproducibile, facile da padroneggiare, e non richiede attrezzature specializzate o tempi di recupero lunghi.

Un metodo migliore per Rapid intubazione della trachea nei topi

Questo protocollo induce un danno polmonare acuto in un topo che ha una stretta fedeltà alla patogenesi della polmonite acida osservata nell'uomo. Generiamo una lesione polmonare acuta massimale non letale a basso pH e teniamo conto delle differenze nella struttura respiratoria anatomica del roditore utilizzando una tracheostomia aperta accoppiata a un rilascio di pressione circonferenziale.

Aprire tracheostomia gastrico acido aspirazione Modello murino di lesioni polmonari acute Risultati in massima acuta non letale Lung Injury

Presentato qui è una procedura passo-passo per indurre lesioni polmonari acute nei topi mediante instillazione lipopolysaccharide intracheale diretta ed eseguire l'analisi FACS di campioni di sangue, liquido di lavaggio bronchoalveolar e tessuto polmonare. La minima invasività, la manipolazione semplice, la buona riproducibilità e la titolazione della gravità della malattia sono vantaggi di questo approccio.

Indurre lesioni polmonari acute nei topi mediante instillazione diretta del lipopolioaccaride intracheale

L'instillazione selettiva dell'acido intrapchiale al polmone sinistro nei topi provoca lesioni polmonari acute unilaterali e autolimitate che modella la sindrome da distress respiratorio acuto umano (ARDS) indotta dall'aspirazione dell'acido gastrico.

Un modello di lesione polmonare acuta autolimitata dall'instillazione unilaterale dell'acido intra-bronchiale

L'ozono combinato e i topi esposti all'endotossina batterica mostrano una morte cellulare diffusa, compresa quella dei neutrofili. Abbiamo osservato adattamenti cellulari come l'interruzione della lamellipodia citoscheletricha, l'aumento dell'espressione cellulare della complessa subunità V ATP sintasi β e l'angiostatina nella lavanda bronco-alveolare, la soppressione della risposta immunitaria polmonare e il reclutamento ritardato di neutrofili.

Visualizzazione degli adattamenti cellulari polmonari durante l'ozono combinato e la lesione polmonare acuta murina indotta da LPS

Una combinazione di washout del tensioattivo con soluzione salina allo 0,9% (35 ml/kg di peso corporeo, 37 °C) e ventilazione ad alto volume di marea con basso PEEP per causare lesioni polmonari indotte da un ventilatore moderato (VILI) provoca la sindrome sperimentale da distress respiratorio acuto (ARDS). Questo metodo fornisce un modello di danno polmonare con reclutabilità bassa / limitata per studiare l'effetto di varie strategie di ventilazione per periodi prolungati.

L'esaurimento dei tensioattivi combinato con la ventilazione dannosa si traduce in un modello riproducibile della sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS)

La microscopia a fluorescenza intravitale può essere utilizzata per studiare le interazioni leucocita-endoteliali e la perfusione capillare in tempo reale. Questo protocollo descrive i metodi per visualizzare e quantificare questi parametri nel microcircolo polmonare utilizzando un sistema di imaging polmonare stabilizzato nel vuoto.

Microscopia a fluorescenza intravitale a campo largo della microcircolazione polmonare polmonare polmonare acuta sperimentale utilizzando un sistema di imaging stabilizzato sotto vuoto

Un modello chirurgico murino per creare lesioni da ischemia polmonare sinistra (IR) mantenendo la ventilazione ed evitando l'ipossia.

Un modello murino di intubazione orotracheale e chirurgia ventilata di ischemia polmonare riperfusione

Qui, proponiamo un protocollo per la somministrazione di lipopolisaccaridi intratracheali (LPS) tramite intubazione endotracheale orofaringea non invasiva. Questo metodo riduce al minimo il trauma della procedura chirurgica per l'animale e fornisce accuratamente LPS alla trachea e quindi ai polmoni.

Instillazione di lipopolisaccaridi intratracheali non invasivi nei topi

Questo protocollo descrive lo sviluppo di un modello neonatale di suinetto di danno polmonare acuto che modella gli eventi patogeni precoci che si verificano nel polmone pretermine, tra cui quantità di tensioattivo inadeguata, iperossia, ventilazione ad alta pressione e infiammazione, per facilitare la comprensione dei fattori molecolari scatenanti della displasia broncopolmonare e migliorare la traduzione terapeutica.

Sviluppo di un modello di lesione polmonare acuta di suinetto neonatale che ricrea l'ambiente precoce dei polmoni del neonato pretermine

In questo studio, una tecnica di instillazione endotracheale non invasiva è dimostrata per sviluppare l'ALI nei ratti utilizzando un laringoscopio di base per garantire una precisa somministrazione di LPS ai polmoni. La LPS viene immessa tramite un tubo endotracheale tramite un laringoscopio. L'entità della lesione polmonare viene valutata in più momenti temporali.

Somministrazione endotracheale non invasiva di lipopolisaccaridi per indurre lesioni polmonari acute nei roditori

Impara a indurre lesioni polmonari acute nei topi mediante ventilazione meccanica ad alta pressione. Questo modello murino consente di studiare la fisiopatologia della sindrome da distress respiratorio acuto umano.

Pressione di ventilazione controllata per indurre lesioni polmonari acute nei topi

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