Name: Iniezione di sangue autologo Modello spontanea emorragia intracerebrale in topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Scopri un modello di emorragia intracerebrale spontanea nei topi mediante iniezione di sangue autologo con tecnica a doppia iniezione. Questo metodo riduce il reflusso ematico e permette di studiare la patologia cerebrale e i deficit neurologici in vivo.

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Il lavoro è stato finanziato da una borsa di studio presso l&#39;Istituto di Medicina Traslazionale e Therapeutics, e una borsa di formazione presso l&#39;Istituto di Medicina e Ingegneria (T32HL007954) presso l&#39;Università della Pennsylvania e della Marlene L. Cohen e Jerome H. Fleisch Scholar sovvenzione al University of Connecticut Health Center (LHS) e NIH NS-029331 (FAW).

1. La preparazione delle attrezzature <ol><li> Pulire la struttura stereotassica e la pompa con il 75% di etanolo per minimizzare la contaminazione batterica. </li><li> Sterilizzare siringa Hamilton e l'ago di silice fusa. Nota: Se la sterilizzazione chimica è usato, assicuratevi di risciacquare più volte in acqua sterile prima dell'uso. </li><li> Pulire la superficie della carta paraffina con il 75% di etanolo e lasciare asciugare. </li></ol> 2. Preparazione del mouse per iniezione Nota: i topi hanno trasportato al vostro impianto animale almeno 7 giorni prima dell'intervento per consentire loro di acclimatarsi nel nuovo ambiente e ridurre lo stress. <ol><li> Pesare mouse per pre-operatoria di base. </li><li> Indurre l'anestesia con il 30% di ossigeno, il 70% di ossido di azoto, e il 4% isoflurano fino a che non risponde a pizzico coda </li><li> Iniettare mouse con buprenorfina 0.1mg/kg intraperitoneale per analgesia post-operatoria </li><li> Rasatura del cuoio capelluto </li><li> Occhi cappotto con vaselina sterile </li><li> Preparare cuoio capelluto con betadine x 3 salviette, quindi lasciare asciugare cuoio capelluto </li><li> Fare 1 incisione mediana sagittale centimetro di cuoio capelluto usando bisturi chirurgici sterili Nota: Un generoso incisione permetterà l'esposizione completa dei punti di riferimento cranio. </li><li> Shave 1 cm di superficie ventrale della coda a partire dal 1 cm dalla base e preparare con betadine x 3 salviette </li><li> Posizionare il mouse sul telaio stereotassico Nota: è importante garantire il mouse sia correttamente inserita nel telaio con superficie del cranio parallelo con la base del telaio, con ottima esposizione di bregma e almeno 3 mm a destra del bregma. </li></ol> 3. Emorragia intracerebrale chirurgia Note: Durante l'intervento intero il mouse è anestetizzato con il 30% di ossigeno, il 70% di ossido di azoto, e 1-3% isoflurano, continuamente mantenuto a 37 ± 0,5 ° C con un termistore controllato piastra elettrica e monitorato da termometro rettale. <ol><li> Attaccare sterile 27 ago g su 1 siringa cc sul telaio. </li><li> Regolare il braccio fino a quando l'ago stereotassica è esattamente sopra bregma. </li><li> Regolare il braccio in modo che l'ago è a 2,5 millimetri di bregma laterale e inferiore alla superficie del cranio. </li><li> Ruotare manualmente siringa per fare buca bava sulla superficie del cranio durante l'applicazione dolce movimento verso il basso del quadro facendo attenzione a non forare completamente cranio. </li><li> Rimuovere l'ago e completo buco radica manualmente con siringa / ago Nota: Completare il buco bava a mano consente l'immediato riconoscimento quando si ha perforato la tabella interna del cranio e minimizza il rischio di spingere inavvertitamente ago nel parenchima cerebrale. </li><li> Fai incisione trasversale sulla superficie ventrale della coda con lama chirurgica sterile e lasciare 2-3 gocce di sangue arterioso per cadere su carta paraffina. Poi rapidamente arrestare le emorragie con la pressione con garza sterile. </li><li> Prelevare 17 microlitri di sangue nella siringa Hamilton e siringa posto sulla pompa. </li><li> Regolare il braccio stereotassica al punto 5 ° medialmente rispetto all'asse verticale. </li><li> Regolare con cura braccio stereotassica in modo che punta dell'ago è sopra il foro nel cranio bave e quindi abbassare l'ago da 3,5 mm. </li><li> Attendere 2 minuti e poi ritirare il 0,5 millimetri ago (in modo che punta è di 3 mm di profondità) </li><li> Attendere 5 minuti per permettere al cervello di ri-espandersi intorno all'ago e minimizzare il rischio di reflusso di sangue la traccia inserimento dell'ago durante l'iniezione. </li><li> Iniettare sangue 1 ml / minuto per 7,5 microlitri. </li><li> Attendere 5 minuti per consentire iniziale coagulazione del sangue e per i turni di tessuto che si verifichi per ridurre al minimo innalzamento della pressione intracranica. </li><li> Iniettare il restante 7,5 microlitri di 1 ml / minuto </li><li> Lasciare l'ago di rimanere in posizione per 25 minuti per consentire la coagulazione del sangue Nota: non aspettate la coagulazione del sangue si tradurrà nel sangue refluisce il sito di inserimento dell'ago quando ritirare l'ago </li><li> Estrarre lentamente l'ago e subito risciacquare con acqua calda per evitare residui di sangue l'ago dalla coagulazione e garantire riutilizzo di aghi. </li><li> Rimuovere il mouse dal telaio e chiudere la coda e incisioni cuoio capelluto con colla chirurgica veterinaria. </li><li> Spegnere l'anestesia. </li><li> Permettono di mouse per risvegliare pur essendo continuamente riscaldato con accesso gratuito al cibo umido. </li><li> Ritorna mouse per gabbia con fratellini quando è completamente sveglio. Luogo umido cibo precipitato sul fondo della gabbia per aiutare gli animali in accesso al cibo. </li></ol> 4. Rappresentante dei risultati: <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Sezione coronale di cervello di topo 15 minuti dopo l'intervento chirurgico ICH. Immediatamente dopo il sacrificio del cervello è stato ispezionato per il successo ICH sulla base di un'ispezione lorda di una sezione coronale nel punto di inserimento dell'ago. Emorragie che rintracciato alla base del cervello, il percorso dell'ago passato il corpo calloso, o nei ventricoli sono state ritenute successo e che il mouse è stato eliminato da tutte le analisi. Nel complesso ICH succetassi ss erano il 75-85% in 50 topi con 0% di mortalità. <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Test Figura 2. Cilindro dimostra emiparesi destra a sinistra dopo emorragia intracerebrale gangli della base. (A) topo posteriore del campione dopo l'intervento chirurgico ICH. Nota la posizione del solo dell'arto anteriore destro sulla parete del cilindro dopo sinistra ICH gangli della base. (B) Grafico di test cilindro 1 risultati di coorte di topi dopo ICH chirurgia (n = 5) rispetto alla farsa (n = 4). Topi Sham aveva tutte le procedure ad eccezione di iniezione del sangue (l'ago è stato inserito nel cervello). Ogni mouse è stato posto in un cilindro di 12 cm di diametro in vetro chiaro e osservati per 20 posteriori. Il posizionamento iniziale degli arti anteriori sulla parete del cilindro è stato segnato al posteriore. Movimenti successivi (come l'esplorazione laterale) non sono stati segnati con il mouse fino a quando tornò a terra e la parte posteriore prossimo segnato. L'indice di lateralità è stato calcolato come (# tirocini zampa anteriore destra sul lato del cilindro - # sinistra tirocini forelimb) / (+ # # destra sinistra + # entrambi), dove 0 non hanno indicato alcuna preferenza zampa anteriore e 1 indicata solo la zampa anteriore destra è stata utilizzata .

<ol><li>Hua, Y., Schallert, T., Keep, R. F., Wu, J., Hoff, J. T., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+Tests+After+Intracerebral+Hemorrhage+in+the+Rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Behavioral Tests After Intracerebral Hemorrhage in the Rat.</a> Stroke. 33, 2478-2484 (2002).</li>
<li>James, M., Warner, D., Laskowitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+Models+of+Intracerebral+Hemorrhage%3A+A+Translational+Perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocritical+Care%22%5BJournal%5D)">Preclinical Models of Intracerebral Hemorrhage: A Translational Perspective.</a> Neurocritical Care. 9, 139-152 (2008).</li>
<li>Foerch, C., Arai, K., Jin, G., Park, K. -P., Pallast, S., van Leyen, K., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+Model+of+Warfarin-Associated+Intracerebral+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Experimental Model of Warfarin-Associated Intracerebral Hemorrhage.</a> Stroke. 39, 3397-3404 (2008).</li>
<li>Nakamura, T., Xi, G., Hua, Y., Schallert, T., Hoff, J. T., Keep, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebral+hemorrhage+in+mice%3A+model+characterization+and+application+for+genetically+modified+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 487-494 (2004).</li>
<li>Rynkowski, M. A., Kim, G. H., Komotar, R. J., Otten, M. L., Ducruet, A. F., Zacharia, B. E., Kellner, C. P., Hahn, D. K., Merkow, M. B., Garrett, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+autologous+blood+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion.</a> Nat. Protocols. 3, 122-128 (2008).</li>
<li>Wang, J., Fields, J., Doré, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+an+improved+preclinical+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+double+infusion+of+autologous+whole+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood.</a> Brain Research. 1222, 214-221 (2008).</li>
<li>Zhao, X., Sun, G., Zhang, J., Strong, R., Song, W., Gonzales, N., Grotta, J. C., Aronowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematoma+resolution+as+a+target+for+intracerebral+hemorrhage+treatment%3A+Role+for+peroxisome+proliferator-activated+receptor+%CE%B3+in+microglia%2Fmacrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Hematoma resolution as a target for intracerebral hemorrhage treatment: Role for peroxisome proliferator-activated receptor γ in microglia/macrophages.</a> Annals of Neurology. 61, 352-362 (2007).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Questo modello chirurgico dell&#39;emorragia intracerebrale in topi con la coda risultati autologo del sangue dell&#39;arteria in un modello riproducibile di emorragia spontanea gangli della base. Un modello ICH nei topi offre il vantaggio della disponibilità di animali transgenici per studiare fisiopatologia, tuttavia, la loro piccola dimensione rende le procedure neurochirurgiche più tecnicamente difficile che in animali più grandi. Il modello di collagenasi e l&#39;iniezione di sangue aut...

Telaio per neurochirurgia stereotassica mouse (Stoelting, 51925) Microinfusion pompa e processore (UMP-3 e Micro4, strumenti di precisione mondiale, Sarasota, FL) Il mouse più caldo (Stoelting, 50300) Topo anestesia per inalazione (Braintree scientifico, EZ-AF9000) 25 microlitri tenuta di gas borosilicato siringa Hamilton con pistone patinata e senza ago (Società Hamilton, Reno, NV, siringa 1702RN: 765401, ghiera: 30949, spacer: 30946) ago silice fusa tagliato a 2 cm di lunghezza (Hamilton, 17739) * Nota Hamilton siringa e l&#39;ago di silice fusa possono essere riutilizzati per interventi chirurgici multipli se sterilizzato prima di ogni intervento chirurgico. Questi materiali sono cruciali per evitare la coagulazione del sangue. Guanti chirurgici sterili Camice chirurgico, cofano e mascherina Betadine 75% di etanolo 27 g ago sterile (uso singola) 1 siringa sterile cc (uso singola) sterili lama chirurgica Cidex acqua sterile buprenorfina e isoflurano garza sterile paraffina carta piazze Colla chirurgica veterinaria (Vetbond, 3M, St. Paul, MN)

iniezione di sangue autologo modello spontanea emorragia intracerebrale in topi

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

L'indagine sulla fisiopatologia delle lesioni successive a emorragia intracerebrale (ICH) richiede un modello animale riproducibile. Sebbene l'ICH rappresenti dal 10 al 15% di tutti gli ictus, al momento non esiste una terapia specifica ed efficace. Il modello di iniezione di sangue autologo nei topi prevede l'iniezione stereotassica di sangue arterioso nei gangli della base, riproducendo un'emorragia ipertensiva spontanea nell'uomo. La risposta all'emorragia può quindi essere studiata in vivo e i deficit neurocomportamentali possono essere quantificati, consentendo la descrizione della patologia conseguente e la sperimentazione di potenziali agenti terapeutici. La procedura descritta in questo protocollo utilizza la tecnica della doppia iniezione per ridurre al minimo il rischio di reflusso del sangue lungo il tratto dell'ago, l'assenza di anticoagulanti nel sistema di pompaggio e l'eliminazione di ogni spazio morto e di tubi espandibili nel sistema.

L&#39;iniezione di sangue autologo modello di emorragia intracerebrale in topi descritti in questo protocollo utilizza la tecnica di iniezione doppio per minimizzare il rischio di reflusso del sangue il percorso dell&#39;ago, non anticoagulanti nel sistema di pompaggio, ed elimina tutto lo spazio morto e tubi espandibili nel sistema.

Iniezione di sangue autologo Modello spontanea emorragia intracerebrale in topi

L'indagine sulla fisiopatologia del danno conseguente a un'emorragia intracerebrale (ICH) richiede un modello animale riproducibile. Sebbene l'ICH rappresenti il 10-15% ...

L'obiettivo generale di questa procedura è modellare l'emorragia intracerebrale spontanea nel topo per studiare in vivo la patologia persistente e gli esiti neurocomportamentali. Questo viene ottenuto preparando innanzitutto il topo per l'intervento chirurgico. La parte ventrale della coda e il cuoio capelluto vengono rasati e puliti.Successivamente, utilizzando i punti di riferimento del cranio, viene praticato un foro preciso attraverso l'osso cranico. In terzo luogo, il sangue viene prelevato dall'arteria della coda ed iniettato stereotassicamente nei gangli della base. L'ago per l'iniezione viene quindi rimosso con cura e l'incisione viene chiusa.In definitiva, è possibile ottenere risultati che mostrano infiammazione localizzata, morte cellulare e deficit neurologico mediante immunoeistochemia, citometria a flusso e test funzionali, tra gli altri metodi. In generale, i ricercatori alle prime armi con questa procedura incontreranno difficoltà con la coagulazione del sangue, poiché la piccola quantità di sangue iniettata tenderà a coagulare nel sistema nel tempo necessario per effettuare l'iniezione. Dopo aver indotto l'anestesia con isoflurano, rasare il cuoio capelluto e deter

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Ricerca

JoVE Journal

Neuroscience

Neuroscienze

Modelli animali clinicamente rilevanti di emorragia intracerebrale (ICH) sono necessari per ampliare la nostra conoscenza di ictus emorragico e di esaminare nuove strategie terapeutiche. In questo studio, abbiamo descrivere e valutare due modelli ICH che implementano iniezioni unilaterali di ciascuna sangue autologo intero o collagenasi batterica nel gangli della base (corpo striato) di topi.

Modellazione emorragia intracerebrale in Mouse: iniezione di sangue autologo o collagenasi batterica

Questo video mostra la procedura per stabilire un modello di ratto con emorragia subaracnoidea. A un ratto anestetizzato viene impiantate sonde per misurare la pressione intracranica e il flusso sanguigno cerebrale. Il sito target viene identificato e l'ago viene inserito in una posizione pre-chiasmatica. Il sangue autologo viene quindi iniettato nello spazio subaracnoideo, aumentando la pressione intracranica e diminuendo il flusso sanguigno cerebrale, stabilendo il modello.

Stabilire un modello di ratto con emorragia subaracnoidea indotta da iniezione di sangue autologo

Fonte: Tang, X. et. al., Emorragia pontina massiccia mediante doppia iniezione di sangue autologo. J. Vis. Exp. (2021)Questo protocollo descrive l'infusione controllata di sangue autologo nella regione pontina del cervello di un ratto per modellare una massiccia emorragia pontina. Lo scopo è quello di simulare un'emorragia cerebrale localizzata aumentando la pressione localizzata.

Induzione di una massiccia emorragia pontina in un modello di ratto mediante iniezione di sangue autologo

Un modello di topo standardizzato di emorragia subaracnoidea da Circolo endoluminale di Willis perforazione viene descritto. Nave di perforazione e emorragia subaracnoidea sono monitorati da un monitoraggio della pressione intracranica. Inoltre diversi parametri vitali vengono registrati e controllati per mantenere condizioni fisiologiche.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

I modelli preclinici di emorragia intracerebrale vengono utilizzati per imitare alcuni aspetti della malattia clinica. Pertanto, possono essere esplorati i meccanismi di lesione e le potenziali strategie terapeutiche. In questo protocollo vengono descritti due modelli di emorragia intracerebrale, iniezioni intrastriatali (gangli della base) di sangue autologo o collagenasi.

Iniezione intrastriatali di sangue autologo o Clostridial Collagenase come modelli murini di emorragia intracerebrale

Abbiamo descritto in questo protocollo un modello di topo standardizzato di emorragia subarnoide (SAH) con una doppia iniezione di sangue intero autologo nella cisterna magna. L'elevato grado di standardizzazione della procedura a doppia iniezione rappresenta un modello medio-acuto di SAH con relativa sicurezza per quanto riguarda la mortalità.

Doppia iniezione diretta di sangue nella Cisterna Magna come modello di emorragia subarachnoide

Presentiamo un protocollo per stabilire un massiccio modello di emorragia pontina in un ratto attraverso la doppia iniezione di sangue autologo.

Emorragia pontina massiccia per doppia iniezione di sangue autologo

L'emorragia subaracnoidea continua a portare un elevato carico di mortalità e morbilità nell'uomo. Per facilitare ulteriori ricerche sulla condizione e sulla sua fisiopatologia, viene presentato un modello pre-chiasmatico a singola iniezione.

Pre-chiasmatico, singola iniezione di sangue autologo per indurre emorragia subaracnoidea sperimentale in un modello di ratto

La malattia di Parkinson è una malattia neurodegenerativa che deriva dalla degenerazione dei neuroni dopaminergici nel sistema nervoso centrale, causando difetti di locomozione. Modelli rotenone malattia di Parkinson in Drosophila. Questo documento delinea due saggi che caratterizzano le carenze locomozione sia spontanee e spaventare-indotte causate da rotenone.

Metodi di caratterizzare spontanea e startle indotta Locomozione in un rotenone-indotta malattia di Parkinson Modello di<em&gt; Drosophila</em

Qui descriviamo un metodo per l'instaurazione di un modello di microcefalia indotta da virus di Zika nel topo. Questo protocollo include metodi per inoculazione intracerebrale embrionale, neonatale e adulto-fase del virus Zika.

Creazione di modelli murini per disturbi neurologici indotta da Virus di Zika utilizzando strategie di iniezione intracerebrale: embrionale, neonatale e adulto

Scopri un modello di emorragia intracerebrale spontanea nei topi mediante iniezione di sangue autologo con tecnica a doppia iniezione. Questo metodo riduce il reflusso ematico e permette di studiare la patologia cerebrale e i deficit neurologici in vivo.

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