Name: Diagnostic de lecto-et endoparasites chez les rats et les souris de laboratoire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Apprenez les techniques de diagnostic des ectoparasites et endoparasites chez les rats et souris de laboratoire. Cette méthode permet d'examiner le pelage, les fèces et le contenu intestinal pour évaluer la santé des colonies animales.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

1. L&#39;examen Endoparasite (tableau 1) 1. Test du ruban périanale (voir aussi l&#39;article 5; elles sont généralement réalisées au même moment) <ol><li> Retirer une longueur de clair, pas dépoli, du ruban adhésif à partir d&#39;un distributeur. Bande doit être suffisamment long pour manipuler par un bout, sans toucher au milieu (environ 5 cm). Il peut être plus facile de passer plusieurs longueurs en une seule fois, de les attacher à la lisière d&#39;une surface de travail propre et en utilisant au besoin. </li><li> Soulever une souris de sa cage et placer sur le couvercle de la cage, en le tenant par la queue. Effectuez cette action dans une hotte à flux laminaire ou enceinte de sécurité biologique si l&#39;état de santé de l&#39;animal l&#39;exige. </li><li> Retiens la souris par la queue, en soulevant ses pattes arrière de la cage. Saisir l&#39;extrémité du ruban entre le pouce et l&#39;index, puis appliquez le milieu de la bande fermement pour le périnée de la souris, y compris les temps de plusieurs région périanale. Les cheveux doivent être vus pour être adhérent à la bande pour que le test soit considéré comme un succès. </li><li> Placez le dos de la souris dans la cage. </li><li> Déposer une goutte d&#39;huile minérale sur une lame de verre propre étiquette, appliquer le ruban à la diapositive, puis une autre goutte d&#39;huile minérale. Couvrir avec une lamelle de verre. </li><li> Lire la lame de microscope en utilisant les objectifs 10x et 40x sur un microscope optique. Le test du ruban périanale est préférable de détecter les œufs Syphacia, bien que les oeufs du parasite d&#39;autres sont parfois trouvés. </li></ol> 2. Flottaison fécale <ol><li> Assemblez solution de flottation, un flacon à fond plat (flacon de pilule ou de dispositif de flottaison fécale comme Ovatector), boîte de Pétri, lamelle, lame de microscope, et l&#39;applicateur / bâtons remuant. Solution de flottaison, comme Fecasol, devraient avoir un poids spécifique de 1.20 à 1.30 et peut être fabriqué à partir de divers sels de sodium, de sucre, de sulfate de zinc, ou achetés dans le commerce. (Tableau 2) </li><li> Recueillir 2-5 pelotes fécales de la cage ou frais de l&#39;animal (s) dans la chambre de flottaison. Si les selles sont extrêmement sèches, soit en raison de l&#39;âge ou les espèces produisant les matières fécales, l&#39;humidification des matières fécales avec 500 pi de solution saline à 0,9% peut être bénéfique. </li><li> Placer le flacon dans la boîte de Pétri pour protéger la surface de travail d&#39;un débordement de selles dissoutes. Ajouter un petit volume de milieu de flottaison et de la purée et mélangez soigneusement. Pas de gros morceaux de matériau doit rester. Continuer à ajouter du milieu de flottaison jusqu&#39;à une forme du ménisque au-dessus du bord du flacon. </li><li> Placer la lamelle sur le ménisque et incuber à température ambiante pendant 15 minutes. Œufs de parasites et certains oocystes de protozoaires se hisser au sommet et à adhérer à la lamelle. </li><li> Après incubation, ascenseur et inverser la lamelle. Placer la lamelle sur une lame de microscope en verre. </li><li> Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li><li> Bien que de faible technicité et facile à exécuter, en général, cette technique n&#39;est pas recommandée pour les souris ou les rats. En règle générale, il est plus approprié pour les animaux qui produisent un plus grand volume de matières fécales. </li></ol> 3. Concentration fécale et centrifugation <ol><li> Assemblez solution de flottation, tube de centrifugeuse, lamelle, lame de microscope, et l&#39;applicateur / bâtons remuant et bouchons tube. Solution de flottation doit avoir une densité de 1.18 à 1.30 et peut être fabriqué à partir de divers sels de sodium, de sucre, de sulfate de zinc, ou achetés dans le commerce. (Tableau 2) </li><li> Recueillir 20-10 pelotes fécales de la cage ou frais de l&#39;animal (s) dans un tube de collecte. Si les selles sont extrêmement sèches, soit en raison de l&#39;âge ou les espèces produisant les matières fécales, l&#39;humidification des matières fécales avec 500 pi de 0,9% saline ou avec la solution de flottation vous utilisez peut être bénéfique. </li><li> Mélanger l&#39;échantillon dans une solution de flottation appropriées dans un tube à centrifuger en verre. Une agitation mécanique avec une Vortexer peut être utilisé pour mélanger les échantillons. Si un Vortexer est utilisé, douilles amortisseurs doivent être placés sur les sommets du tube pour éviter les déversements et la contamination croisée. En routine, les échantillons sont préparés dans du sulfate de 1,18 gravité de zinc spécifiques, cependant d&#39;autres solutions peuvent être utilisées en plus (dans un tube préparation séparée) ou en substitution. </li><li> Ajouter la solution de flottation supplémentaires pour chaque tube pour former un ménisque légèrement positive sur chaque tube. Appliquer une lamelle de plastique pour chaque tube, et de s&#39;assurer que plein contact avec la lèvre du tube est fait. Placer le tube (s) dans la centrifugeuse. </li><li> Centrifuger à environ 616-760 RCF pendant 10 minutes. Si lamelles sont perdus ou cassés pendant le processus de centrifugation, une lamelle de nouvelles peut être placé sur le tube d&#39;échantillon et le tube peut être doucement incliné de telle sorte que le ménisque touche la lamelle nouvelle. Pas de centrifugation supplémentaire n&#39;est nécessaire. </li><li> Retirer le couvercle de glissement du tube à centrifuger et placer sur une étiquette, lame de verre de microscope propre. Si des solutions multiples de centrifugation ont été utilisées pour évaluer un échantillon fécal, deux lamelles peuvent être placés sur la même lame. </li><li> Colorer les diapositives avec de l&#39;iode. Cela permet d&#39;el&#39;identification Asier de kystes. </li><li> Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sur un microscope optique. </li></ol> 4. L&#39;examen direct des intestins pour les helminthes et les protozoaires <ol><li> Placez la souris euthanasiés ou une carcasse de rat en décubitus dorsal sur une planche de dissection propre ou surface de travail similaires. </li><li> En utilisant des pinces, soulever la paroi abdominale à la région génitale. Avec des ciseaux, soigneusement inciser la paroi ventrale abdominale de la zone génitale à la base de la cage thoracique enlever la peau et les muscles et en exposant les intestins. Enlever l&#39;intestin, en commençant par le duodénum (le segment de l&#39;intestin le début à la sortie de l&#39;estomac) et de continuer à le côlon descendant (le segment de l&#39;intestin qui se termine à l&#39;anus et contient généralement les matières fécales formées). </li><li> Les intestins dans un plat de 100 ml de Pétri. Recueillir une partie du caecum et du duodénum de l&#39;animal euthanasié et les placer sur une planche de dissection. Inciser chaque segment intestinal longueur d&#39;exposer la muqueuse. </li><li> Avec des ciseaux, couper les intestins restantes en petites sections. Ajouter suffisamment d&#39;eau du robinet pour le plat à peine immerger le tissu prélevé. </li><li> Incuber le mélange de l&#39;échantillon à 35-40 ° C dans un four de laboratoire ou un incubateur pour un minimum de 10 minutes. Ce va libérer et exposer les helminthes luminal. Bien que l&#39;échantillon est en incubation, effectuer les étapes suivantes. </li><li> Placez deux gouttes de solution saline à 0,9% côté à côte sur une seule diapositive étiquetés, pour permettre la préparation des échantillons provenant de deux segments de l&#39;intestin (duodénum et le caecum). </li><li> Chaleur et froid stérilisent une anse ou équivalent. </li><li> Grattez la muqueuse du duodénum et le lieu des raclures sur le côté gauche de la diapositive (côté le plus proche du bord dépoli). </li><li> Grattez la muqueuse du cæcum et le lieu des raclures de sur le côté droit de la diapositive. </li><li> Haut les raclures d&#39;une lamelle. Examinez diapositives préparés en utilisant l&#39;objectif 40x sous un microscope à contraste de phase); agrandissement augmentera nécessaires à l&#39;identification. Si les parasites sont détectés, identifier basée sur la morphologie. </li><li> Le contenu plat sera prêt pour examen par ce point. Examinez le contenu plat sous un microscope à dissection. Utiliser une sonde ou un bâton applicateur comme nécessaire pour déplacer le contenu dans le plat pour compléter un examen approfondi. Si les oxyures sont présents, ils apparaissent comme de petites, blanches, des cheveux comme des vers. Si les ténias sont présents, ils apparaissent comme segmenté, vers plats (plus grand que l&#39;oxyurose filiformes). </li><li> Si les helminthes sont détectés ou suspectés, de recueillir l&#39;échantillon en utilisant une petite paire de pinces. </li><li> Placer le spécimen sur une étiquette, lame de verre propre dans une goutte d&#39;huile de paraffine ou minérale et placer une lamelle sur le dessus de l&#39;éprouvette. Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sur un microscope optique. </li></ol> 2. L&#39;examen des ectoparasites (tableau 3) 5. Fourrure examen pour arracher les ectoparasites (test de bande) <ol><li> Retirer une longueur de clair, pas dépoli, du ruban adhésif à partir d&#39;un distributeur. Bande doit être suffisamment long pour manipuler par un bout, sans toucher au milieu (environ 5 cm). Il peut être plus facile de passer plusieurs longueurs en une seule fois, de les attacher à la lisière d&#39;une surface de travail propre et en utilisant au besoin. </li><li> Soulever une souris ou un rat de sa cage et placer sur le couvercle de la cage, en le tenant par la queue. Effectuez cette action dans une hotte à flux laminaire ou enceinte de sécurité biologique si l&#39;état de santé de l&#39;animal l&#39;exige. </li><li> Retiens la souris ou le rat. Saisir la fourrure avec pinces hémostatiques et doucement arracher la fourrure de la zone scapulaire de la souris, région cervicale ventrale, région axillaire, la région inguinale, et la croupe dorsale. Placer la fourrure sur la bande. Les cheveux doivent être vus pour être adhérent à la bande pour que le test soit considéré comme un succès. Placez la souris ou le rat de retour dans sa cage. </li><li> Déposer une goutte d&#39;huile minérale sur une lame de verre propre étiquette, appliquer le ruban, puis une autre goutte d&#39;huile minérale. Couvrir avec une lamelle de verre. </li><li> Lire la lame de microscope en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li><li> Cet examen est le meilleur pour la détection de fourrure tels que les acariens Radfordia, Myobia et Myocoptes. </li></ol> 6. Grattez la peau <ol><li> Assembler les matériaux suivants: les animaux à tester, l&#39;huile minérale, lame de microscope, lamelle, un scalpel, et des ciseaux. Si ce test est à effectuer sur les animaux vivants, ils doivent être anesthésiés avant de commencer. </li><li> Exemple de la face dorsale près de la base de la queue et la région temporale de la tête. Alternativement, des lésions cutanées et / ou d&#39;autres sites peuvent être grattées. </li><li> Profondément gratter la peau avec la lame de bistouri dans la direction opposée de la croissance des cheveux, à éroder l&#39;épiderme. Tailler les poils avant de gratter peut améliorer la sensibilité de dépistage en réduisant l&#39;obstruction visuelle (excès de poils) sur lediapositive. </li><li> Déposer une goutte d&#39;huile sur la diapositive. Appliquez l&#39;échantillon à la goutte d&#39;huile en essuyant la lame (avec l&#39;échantillon ci-joint) sur la surface de la lame. Ajouter l&#39;huile supplémentaire à la diapositive, si nécessaire, et garnir avec une lamelle. </li><li> Lire la lame de microscope en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li><li> Le gratter la peau est généralement utilisé pour détecter Demodex (et champignons dermatophytes). </li></ol> 7. L&#39;examen direct du pelage <ol><li> Placez la souris ou du rat euthanasié sur la scène d&#39;un microscope à dissection. </li><li> Examiner les poils de la fourrure à environ 10X en utilisant un bâton applicateur ou d&#39;un instrument semblable à une partie des cheveux et d&#39;observer la base de la tige du cheveu. </li><li> Examinez la région crânienne, entre les yeux et les pennes, entre les pennes, entre les omoplates, sous la mâchoire, et les régions inguinale et axillaire. Sinon, toute la carcasse peut être examiné. </li><li> Collecter toutes les ectoparasites ou de matériel suspect vu en utilisant une petite paire de pinces. Ectoparasites peut souvent ressembler à des pellicules ou une accumulation de cire jaune à la base d&#39;un cheveu ou directement sur la peau. </li><li> Placer le spécimen sur une lame de verre propre dans une goutte d&#39;huile de paraffine ou minérale et placer une lamelle sur le dessus de l&#39;éprouvette. Examinez la lame en utilisant les objectifs 10x et 40x sous un microscope optique. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: Voir les fichiers joints d&#39;identifier les parasites suivants: (Remarque: ces procédures permettra de détecter les œufs, helminthes, kystes ou présents dans les selles ou sur la peau et la fourrure; seuls quelques-uns d&#39;entre eux sont énumérés ci-dessous) Endoparasites: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (œuf, ver) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (œuf, ver) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (œuf, ver) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (œuf, ver) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparasites: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Test de bande </td><td> Flottaison fécale </td><td> FCC </td><td> Examen direct 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Les protozoaires </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / Na 2 </td></tr><tr><td> Métazoaires </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Oxyure </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Ténia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ascaris Autre 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Cette méthode requiert l&#39;euthanasie de l&#39;animal. 2. Il n&#39;ya pas de méthodes de détection par PCR actuellement disponibles pour tous les protozoaires. 3. Cette méthode est plus appropriée pour détecter Syphacia spp. 4. Cette méthode sera plus facile de détecter Aspiculuris, et moins susceptibles de détecter Syphacia. 5. Ténias et ascaris autres que les oxyures sont très rares chez les souris et les rats de laboratoire modernes. Tableau 1. Classe de endoparasite et la méthode de détection approprié. Certaines méthodes nécessitent l&#39;euthanasie de l&#39;animal. NA indique méthode n&#39;est pas actuellement disponible pour ces parasites + indique l&#39;aptitude de la méthode pour la détection du parasite en question, et -. Indique que la méthode n&#39;est pas recommandée pour ce parasite. <table border="1"><tbody><tr><td> Solution </td><td> Gravité spécifique </td><td> Ingrédients par 1L H 2 O </td></tr><tr><td> Le chlorure de sodium </td><td> 1,20 </td><td> 311 g de chlorure de sodium </td></tr><tr><td> Le nitrate de sodium </td><td> 1,20 </td><td> 338 g de nitrate de sodium </td></tr><tr><td> Le nitrate de sodium </td><td> 1,30 </td><td> 616 g de nitrate de sodium </td></tr><tr><td> Sucre </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g de saccharose 1 </td></tr><tr><td> Sheather de sucre </td><td> 01/27 au 01/30 </td><td> 1563 g de saccharose 1 </td></tr><tr><td> Le sulfate de zinc </td><td> 1,18 </td><td> 493 g de sulfate de zinc </td></tr></tbody></table> 1. Ces solutions nécessitent une réfrigération ou de l&#39;addition de 9 ml de phénol comme conservateur. Tableau 2. Solutions de flottation fécale (de Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fourrure arracher (test de bande) </td><td> 1 gratter la peau </td><td> Examen direct 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Poux </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Acariens </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Puces 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Tiques 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Cette méthode nécessite une anesthésie si elle doit être effectuée sur un animal vivant. 2. Cette méthode requiert l&#39;euthanasie de l&#39;animal. 3. Il n&#39;ya pas de méthodes de détection par PCR actuellement disponibles pour toutes les espèces d&#39;acariens. 4. Puces et les tiques sont extrêmement rares dans des installations modernes aux animaux de laboratoire. Tableau 3. Classe des ectoparasites et la méthode de détection approprié. Certaines méthodes nécessitent l&#39;euthanasie de l&#39;animal, et d&#39;autres méthodes d&#39;anesthésie, il faudra les exécuter dans les animaux vivants. NA indique méthode n&#39;est pas actuellement disponible pour ces parasites. NA indique méthode n&#39;est pas actuellement disponible pour ces parasites + indique l&#39;aptitude de la méthode pour la détection du parasite en question, et -. Indique que la méthode n&#39;est pas recommandée pour ce parasite.

<ol><li>Baker, D. G. Chapter 23. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Baker, D. G. Chapter 11. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 303-398 (2007).</li>
<li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOwen%2C+DG+%22Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Parasites of Laboratory Animals</a>. 12, Royal Society of Medicine. (1992).</li>
<li>Pritchett, K. R. Chapter 22. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPritchett%2C+KR+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+PH+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 1-13 (2007).</li>
<li>Wasson, K. Chapter 21. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWasson%2C+K+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Vol. 2, Academic Press. 517-550 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs sont tous des employés de Charles River, un fournisseur de tests de diagnostic et des réactifs, y compris les tests décrits ci-dessus.

Lorsque vous travaillez dans un laboratoire, la sécurité doit toujours être un sujet de préoccupation. N&#39;oubliez pas de porter un équipement de protection lorsque vous travaillez avec des animaux et à nettoyer votre poste de travail avec un désinfectant avant et après. Ces méthodes sont principalement conçus pour trouver tous les parasites des rongeurs de laboratoire dans les endroits examinés, à savoir, ils peuvent détecter exotiques ou excessivement parasites rares ainsi que les oxyures plus communs et les acariens de la fourrure. Bien qu&#39;ils soient également applicables à d&#39;autres espèces, les rongeurs sauvages peuvent avoir des parasites supplémentaires dans des endroits tels que le foie, le cerveau et le tissu sous-cutané, non évalués par les méthodes ci-dessus.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Société </td><td> Le numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Planche à découper </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Petits ciseaux </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lames de 23mm, 3,5 &quot;de longueur, droites </td></tr><tr><td> Ciseaux Medium </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pince-courbée </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, dentelé, légère courbe </td></tr><tr><td> Pince-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Pince-Tissue forceps </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Dent de rat </td></tr><tr><td> Métal sonde </td><td> VWR </td><td> Cat # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hémostatiques </td><td> Vantage </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Bâtonnets applicateurs </td><td> Puritain </td><td> Applicateurs 6po, Réf # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscope à dissection </td><td> Olympus </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Boîte de Petri </td><td> VWR </td><td> 100mm, Cat # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Lamelles </td><td> VWR </td><td> Couvercle en verre Micro, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Diapositives </td><td> VWR </td><td> Microscope VistaVision diapositives Cat # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Inoculation en boucle </td><td> VWR </td><td> Cat # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscope à lumière </td><td> Olympus </td><td> Modèle # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Four de laboratoire </td><td> Quincy Lab Inc </td><td> Four Lab Model 10 </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugeuse </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Le tube d&#39;essai </td><td> Kimble Chase- </td><td> Tube de 15 ml centrifugeuse jetables, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Lamelles </td><td> VWR </td><td> Plastique lamelles de microscope, 22mm, Cat # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Blanc bouchons </td><td> VWR </td><td> Cat # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;iode </td><td> Rowley biochimiques Institut </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Le sulfate de zinc </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Saccharose </td><td> Produits chimiques Mallinckrodt </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Phénol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Ruban adhésif en cellophane </td><td> Staples </td><td> Ruban adhésif invisible, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;huile minérale </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnostic de l&#39;ecto-et endoparasites chez les rats et les souris de laboratoire

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Les parasites internes et externes demeurent une préoccupation importante dans les installations de rongeurs de laboratoire et des installations de recherche de nombreux ports de certains animaux parasités. Avant d&#39;entreprendre un examen des animaux contre les parasites, deux choses doivent être envisagées. Un: quelle utilisation sera faite des informations recueillies, et deux: le test qui est la plus appropriée. Sachant que les animaux sont parasités peut être quelque chose que l&#39;établissement accepte, mais il est souvent nécessaire de traiter les animaux et ensuite de déterminer l&#39;efficacité du traitement. Les parasites peuvent être détectés chez des animaux par le biais de diverses techniques, y compris les échantillons prélevés sur des animaux vivants ou euthanasiés. Historiquement, les tests avec la plus grande sensibilité de diagnostic nécessaires l&#39;euthanasie de l&#39;animal, bien que la PCR a permis à haute sensibilité des tests pour plusieurs types de parasites. Cet article montre des procédures pour la détection des endo-et ectoparasites chez les souris et les rats. Les mêmes procédures sont applicables à d&#39;autres rongeurs, bien que les espèces de parasites trouvés seront différents.

Cet article décrit les diverses procédures de dépistage pour les rats et les souris pour détecter l&#39;endo-ou ectoparasites. Plusieurs tests diagnostiques seront démontrés, tant celles qui conviennent pour une utilisation sur les animaux vivants et ceux qui sont utilisés après l&#39;euthanasie de l&#39;animal. Photographies d&#39;aide à l&#39;identification des parasites chez le rat et la souris seront inclus.

Diagnostic de l&#39;ecto-et endoparasites chez les rats et les souris de laboratoire

Les parasites internes et externes demeurent une préoccupation majeure dans les installations de rongeurs de laboratoire, et de nombreuses installations de recherche hébergent certains animaux parasités...

L'objectif général de cette procédure est de déterminer la présence ou l'absence de parasites chez des rats ou des souris de laboratoire. Cela peut être réalisé de diverses manières, notamment par l'examen du pelage et de la peau, l'examen des selles et l'examen du contenu intestinal. En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus qui fournissent des informations importantes sur l'état de santé global de la colonie grâce à l'examen systématique de ces échantillons.La démonstration visuelle de ces méthodes est cruciale, car si elles ne sont pas effectuées de manière minutieuse et soigneuse, une infection parasitaire peut être manquée. En général, les personnes novices dans ces méthodes éprouveront des difficultés, car même si les techniques sont correctement appliquées, les parasites peuvent être mal identifiés.Les méthodes que nous allons démontrer peuvent aider à répondre à des questions essentielles concernant l'état de santé des rats et des souris utilisés dans votre recherche avant de prélever des échantillons de fourrure et périanaux. Préparez au moins deux lames de verre par animal avec des gouttes d'huile minérale. Retirez la souris d'intérêt de sa cage et placez-la sur la face interne du couvercle de cage retourné.En tenant la souris par la queue, appliquer fermement un morceau de ruban adhésif en cellophane de cinq centimètres de longueur sur la région périanale et le périnée de la souris. Si l'opération réussit, des poils doivent adhérer au ruban.Continuer à maintenir l'animal et saisir son pelage avec une pince. Prélever délicatement des échantillons de poils de la région scapulaire, de la région cervicale ventrale, de la région axillaire, de la région inguinale et du garrot dorsal. Placer ces échantillons sur un morceau de ruban adhésif en cellophane d'une longueur de cinq centimètres.À mesure que chaque échantillon est prélevé, appliquez le ruban adhésif sur une lame, côté collant vers le bas. Une fois tous les prélèvements effectués, déposez une autre goutte d'huile minérale sur chaque échantillon, puis placez des lamelles en verre. Lors de l'examen des lames périanales, il est peu probable de trouver des œufs d'un parasite autre que si facia.Pour l'examen des fèces, prélevez deux à cinq pelotules par animal ou par cage. Si les échantillons sont extrêmement secs, humidifiez-les avec 500 microlitres de solution saline à 0,9 %. Placez les échantillons dans un flacon de 10 millilitres ou dans un dispositif de flottation fécale.Placer le flacon de collecte dans la boîte de Pétri et remplir le flacon au quart avec un milieu de flottaison concentré. Ensuite, écraser et mélanger les selles dans la solution contenue dans le flacon jusqu'à ce qu'aucun gros morceau ne reste. Continuer à ajouter du milieu de flottaison jusqu'à ce qu'un ménisque se forme au-dessus du bord du flacon.Ensuite, placez la lame couvre-objet sur le ménisque et incubez le flacon à température ambiante pendant 15 minutes. Pendant l'incubation, le parasite, les œufs, le protéasome et l'oasis remontent et adhèrent à la lame couvre-objet, qui est ensuite montée sur une lame porte-objet pour un examen ultérieur. Ce test peut être réalisé dans un récipient aussi simple qu'un flacon pour pilules.Si les fèces ne sont pas disponibles, commencez par recueillir de deux à dix pelotes fécales par animal, et si elles sont desséchées, réhydratez-les dans 500 microlitres de solution saline à 0,9 %. Remplissez un tube en verre de centrifugation de 15 millilitres au quart avec une solution de flottaison concentrée et mélangez l'échantillon. Couvrez le tube en verre avec un bouchon plastique à clic, puis vortexez le mélange pendant 15 à 30 secondes jusqu'à obtention d'un aspect homogène.Ajoutez maintenant une solution de flottaison supplémentaire à chaque tube d'échantillon, afin de former un ménisque légèrement convexe. Appliquez une lamelle en plastique sur chaque tube et assurez-vous qu'elle adhère complètement au bord du tube.Pour obtenir le meilleur scellement, nettoyez le tube avec un coton-tige. Ensuite, centrifugez les tubes et les lamelles pendant 10 minutes après la rotation. Si des lamelles sont perdues ou cassées, remplacez-les et inclinez doucement les tubes afin que le ménisque touche la nouvelle lamelle.Ensuite, retirez toutes les lamelles et placez-les sur une lame de microscope en verre propre étiquetée. Une coloration à l'iode aidera à l'identification des kystes sur un animal anesthésié ou euthanasié. Taillez le pelage dorsal près de la base de la queue et de la région temporale de la tête, ou autour de toute lésion cutanée ou autre site devant être raclé, puis grattez profondément la peau avec la lame de scalpel dans le sens opposé à la pousse du poil.Cela érode l'épiderme. Essuyez la lame dans de l'huile minérale appliquée sur une lame porteuse étiquetée. Ajoutez une goutte supplémentaire d'huile si nécessaire.Avant de couvrir l'échantillon avec une lame de verre, placez un animal euthanasié sur une planche de dissection propre et utilisez une pince pour soulever la paroi abdominale au niveau de la région génitale. Ensuite, à l’aide de ciseaux, incisez soigneusement la paroi abdominale ventrale depuis la région génitale jusqu’à la base de la cage thoracique, puis retirez la peau et les muscles afin d’exposer les intestins. Prélevez ensuite une portion du cæcum et du duodénum dans le couvercle d’une boîte de Pétri.Inciser chaque segment intestinal dans le sens de la longueur. Pour exposer la muqueuse, déposer deux gouttes de solution saline à 0,9 % sur une lame unique étiquetée. Ensuite, à l’aide d’un anneau d’inoculation stérile, gratter la muqueuse et le duodénum, puis placer les prélèvements dans une goutte de solution saline.Répétez le processus en transférant un échantillon du caecum vers l'autre goutte. Retirez le reste des intestins. Commencez au duodénum et continuez jusqu'au côlon descendant.Transférez les intestins au fond d'une boîte de Pétri de 100 millilitres. Utilisez des ciseaux pour couper les intestins en sections plus petites. Ajoutez suffisamment d'eau du robinet dans la boîte pour que le tissu prélevé soit juste recouvert.Incuber le mélange d'échantillon à 35 à 40 degrés Celsius pendant au moins 10 minutes. Ceci permettra de libérer et d'exposer les casques luminaux pendant l'incubation de l'échantillon intestinal macéré. Utiliser la microscopie à contraste de phase pour examiner les échantillons duodénaux et SQL à la recherche de parasites.Une fois l'incubation de l'échantillon intestinal complet terminée, examiner le contenu de la boîte au microscope stéréoscopique. À l'aide d'une sonde, effectuer un examen minutieux. Les oxyures apparaîtront comme de petits vers blancs ressemblant à des cheveux.Les ténias apparaîtront comme des vers plats segmentés. Ramasser tous les vers ou matériaux suspects à l’aide d’une petite pince et les monter sur une lame. Pour un examen ultérieur au microscope optique, placer la souris ou le rat euthanasié directement sur la platine d’un microscope stéréoscopique sous l’objectif 10 x, écarter les poils à l’aide d’un bâtonnet applicateur et observer la base des follicules pileux.Les ectoparasites peuvent ressembler à des pellicules ou à un dépôt cireux jaune à la base d'un follicule pileux ou directement sur la peau. Rechercher au minimum la présence d'ectoparasites dans la région crânienne, ainsi que dans les régions inguinales et axillaires.Examine attentivement entre les yeux et la pièce, entre les omoplates et sous la mâchoire. À l’aide de petites pinces, transférez les ectoparasites éventuels et autres matériaux suspects sur une lame. Montez-les dans de l'huile minérale pour identification. Ces procédures permettront de détecter de nombreux parasites courants. Voici quelques exemples.Il s'agit d'œufs de SE facia provenant d'échantillons de bandelettes périanales. Un bouchon pileux s'est révélé contenir l'acarien myopia musculi issu d'une préparation par centrifugation fécale. Ce sont des œufs de picis tetter.Dans cet examen direct de la muqueuse intestinale, un trichure peut être observé ; l'examen d'intestins macérés a révélé ces oxyures adultes. Une fois maîtrisé, cet examen complet destiné à détecter les parasites peut prendre moins d'une heure. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser différents examens destinés à détecter les parasites chez les rats et les souris. N'oubliez pas que certains de ces parasites peuvent être transmis à l'homme.Respectez toujours les règles de sécurité de base en laboratoire.

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

Trichuris muris infection est un modèle de l'immunité intestinale Th2 où les souris résistantes générer une réponse immunitaire protectrice Th2 et souris susceptibles de générer une réponse Th1 pathologique.

Trichuris muris Infection: Un modèle de type 2 Immunité et inflammation de l&#39;intestin

Cet article décrit les procédures permettant d'effectuer un examen post-mortem de base d'une souris ou un rat, et la collecte des organes de base, ainsi que plusieurs types d'échantillons difficiles à partir de l'évaluation histologique, microbiologique et la PCR.

Autopsie de diagnostic et de certains tissus et de collecte des échantillons dans les rats et les souris

La maladie de Lyme est la maladie à vecteur la plus couramment rapportés en Amérique du Nord. L'agent causal, Borrelia burgdorferi est une bactérie spirochète transmise par les tiques Ixodid. Transmission et détection de l'infection dans des modèles animaux est optimisé par l'utilisation de nourrissage des tiques, que nous décrivons ici.

Alimentation des tiques sur les animaux pour la transmission et Xénodiagnostic dans la recherche la maladie de Lyme

Nous décrivons des méthodes de surveillance longitudinale de l’efficacité des traitements pour le traitement des pathologies du côlon chez la souris à l’aide d’un endoscope rigide. Ce protocole peut être facilement utilisé pour la caractérisation de la réponse thérapeutique d’une tumeur individuelle chez des souris vivantes et également pour le suivi d’une rechute potentielle de la maladie.

Évaluation non invasive de l&#39;efficacité de nouveaux traitements pour les pathologies intestinales en utilisant l&#39;imagerie endoscopique de série de souris vivantes

En raison des similitudes frappantes entre le cycle de vie et la biologie des parasites du paludisme des rongeurs et les parasites du paludisme chez l'homme, les modèles de paludisme des rongeurs sont devenus indispensables à la recherche sur le paludisme. Ici, nous avons normalisé certaines des techniques les plus importantes utilisées dans l'analyse phénotypique des espèces de paludisme de rongeurs de type sauvage et transgénique.

Analyse phénotypique des stades du sang asexué et sexuel du parasite du paludisme des rongeurs et des stades des moustiques

Nous avons mis au point un système simple et versatile pour nourrir les tiques dures sur des lapins de laboratoire. Notre protocole non-laborieux utilise des matériaux facilement accessibles et peut être ajusté selon les besoins des divers paramètres expérimentaux. La méthode permet de surveillance confortable et/ou un échantillonnage des tiques pendant toute la période d’alimentation.

Un modèle polyvalent d’Infestation de tiques dures sur des lapins de laboratoire

Ce protocole présente une méthode de changement de cage pour rats par faire un déclic formation. Des rats apprennent le comportement souhaité non seulement par une formation directe, mais aussi par l’apprentissage par observation. La mise en œuvre du présent Protocole rapide et facile pourrait contribuer à améliorer le bien-être et l’hygiène dans les établissements de rongeurs.

À l’aide de Clicker Training et Observation sociale pour enseigner des Rats pour changer volontairement les Cages

Fine Needle Aspiration est une technique, par laquelle les cellules sont obtenues à partir d'une lésion ou d'un organe à l'aide d'une aiguille mince. Le matériel aspiré est enduit, taché et examiné au microscope pour le diagnostic ou utilisé pour la biologie moléculaire, la cytométrie ou l'analyse in vitro. Il est bon marché, simple, rapide et provoque un traumatisme minimal.

Détection des parasites extravasculaires de trypanosoma par l'aspiration fine d'aiguille

Strongyloides ratti est un nématode parasite qui provoque des infections transitoires chez les souris de laboratoire, présentant des stades de migration tissulaire et de vie intestinale. Ici, nous présentons un protocole pour le maintien du cycle parasitaire chez le rat et l’infection expérimentale de souris, y compris la quantification du parasite dans la tête, les poumons et l’intestin.

Infection expérimentale de souris par le nématode parasite Strongyloides ratti

Nous décrivons ici le rat procédure de transplantation orthotopique arrière-membre, ce qui semble être...

Hind-Limb orthotopique transplantation chez le rat

Apprenez les techniques de diagnostic des ectoparasites et endoparasites chez les rats et souris de laboratoire. Cette méthode permet d'examiner le pelage, les fèces et le contenu intestinal pour évaluer la santé des colonies animales.

Diagnostic de l'ecto-et endoparasites chez les rats et les souris de laboratoire

Explorer plus de vidéos