Name: Contenzione manuale e comuni Itinerari Compound amministrazione in topi e ratti (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Impara le tecniche di contenzione manuale e somministrazione di composti in topi e ratti per la ricerca in vivo. Questo metodo garantisce pratiche umane e sicure per il benessere animale.

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La ricerca qui presentata è stata sostenuta da Charles River.

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+Mouse+Handbook%22">Laboratory Mouse Handbook</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

Gli autori sono dipendenti di Charles River.

Questo protocollo dovrebbe essere considerata come una introduzione alla movimentazione degli animali e somministrazione della sostanza lo scopo di completare una formazione pratica fornito presso lo stabilimento del ricercatore. I mezzi di contenzione che saranno utilizzati e le vie di somministrazione della sostanza dovrebbero essere considerati nel disegno sperimentale e quando il protocollo di ricerca o del comitato etico il protocollo è scritto. La formazione in procedure connesse agli animali è vitale per il successo della ricerca. Per eseguire la maggior parte degli esperimenti, gli animali devono essere trattati da personale di ricerca, e il migliore è il trattamento degli animali, tanto meno ha sottolineato l&#39;animale 3. Abituando gli animali per gentile contatto umano può ridurre lo stress e rendere gli animali soggetti di ricerca più trattabili 4,5. Gestione dello stress ha mostrato di influenzare alcuni tipi di ricerca 6 ed è possibile che può influenzare altri. Sistema di ritenuta dei roditori deve essere effettuata con attenzione, ma la gestione dell&#39;impresa (un tentativopresa può causare lesioni a roditori e gestore) e dovrebbe essere per il minor tempo pratico. Metodi di ritenuta di solito sono scelti in base alle dimensioni dell&#39;animale o la richiesta di accesso. Per esempio, la movimentazione ratti adulti per la nuca, anche se possibile, è spesso incontrato con forte resistenza dal ratto, soprattutto se il gestore è inesperto. In possesso di un topo o ratto a mano può rendere l&#39;accesso alle vene coda difficile e di un dispositivo di ritenuta è spesso scelto di mantenere l&#39;animale più fermo possibile. Quando i ricercatori di gestire gli animali, sono spesso cercano di amministrare un composto o biologico per ulteriori studi. La via di somministrazione di sostanze può influenzare l&#39;assorbimento, la biodisponibilità e idoneità per un particolare esperimento. La familiarità con vari percorsi devono fornire ai ricercatori la possibilità di amministrare la loro sostanza nel miglior modo possibile, per le loro ricerche. Per esempio, un percorso che promuove assorbimento rapido di una sostanza, Ad esempio endovenosa o intraperitoneale, non deve essere utilizzato se il ricercatore vuole somministrare il farmaco in un modo più lento effetto. Recensioni recenti di alcune di queste tecniche e considerazioni per il volume, attrezzature, e soluto si può trovare in due articoli da Turner et al. 1,7 Quando le sostanze devono essere somministrate per roditori da laboratorio, occorre tenere in considerazione la dimensione corretta del materiale e volume di sostanza (indicato in tabella 1). Non correttamente attrezzature di altra dimensione o grandi quantità può provocare disagio, lesioni o morte dell&#39;animale. In generale, le sostanze somministrate per via parenterale sono sterili, se gli obiettivi di ricerca renderebbe ciò impossibile (ad esempio, gli studi batteriche). Composti biologici e dovrebbe essere in un soluto o veicolo che avrà il minimo effetto sull&#39;animale. A pH fisiologico (7,3 -7,4) è generalmente ben accettato, soprattutto per via sottocutanea, intramuscolare, e intrapepercorsi ritoneal. Non fisiologici livelli di pH in sostanze somministrate attraverso queste vie può causare dolore o necrosi e danni ai tessuti. Più ampie gamme di pH sono tollerati con percorsi intragastrici ed endovenosa 7. In piccoli roditori, un&#39;altra considerazione importante è la possibilità di rilassarsi, se grandi quantità di liquidi a temperatura ambiente sono dati. Se i liquidi sono stati somministrati per via endovenosa o intraperitoneale, specialmente a sostegno di un animale malato, che deve essere riscaldato a temperatura corporea (37 ° C). Le vie di somministrazione discussi in questo protocollo sono quelli comunemente utilizzati in molti programmi di ricerca, sono semplici da padroneggiare, e generalmente non richiede anestesia. Una varietà quasi infinita di vie di somministrazione sono possibili, tuttavia, compreso intracranica, intratecale, epidurale, intratracheale, intraossea, e intra-solo per citarne alcuni. Formazione in questi percorsi specializzati di somministrazione dovrebbe essere cercato da persone who hanno una vasta esperienza con il percorso e buoni risultati. Nei roditori, la via intranasale è in genere utilizzato per studiare le sostanze introdotte per i polmoni attraverso una più &quot;naturale&quot;, metodo di instillazione. Topi e ratti sono obbligati naso-respiratori, così inducendoli a inalare piccole quantità di liquido non è difficile, anche in animali coscienti. Poiché la mucosa nasale è ben fornito con vasi sanguigni, la somministrazione intranasale di alcune sostanze può essere simile alla somministrazione endovenosa. Questo percorso è sconsigliato in animali con rinite, tuttavia, come che possono compromettere l&#39;assorbimento. I tentativi di amministrare grandi volumi per via endonasale può causare dispnea o annegamento dell&#39;animale. Iniezioni intramuscolari di fornire un rapido assorbimento delle sostanze. Iniezioni intramuscolari può essere difficile in ratti e topi a causa delle loro piccole dimensioni e di conseguenza i muscoli piccoli. Sono eseguiti nella zampa posteriores. A causa del rischio di danni del nervo sciatico, il quadricipite femorale è il muscolo della scelta. Sebbene sia il sottocutanea e intradermica coinvolgono la pelle, ci sono differenze tra la biodisponibilità di sostanze immesse nella pelle contro il sottocute. La somministrazione sottocutanea è spesso considerato un percorso &quot;deposizione&quot;, con più lento assorbimento di altre vie, ad esempio per via endovenosa o intraperitoneale. Somministrazione intradermica viene utilizzato per volumi molto piccoli di sostanze, tipicamente sostanze immunostimolanti come adiuvante-antigene miscele. In entrambi i casi, le sostanze somministrate devono essere di pH fisiologico e non irritante. Intradermica o sottocutanea iniezioni non deve essere eseguita nel nuca, poiché questo è un sito comunemente usato per trattenere il roditore. Somministrazione endovenosa e intraperitoneale sono spesso considerati equivalenti nei roditori. Endovenosa di dosaggio fornire maggiori rApID assorbimento di composti, tuttavia, mentre somministrazione intraperitoneale deve essere considerata approssimativamente equivalente a somministrazione orale 8. Si deve prestare attenzione per via intraperitoneale con composti somministrati in quanto possono causare dolore se impropriamente tamponata. Il percorso comune di somministrazione in bolo per via endovenosa nei roditori è attraverso le vene della coda. Se cronica somministrazione endovenosa di una sostanza è desiderato, l&#39;impianto di venosa o arteriosa cannule devono essere considerati. Le sostanze somministrate per via endovenosa deve essere consegnato in modo asettico e deve essere dimostrato di essere sicuro per somministrare per via endovenosa. Ad esempio, le sostanze che possono indurre emolisi, trombosi, vasculite o non sono adatte per la somministrazione per via endovenosa. Il percorso gavage intragastrico o orale è spesso utilizzato per simulare un percorso comune somministrazione nell&#39;uomo. Ciò consente inoltre di dosaggio preciso di sostanze rispetto alla somministrazione per via orale attraverso il cibo o acqua. Biodisponibilità dei compostisomministrato tramite gavage varierà in base allo stato alimentato / digiuno dell&#39;animale, nonché il soluto o veicolo del composto o biologiche. Aghi sonda gastrica o con l&#39;alimentazione devono essere di dimensioni adeguate per gli animali in uso, e deve essere pulita tra gli animali, se gli aghi monouso sonda gastrica non sono pratici. Infortuni causati da sonda gastrica non sono rari e includono la deposizione della sostanza nei polmoni o rottura dello stomaco o dell&#39;esofago. La formazione deve essere controllata da un soggetto esperto e intrapresi sugli animali eutanasia, poi animali anestetizzati (che saranno sacrificati) prima sonda gastrica su animali svegli è tentato. Primi tentativi di gavage sugli animali svegli dovrebbe coinvolgere medie dimensioni animali e piccoli volumi di una sostanza, come soluzione salina, che non provocano lesioni se la procedura va storto. Gli animali devono essere attentamente valutati per segni di sofferenza, come senza fiato, diventando blu, sanguinamento, o salivazione eccessiva, dopo sonda gastrica e eutanasia, se necessario. Se euthanasia è necessaria, l&#39;animale deve essere sottoposti a necroscopia per determinare perché la procedura di sonda gastrica non è riuscita.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Aghi </td><td> Vario </td><td> Vario </td><td> Gli aghi sono venduti sia da calibro e la lunghezza. Controllare sia prima di ordinare. </td></tr><tr><td> Siringhe </td><td> Vario </td><td> Vario </td><td> Sempre scegliere una dimensione appropriata per il volume da somministrare. </td></tr><tr><td> DecapiCones </td><td> Braintree scientifico </td><td> DC-200, DCL-120, MDC-200 </td><td> Disponibile in topo e ratto dimensioni. </td></tr><tr><td> Roditori restrainer </td><td> Harvard Apparatus, Braintree scientifico, Plas-Labs, altri </td><td></td><td> Disponibile in plexiglas trasparente, in plastica regolabile, e dimensionati per topi e ratti. </td></tr><tr><td> Provetta da 50 ml </td><td> Vario </td><td> &amp; Nbsp; </td><td></td></tr><tr><td> Aghi di alimentazione </td><td> VWR, Popper and Sons </td><td> Vario </td><td> Montare l&#39;ago calibro e la lunghezza per gli animali come descritto sopra. Entrambi gli aghi di alimentazione monouso e riutilizzabili sono disponibili. </td></tr></tbody></table>

contenzione manuale e comuni itinerari compound amministrazione in topi e ratti

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Essere in grado di trattenere in modo sicuro ed efficace topi e ratti è una parte importante di condurre ricerca. Lavorare con fiducia e umanità con i topi e ratti richiede una competenza di base in metodi di gestione e di moderazione. Questo articolo presenta i principi fondamentali necessari per gestire in modo sicuro gli animali. Con una sola mano, a due mani, e della moderazione con oggetti di ritenuta appositamente progettati saranno illustrati. Spesso, un&#39;altra parte della ricerca o sperimentazione di animali è la gestione efficace dei composti di topi e ratti. Anche se ci sono un grande numero di possibili vie di somministrazione (limitato solo dalle dimensioni e organi dell&#39;animale), la maggior parte non sono usati regolarmente nella ricerca. Questo video illustrerà più delle rotte più comuni, endovenosa, intramuscolare, sottocutanea, e sonda gastrica. L&#39;obiettivo di questo articolo è quello di esporre un visualizzatore di familiarità con queste tecniche di contenimento di base e vie di somministrazione della sostanza. Questo videonon sostituisce hands-on di richieste di formazione presso la vostra struttura, ma ha lo scopo di aumentare e completare tale formazione.

Lavorare in sicurezza ed umanità con roditori di ricerca richiede una competenza di base nei metodi di gestione e di moderazione. Questo articolo presenta i principi fondamentali necessari per gestire in modo sicuro ed efficace somministrare composti a topi e ratti.

Contenzione manuale e comuni Itinerari Compound amministrazione in topi e ratti

Essere in grado di contenere topi e ratti in modo sicuro ed efficace è una parte importante della conduzione della ricerca. Lavorare con sicurezza e umanità con i topi e...

L'obiettivo generale del seguente video è familiarizzare lo spettatore con diverse tecniche utilizzate per la contenzione manuale e la somministrazione di composti in topi e ratti. Topi e ratti possono essere contenuti mediante numerose tecniche a una o due mani o con l'uso di dispositivi di contenimento in plastica. Le tecniche per la somministrazione di composti includono la via intraperitoneale, sottocutanea, intravascolare e intradermica. Nel video vengono inoltre dimostrati i metodi di iniezione, nonché la somministrazione per gavaggio orale e per via intranasale.Imparare a gestire gli animali con sicurezza, delicatezza e sicurezza costituisce una parte importante della ricerca in vivo. Gli animali devono sempre essere manipolati in modo da garantire la sicurezza sia dell'animale che del ricercatore. In generale, le persone alle prime armi con questi metodi potrebbero incontrare difficoltà, poiché è necessario del tempo per acquisire dimestichezza nel lavoro con i roditori.I roditori possono anche intimidire o spaventare le persone nuove al lavoro con questi animali. La dimostrazione visiva delle tecniche di somministrazione della dose e di contenimento è fondamentale sia per una corretta somministrazione del composto sia per prevenire stress o lesioni all'animale e a chi lo trattiene. I topi possono essere contenuti manualmente utilizzando una tecnica a una o a due mani.Il primo passo di entrambi i metodi consiste nel sollevare delicatamente il topo alla base della coda e appoggiarlo sulla griglia del coperchio della gabbia, o su una superficie ruvida simile. Per la tecnica con una mano, inserire la base della coda tra il terzo e il quarto dito, tirando delicatamente la coda verso l'indietro. Ciò farà sì che il topo afferrì la superficie e si spinga in avanti.Successivamente, afferrare saldamente il topo per la nuca con la stessa mano che tiene la coda. Afferrare con l'indice e il pollice vicino alla base della testa ed estendere la presa lungo la schiena includendo il medio e l'anulare.Assicurarsi di applicare una pressione sufficiente sulla pelle intorno al collo per impedire al topo di girarsi o contorcersi, ma non così intensa da ostacolarne la respirazione. La tecnica a due mani è simile, con la differenza che mentre una mano tira delicatamente la coda, l'altra afferra rapidamente e saldamente il topo per la nuca, tenendo la coda in una mano e la nuca nell'altra. Sollevare il topo e infilare la base della coda tra il palmo e il terzo o quarto dito della mano che tiene la nuca.Come in precedenza, assicurarsi che la presa sia salda, ma che consenta comunque all'animale di respirare. L'afferramento del collare nei ratti viene generalmente eseguito con entrambe le mani. Prima di tutto, rimuovere il ratto dalla sua gabbia e posizionarlo su una superficie ruvida.Successivamente, afferrare il ratto per la coda con la mano non dominante e tirare. Delicatamente verso l'alto, tenere saldamente la coda con una mano e avvicinarsi alla nuca del ratto da dietro con l'altra. Applicare una pressione delicata sulla parte posteriore del ratto mentre ci si sposta verso le scapole.E infine, afferrare la pelle del collo tra le dita e il palmo della mano. I ratti possono emettere vocalizzazioni quando vengono trattenuti in questo modo. Quando si utilizza una presa sopra la spalla, afferrare il ratto per la coda con la mano dominante e tirare delicatamente all'indietro.Successivamente, posizionare la mano non dominante sulla schiena del ratto avvicinandosi da dietro. Afferrare il ratto intorno al torace con l'anulare, il mignolo e il pollice. La testa del ratto deve trovarsi tra l'indice e il medio.Un altro metodo di contenimento è la presa sotto le spalle. Afferrare la coda con la mano dominante come mostrato in precedenza e posizionare la mano non dominante sulla schiena del ratto, avvicinandosi da dietro. Successivamente, afferrare il ratto intorno al torace proprio sotto le scapole.Gli avambracci del ratto devono essere spinti delicatamente verso l'alto con il pollice e l'indice. Gli avambracci devono incrociarsi sotto il mento del ratto, impedendogli di mordere. Il ratto può essere tenuto in questo modo con una sola mano, a condizione che il corpo sia stabilizzato contro l'operatore.Un pezzo di plastica sottile a forma di cono flessibile, chiamato cono de capic, può essere utilizzato anche per immobilizzare l'animale. Spingere l'animale in avanti finché il suo naso non sporge dal foro all'estremità del dec Capone; quindi tenere chiusa la borsa intorno alla coda oppure utilizzare un elastico o un filo di ferro per fissare l'animale in posizione. Una volta immobilizzato, è possibile somministrare iniezioni attraverso il materiale plastico; un contenitore rigido in plastica è utile quando è necessario accedere alla coda.Inserire il ratto come descritto dal produttore del dispositivo. Con questo tipo di contenitore, il ratto viene delicatamente tirato all'indietro per la coda. Posizionare la chiusura sulla parte anteriore del dispositivo e regolarla per limitare i movimenti dell'animale.Se gli animali sembrano agitati, si può utilizzare un asciugamano come mezzo di contenimento; l'oscurità e il contenimento delicato forniti dall'asciugamano possono tranquillizzare un ratto irrequieto. Posizionare l'asciugamano delicatamente sopra il ratto, quindi afferrare con cura il corpo dell'animale. Avvolgere l'asciugamano intorno al ratto, facendo attenzione a non coprirne il naso.Spostare l'asciugamano in modo da esporre la parte del corpo destinata all'iniezione. Prima di eseguire una qualsiasi delle seguenti tecniche di somministrazione, è utile esercitarsi nella manipolazione della siringa. Idealmente, una mano dovrà manovrare la siringa mentre l'altra immobilizza l'animale; gli aghi vanno inseriti preferibilmente con il bisello rivolto verso l'alto, specialmente per le iniezioni endovenose.Gli aghi di calibro sottile si danneggiano facilmente durante l'inserimento nei tappi dei flaconi. Utilizzare un calibro più grande per prelevare i materiali e successivamente sostituirlo con uno di calibro più piccolo per l'iniezione. L'amministrazione intranasale viene impiegata per alcuni tipi di agenti infettivi nei lavori relativi a allergie e asma, e in alcuni studi che coinvolgono i polmoni.L'amministrazione intranasale non richiede anestesia né intervento chirurgico, a differenza dell'installazione intratracheale. Per l'amministrazione intranasale, immobilizzare l'animale come descritto in precedenza e, utilizzando una siringa o una pipetta, applicare una piccola quantità del materiale da inalare sulle narici dell'animale. Osservare che il materiale penetri nelle narici e ripetere l'operazione se necessario.I composti vengono somministrati per via intramuscolare se richiedono un assorbimento rapido e possono essere inoculati in volumi molto ridotti. Per le iniezioni intramuscolari potrebbero essere necessarie due persone per immobilizzare l'animale, poiché una delle zampe posteriori deve essere libera e stabilizzata per l'iniezione. Inserire l'ago perpendicolarmente alla cute sopra il muscolo quadricipite o la massa muscolare laterale della coscia dell'animale.Attenzione a non iniettare nella massa muscolare posteriore, poiché si potrebbe danneggiare il nervo sciatico. L'amministrazione intraperitoneale viene scelta quando è necessario somministrare un grande volume di composto ed è accettabile per quanto riguarda la velocità di assorbimento, al fine di avvicinarsi a quella dell'amministrazione orale.Per eseguire un'iniezione intraperitoneale, immobilizzare l'animale e orientare la punta del suo naso verso il pavimento. Per esporre l'addome, individuare la linea mediana dell'animale e mentalmente dividere l'addome in quadranti.Scegliere un sito di iniezione nei quadranti inferiori, in particolare nel quadrante inferiore destro dell'animale. Utilizzare una siringa e un ago di dimensioni adeguate per iniettare il materiale nell'animale. L'amministrazione sottocutanea di una sostanza viene utilizzata quando si desidera un assorbimento lento.I topi e i ratti hanno una grande quantità di pelle lenta, quindi rispetto agli esseri umani è possibile somministrare volumi relativamente più grandi per via sottocutanea. Per le iniezioni sottocutanee, immobilizzare leggermente l'animale come mostrato in precedenza. Afferrare la pelle e sollevarla delicatamente verso l'alto.Creando una tenda con una siringa e un ago di dimensioni adeguate, inserire l'ago a un angolo compreso tra 30 e 45 gradi nella pelle sollevata a tenda ed iniettare il materiale. Un lieve rigonfiamento sotto la pelle è l'indicatore di un'iniezione riuscita. Se gli animali devono essere manipolati regolarmente dopo l'iniezione sottocutanea, non utilizzare la nuca.Invece, utilizzare la cute del dorso del garrese. Se gli animali devono ricevere più iniezioni sottocutanee, alternare i siti di iniezione. La restrizione degli animali durante la somministrazione intradermica può risultare difficoltosa e richiedere l'uso di sedazione chimica. Se si utilizza un anestetico, accertarsi che non interferisca con gli obiettivi della ricerca.Quando si esegue un'iniezione intradermica, rimuovere prima i peli dalla zona di iniezione in modo che la pelle sia chiaramente visibile nel sito dell'iniezione. Inserire un ago di dimensioni adeguate nel derma con un angolo compreso tra 15 e 30 gradi. Non inserire l'ago troppo in profondità.Se eseguita correttamente, l'iniezione dovrebbe incontrare una resistenza. Una piccola vescica, di colore più pallido rispetto alla pelle circostante, sarà visibile se l'iniezione ha avuto successo. Applicare una pressione delicata per prevenire il reflusso del materiale.L'amministrazione intravascolare viene utilizzata per una vasta gamma di composti ed è la via preferita quando il composto può essere formulato in modo adeguato e si desidera un effetto molto rapido. Per un'iniezione intravascolare nella vena caudale laterale, immobilizzare l'animale in un cono per decapitazione o in un contenitore in plastica per roditori. Come dimostrato in precedenza, tenere la coda dell'animale per la punta con la mano non dominante per distenderla e ruotarla. Ruotare di un quarto di giro per posizionare le vene della coda in posizione dorsale.Identificare una delle due vene laterali della coda per l'iniezione, evitando l'arteria ventrale della coda. Avvicinare la porzione distale della coda con l'ago a un angolo compreso tra 15 e 20 gradi ed effettuare l'iniezione del materiale. Un'iniezione riuscita determinerà l'ingresso del materiale nella vena senza resistenza e lo sbiancamento della vena della coda per tutta la durata dell'iniezione.Posizionare l'iniezione più in distale preserva una porzione indenne della vena che può essere utilizzata se il primo tentativo non ha successo. L'amministrazione intragastrica o la gavaggio orale vengono eseguite solo su animali svegli immobilizzati, poiché l'anestesia o la sedazione aumentano il rischio di aspirazione. Composti in fase di valutazione per l'amministrazione orale nell'uomo vengono spesso somministrati in questo modo. Iniziare selezionando un ago per alimentazione orale di dimensioni adeguate.La lunghezza si determina tenendo l'animale immobilizzato in posizione verticale e misurando a partire dall'angolo della bocca. La punta sferica dell'ago per l'alimentazione deve arrivare fino all'ultimo rene dell'animale; immobilizzare l'animale in modo che la testa e il corpo siano in linea verticale retta.Questo permette di raddrizzare l'esofago, facilitando il passaggio dell'ago per l'alimentazione. Inserire la punta sferica dell'ago nella bocca dell'animale, posizionandola sopra la lingua. Una volta che l'ago è in posizione, sollevare delicatamente ago e siringa premendo contro il palato, in modo che il naso dell'animale sia rivolto verso il soffitto.Potrebbe essere necessario deviare leggermente l'ago mentre attraversa la parte posteriore della gola. Qualsiasi tensione sull'ago indica la necessità di aggiustare la posizione; continuare a inserire l'ago fino a raggiungere la distanza prestabilita. L'ago deve avanzare facilmente e l'animale non deve ansimare né soffocare durante la somministrazione della sostanza.Se si avverte resistenza o se l'animale ansima, soffoca o diventa bluastro, interrompere immediatamente ed estrarre l'ago. Una volta acquisite, queste tecniche permetteranno di somministrare dosi in modo sicuro sia a ratti che a topi e di immobilizzarli efficacemente. Durante il tentativo di eseguire queste procedure, è importante ricordare che un animale correttamente immobilizzato rende l'intervento sicuro sia per l'animale che per l'operatore.Non dimenticare che lavorare con animali in ambito scientifico è un privilegio e una responsabilità. Scegliere il metodo di contenimento corretto e le vie di somministrazione appropriate è al contempo buona scienza e buon benessere animale.

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Ipersensibilità di tipo ritardato (DTH) è una reazione infiammatoria mediata da CCR7-memoria T effettrici (TEM) linfociti. Qui mostriamo come attivare antigene-specifiche cellule TEM, inducono DTH adottivi nei ratti Lewis e monitorare la risposta infiammatoria.

Induzione e Monitoraggio adottivi di ipersensibilità ritardata nei ratti

Il nostro protocollo descrive come sezionare la ghiandola mammaria di ratto addominale e come preparare monta ghiandola mammaria intero. Descrive anche come analizzare la morfologia della ghiandola mammaria utilizzando tre end-point (numero di gemme fine terminale, allungamento epiteliali e la differenziazione) e di utilizzare questi risultati per predire il rischio di cancro mammario nei ratti che sono stati esposti a modificazioni...

Cambiamenti nella morfologia della ghiandola mammaria e rischio di cancro al seno in topi

In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

Ovariectomia e la sostituzione successiva di 17β-estradiolo per mezzo di capsule silastic e Nutella per via orale sono dimostrate in ratti e topi.

Sostituzione ovariectomia e 17β-estradiolo in ratti e topi: A dimostrazione visiva

Nel 2001, i ricercatori della UCLA hanno descritto l'isolamento di una popolazione di cellule staminali adulte, chiamate cellule o ASC staminali derivate da tessuto adiposo, dal tessuto adiposo. Questo articolo descrive l'isolamento di ASC da lipoaspirato utilizzando un protocollo digestione enzimatica manuale mediante collagenasi.

Isolamento Manuale di cellule staminali derivate da tessuto adiposo da lipoaspirato umani

Un test qPCR è stato sviluppato per il rilevamento di Escherichia coli O157: H7 mira un marcatore genetico unico, Z3276. La qPCR è stato combinato con propidio monoazide (PMA) Trattamento per il rilevamento di cellule vive. Questo protocollo è stato modificato e adattato ad un formato piastra a 96 pozzetti per maneggevolezza e coerente di numerosi campioni...

Rilevamento dal vivo<em&gt; Escherichia coli</em&gt; O157: H7 Celle di PMA-qPCR

Una struttura per pesci zebra adatta all'allevamento e alla ricerca in vivo è costruita in modo semplice e conveniente. La manutenzione è minima. Questa struttura è ideale per il coinvolgimento degli studenti e la ricerca indipendente.

Costruzione di una build di facile strumento Zebrafish Affordable e

Analisi di espressione del promotore sono cruciali per migliorare la comprensione della regolazione genica e l'espressione di geni bersaglio spatiotemporal. Qui presentiamo un protocollo per identificare, isolare e clonare un promotore di pianta. Ulteriormente, descriviamo la caratterizzazione del nodulo specifico promotore nelle radici pelosi fagiolo comune.

Analisi del promotore di pianta: Identificazione e caratterizzazione di radice nodulo specifico promotore nel fagiolo comune

Impara le tecniche di contenzione manuale e somministrazione di composti in topi e ratti per la ricerca in vivo. Questo metodo garantisce pratiche umane e sicure per il benessere animale.

Contenzione manuale e comuni Itinerari Compound amministrazione in topi e ratti

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