Name: Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
Description: Impara la necroscopia diagnostica nei roditori per la valutazione dello stato di salute utilizzando ratti e topi. Questo metodo permette di raccogliere campioni di organi e linfonodi mesenterici per analisi istopatologiche e microbiologiche.

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1. Preparazione per la necroscopia <ol><li> Parti importanti di un esame post-mortem lordo (al lordo necroscopico) sono la storia dell'animale e la descrizione dei risultati. </li><li> Un patologo veterinario leggendo le diapositive istopatologia potrebbe non aver visto l'animale e conta su di voi per le informazioni di background. </li><li> Descrivere esattamente ciò che vedi prima di eutanasia degli animali. Ad esempio, "topo femmina, uno dei cinque nella gabbia; C57BL/6N, testa inclinata verso destra" o "ratto marrone maschile; ceppo sconosciuto; animale si gratta, non vi è perdita di capelli a chiazze sul dorso, vicino alla coda e testa ". </li><li> Usa chiaro, descrittivo, linguaggio oggettivo. Modificatori come "lieve", "moderata" e "grave" può essere utile se il cut-off tra i livelli siano chiaramente delimitate. Descrivendo le cose in termini di oggetti prodotti alimentari o per uso domestico non è generalmente raccomandato. </li><li> Pesatura e di misurazione degli animali, i risultati, o organi è spesso utile. Un "grande milza" a voi potrebbe essere una milza normale per un altro osservatore. Dire che la milza misure di 3cm x 1,5 centimetri fornisce informazioni più obiettive. </li><li> Photodocumentation può essere prezioso. </li><li> Osservare tutte sanitari pertinenti sul lavoro e dispositivi di protezione individuale necessari per lavorare con gli animali vivi, carcasse potenzialmente infetti, o sostanze chimiche come formalina. </li></ol> 2. Postmortem posizione lorda e l'esame di cuore, polmoni, fegato, reni e milza <ol><li> Raccogliere le forniture necessarie prima di eutanasia dell'animale. Come minimo, ciò dovrebbe includere una scheda dissezione o superficie di lavoro simile, pinze, forbici, le etichette per i contenitori, fissativo, ed ogni altro supporto o tubi di raccolta / cups che possono essere potenzialmente necessari. </li><li> Brevemente valutare le condizioni, il comportamento e il movimento dell'animale. Osservare e registrare modelli di respirazione (per esempio, rapido, poco profondo), così come la capacità ambulatoriale e l'andatura (ad esempio, zoppicando, girando, tremori). </li><li> Eutanasia degli animali secondo le procedure standard presso l'istituto, sempre rispettando le linee guida AVMA. </li><li> Valutare le condizioni del corpo dell'animale per anomalie della pelle e pelo, dimagramento, o disidratazione. Prendere nota di eventuali manipolazioni artificiali, protesi, o cicatrici chirurgiche. </li><li> Esaminare tutti gli orifizi esterni (orecchie, occhi, naso, ano, aperture genitali, e la cavità orale). L'uso di un ambito dissezione è consigliata per una più stretta osservazione. </li><li> Posare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Utilizzando le forbici, incidere la pelle per tutta la lunghezza del ventre dall'ano al mento, riflettendo la pelle e incisione della parete addominale, esponendo il visceri addominali, ghiandole salivari e prepuziale / clitoride e linfonodi cervicali e ascellari. Tagliare la gabbia toracica per esporre ed esaminare i visceri toracici facendo 2 tagli laterali su ogni lato della gabbia toracica, poi uno su, in cima dello sterno, di aprire un ampio spazio sufficiente per esaminare a fondo tutti i lobi dei polmoni. </li><li> Esaminare l'aspetto della struttura muscolo-scheletrico. </li><li> Valutare tutti gli organi per le anomalie. In particolare trovare e identificare il cuore ei polmoni nella cavità toracica. In particolare trovare e identificare il fegato, reni e milza nella cavità addominale. Segnalare eventuali cambiamenti di colore, differenze di dimensioni, e gli organi mancanti o individuato nella posizione errata. Nota la consistenza delle superfici, qualsiasi tessuto aggiuntivi (ad esempio, masse), tasche fluido, o la presenza di liquido nella cavità addominale / toracico. </li><li> Osservare il tratto gastrointestinale per i contenuti, o la mancanza di contenuti, con particolare attenzione per le pareti ispessite, masse, e / o emorragia. Incise i reni (sezione longitudinale sinistra, destra-sezione, sulla linea mediana, ma fuori centro) con una lama di bisturi o un rasoio per verificare parenchima per qualsiasi tipo di anomalia. Controllare il mesentere di linfonodi e / o masse. </li><li> Esaminare il sistema urogenitale, alla ricerca di blocchi, tasche fluido, emorragie o altre anomalie. </li></ol> 3. Raccolta post-mortem di cuore, fegato, reni e milza per istopatologia <ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% formalina tamponata neutra (NBF). Regolare la quantità del 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse o la carcassa ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile ed esporre il tessuto di interesse. </li><li> Rimuovere il tessuto dalla carcassa con pinze e forbici. </li><li> Tessuto devono essere strettamente tagliata per rimuovere il grasso superfluo e del tessuto connettivo. Tessuto deve essere pulito di sangue, l'uso normale (o fisiologico), soluzione salina) per risciacquare, se necessario. Non usare acqua distillata o di rubinetto per risciacquare i tessuti. </li><li> Posizionare il tessuto nel contenitore del 10% NBF. </li></ol><ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% NBF. Regolare il pari al 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse o la carcassa ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Esporre la trachea, cuore e polmoni. </li><li> Usando forbici e pinze togliere la pelle e il muscolo sovrastante le regioni ventrali toraciche e cervicali. </li><li> Usando forbici e pinze, togliere la gabbia toracica di esporre il cuore ei polmoni rendendo 2 tagli laterali su ogni lato della cassa toracica, allora tutto vicino alla clavicola per aprire un ampio spazio sufficiente per esaminare a fondo tutti i lobi dei polmoni. </li><li> Tagliare i muscoli del collo si estende dallo sterno e costole alla mandibola, compresi quelli sovrastanti la trachea. </li><li> Inserire le forbici sotto il bordo anteriore della gabbia toracica ed effettuare 2 tagli, uno per lato, per rimuovere la sezione di osso sovrastante la trachea. </li><li> Afferrare la trachea vicino alla mascella con una pinza e tagliare completamente attraverso la trachea con le forbici posto sopra la pinza </li><li> Premete con delicatezza verso l'alto trachea utilizzando il forcipe, snipping connessioni tessuto ventrale con le forbici fino a quando l'intero insieme dei tessuti del torace (trachea, polmoni e cuore, questo è talvolta chiamato il "coraggio") è stato rimosso dal corpo. </li><li> Posare i polmoni piatta sul piano di lavoro. </li><li> Liberamente legare un pezzo di materiale di sutura o spago da cucina intorno alla trachea facendo attenzione a non tirare. </li><li> Riempire una siringa con fissativo e inserire un ago che è abbastanza piccolo da entrare nella trachea. Per i topi, una siringa da 1 ml o 3 ml con un ago 26 gauge funziona bene. Per i ratti, una siringa da 5 ml con una siringa 18 gauge funziona bene. </li><li> Inserire l'ago nel foro della trachea e utilizzare pinze per tenere la trachea che circonda l'ago. Iniziare lentamente riempiendo i polmoni con fissativo. </li><li> Riempire i polmoni fino a quando completamente gonfio. Non sovra o underinflate. La quantità di fissativo necessario per gonfiare completamente i polmoni varia per età, ceppo, e la salute dell'animale. <ol><li> Over-inflazione viene rilevato da infiltrazioni di liquidi e la formazione di schiuma dal tessuto polmonare. </li><li> Sottogonfiaggio viene rilevata da polmoni appaiono piatti e non completa in tutte le aree. </li></ol></li><li> Rimuovere l'ago dalla trachea. </li><li> Stringere il materiale di sutura o la stringa che circonda la trachea per evitare il riflusso di fuori fissativo dei polmoni. </li><li> Posizionare i polmoni gonfiati in fissativo utilizzando un approssimativo 20:01 fissativo al rapporto dei tessuti. </li></ol> 5. Raccolta post-mortem del cervello <ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% NBF. Regolare il pari al 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito ventrale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Usando forbici e pinze, togliere la pelle e il muscolo sovrastante il calvaria. </li><li> Utilizzando le forbici togliere la testa completamente dalla carcassa. </li><li> Utilizzando forbicine inserire la lama in fondo il foro occipitale, l'apertura dove il cranio si apre nel canale spinale, e mantenendo suggerimenti forbice puntato verso l'alto, iniziare a tagliare direttamente e attraverso la linea mediana del calvaria. </li><li> Utilizzando pinze, riflettono indietro le due metà del calvaria esponendo il cervello. 1. Quando possibile, posizionare il cervello esposto in fissativo mentre ancora nel cranio. In questo modo il tessuto di diventare azienda prima della rimozione dal cranio, se questo è richiesto. Patologi molti preferiscono che le sezioni sono tagliati dal cervello mentre ancora nel cranio. </li><li> Capovolgere delicatamente il cranio in modo che la gravità aiuteranno il tessuto a cadere dal cranio. </li><li> Utilizzando pinze curve, far scorrere con attenzione la pinza lungo il bordo esterno del cervello, e sotto il cervello a partire i lobi olfattivi, che circolano in cervello e verso il cervelletto. Pizzicare delicatamente con le pinze qualsiasi tessuto connettivo o nervi che inibiscono il cervello di cadere dal cranio. </li><li> Posizionare il cervello in fissativo con un rapporto approssimativo 20:01 del tessuto di fissativo. </li></ol> 6. Raccolta post-mortem dei linfonodi mesenterici (MLN) <ol><li> Collezione di tessuti per l'analisi PCR dovrebbe essere fatto utilizzando una tecnica asettica. Fiamma sterilizzati, in autoclave o equivalentemente strumenti sterilizzati devono essere utilizzati. </li><li> Assemblare sterili provette Eppendorf e forbici sterili e pinze. </li><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Con forbici e pinze sterilizzate incidere la parete addominale ventrale dalla zona genitale alla base della gabbia toracica, Eliminando la pelle e muscoli e di esporre l'intestino. </li><li> Il MLN si trovano nella cavità addominale nel tessuto mesenterico lungo il colon, immediatamente adiacente al cieco. </li><li> Per individuare la MLN, in primo luogo individuare il cieco che è il grande, a forma di virgola sezione dell'intestino. I due punti si estende dal cieco e spesso può essere identificato dalla presenza di pellet fecali. Il MLN si trovano nel mesentere lungo il colon adiacente al cieco. Esso può essere identificato come un giallo, grumo ovoidale o sferica piccola parte di tessuto nel tessuto mesenterico bianco ed è spesso leggermente più spessa e più solida nella struttura rispetto al mesentere circostante e grassi. Utilizzare libri di testo di anatomia, se necessario, per l'orientamento. </li><li> Usando tecniche asettiche e strumenti sterili rimuovere la MLN e posto in una provetta Eppendorf etichettato con informazioni di identificazione. </li></ol> 7. Raccolta post-mortem di aspirare respiratorie <ol><li> Montare forniture necessarie - pipetta sterile, forbici e pinze sterili, soluzioni sterili da lavare attraverso le vie respiratorie, e una scheda pulita dissezione o superficie di lavoro simile. </li><li> Posare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale sul tavolo di dissezione. </li><li> Per aspirato bronchiale nei ratti, l'accesso alle vie respiratorie attraverso la trachea. Per aspirare nasali nei ratti, l'accesso sia attraverso la trachea o attraverso il meato nasofaringeo. Per aspirati nasali o bronchiali nei topi, l'accesso alle vie respiratorie attraverso il meato nasofaringeo. </li><li> Se sia aspirati nasali e bronchiali sono necessari, eseguire il aspirato bronchiale prima. Eseguire aspirato nasale con una nuova pipetta sterile. </li><li> Accesso tracheale (metodo consigliato per i ratti): <ol><li> Rispecchiare la pelle di distanza dalla zona cervicale per esporre tessuti sottocutanei. </li><li> Rimuovere le ghiandole salivari e muscolatura cervicale per esporre la trachea. </li><li> Utilizzando strumenti sterili, incidere la trachea per permettere l'accesso al lume. Mantenere l'asepsi durante la raccolta (Vai al punto 7.7). </li></ol></li><li> Meato accesso nasofaringeo (nasale aspirato e aspirato bronchiale, metodo consigliato per i topi a causa delle dimensioni più piccole della trachea): <ol><li> Questa procedura può essere eseguita sia per l'aspirazione nasale e aspirato bronchiale. </li><li> Utilizzando fiamma sterilizzati in autoclave o strumenti, spezzare il temporomandibolare (mascella) comune e riflettono la mandibola dalla mascella, esponendo il meato nasofaringeo. Mantenere l'asepsi durante la raccolta (Vai al punto 7.7). </li></ol></li><li> Disegna circa 1ml di liquido di campionamento in una pipetta sterile. Questo può essere normale soluzione fisiologica, tampone fosfato, o brodo di soia Trypticase. (Vai al punto 7.8 o 7.9, a seconda di quale aspirare si stanno raccogliendo.) </li><li> Aspirato bronchiale: 1. Asetticamente inserire nella pipetta lume tracheale, diretto caudalmente, e iniettare lentamente il liquido di campionamento nei bronchi e dei polmoni. Prelevare il liquido di campionamento dai bronchi e polmoni nella pipetta e rimuovere la pipetta dalla trachea. Non tutti i fluidi tornerà nella pipetta. Ripetere se più fluido è necessario per il test. </li><li> Aspirato nasale: <ol><li> Asetticamente inserire pipetta nel meato nasofaringeo (topi) o lume tracheale (ratti), diretto cranialmente, e iniettare lentamente il liquido di campionamento nella cavità nasale. </li><li> Assicurarsi che la cavità nasale è raggiunto dal contatto del palato nasale con la punta della pipetta, o attraverso l'osservazione di liquido nella cavità costretto, visto come menischi formando al orifizio nasale (narici) o come fluido visibile attraverso il palato traslucido orale. Fluido non deve essere visto uscire attraverso la bocca. Se è così, ri-orientare la pipetta. </li><li> Prelevare il liquido di campionamento dalla cavità nasale nella pipetta e rimuovere la pipetta dalla meato o della trachea. </li></ol></li><li> Trasferire asetticamente campione mezzi appropriati o il contenitore per il test. </li></ol> 8. Rappresentante risultati <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Addominale e gli organi toracici nel topo. Questi organi sono in genere visibili quando un animale è prima apertura (nessuno degli organi sono stati spostati per esporre anche altri organi presenti nella cavità addominale). A) timo, b) il cuore, c), polmoni, d), diaframma, e), del fegato , f), intestino tenue, g) cieco, h), della vescica urinaria. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Addominale e gli organi retroperitoneali nel topo. Se l'intestino e il fegato sono sollevato e spostato (o rimossa), questi organi can essere visto. a), fegato (per riferimento), b) intestino (per riferimento), c), dello stomaco, d), della milza, e) i reni, f), del colon discendente, g) dell'utero. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Organi riproduttivi maschili. Questi possono essere più grandi in grandi, i maschi sessualmente maturi. A), vescicole seminali e delle ghiandole coagulazione, b) testicolo (spinto nella cavità addominale dallo scroto attraverso gli anelli inguinali, che restano aperti in topi e ratti), c), della vescica urinaria, d) le ghiandole prepuziale, e) epididimo. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Organi riproduttivi femminili. A) non-utero gravido (topi e ratti hanno un utero bicorne), b) ovaio, sepolto in un cuscinetto di grasso ovarico, c), della vescica urinaria, d), le ghiandole del clitoride (analoghe alle ghiandole maschili prepuziale) .

<ol><li>AVMA. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22AVMA+Guidelines+on+Euthanasia%22">AVMA Guidelines on Euthanasia</a>. , (2007).</li>
<li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFeldman%2C+DB+%22Necropsy+Guide%3A+Rodents+and+the+rabbit%22">Necropsy Guide: Rodents and the rabbit</a>. , CRC Press. (1988).</li>
<li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKing%2C+JM+%22The+Necropsy+Book%22">The Necropsy Book</a>. , 4th edn, C.L. Davis Foundation. (2006).</li>
<li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Toxicol+Pathol%22%5BJournal%5D)">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li>
<li>Fox, J. G. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKomarek%2C+V+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%22">The Mouse in Biomedical Research</a>. , Elsevier. Vol. 3: Normative biology, husbandry, and models 1-22 (2007).</li>
<li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Toxicol+Pathol%22%5BJournal%5D)">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li>
<li>Popesko, P., Raijtová, V., Horák, J. Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 1st edn, Saunders. vol. 2: Rat, mouse, hamster 91-106 (2002).</li>
<li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Toxicol+Pathol%22%5BJournal%5D)">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li>
</ol>

Gli autori sono tutti i dipendenti del laboratorio di Charles River roditore diagnostica di laboratorio, dove si offrono questi servizi sul mercato.

La raccolta dei dati al termine di uno studio può prescrivere una visita post-mortem degli animali. Descrivono bene ciò che si vede e ricorda di esaminare tutti i tessuti. Queste procedure sono progettati principalmente per ottimizzare l&#39;autopsia e la raccolta dei campioni di sorveglianza delle malattie infettive, ma la maggior parte sono facilmente adattabili alle indagini focalizzate di incidenti sospetto di malattia o epidemie, in cui forse solo un sottoinsieme della procedura possa essere impiegato. Molte delle ...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reagente nome </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti </th></tr><tr><td> Tagliere </td><td> Thermo Electron Corp Cat # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Forbicine </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lame 23mm, 3,5 &quot;di lunghezza, dritto </td></tr><tr><td> Forbici di media </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Forbici di grandi dimensioni </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Pinza-curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, seghettata, leggera curva </td></tr><tr><td> Pinza-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(EWALD) </td></tr><tr><td> Pinza-tessuto Pinze </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Rat dente </td></tr><tr><td> Fiamma sterilizzatore </td><td> Oxford da laboratorio Prodotti </td><td> Bacti-Cinerator # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Diagnosi cancro, Inc. </td><td> Bisturi dito # 60, Cat # FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipette </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipettare 5 3 / 4 &quot;, Cat # 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Sacchetti di autoclave </td><td> Manufacturing Company corretta </td><td> Sterilizzatore Paper Bag Pouches Cat # 021.002 (3.100.923) E09110 </td><td> Per pipette Pasteur </td></tr><tr><td> Pipetta a bulbo </td><td> VWR </td><td> Cat # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tubi </td><td> Sarstedt </td><td> 2 ml microtubo SafeSeal, Rif. # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tubi </td><td> Argos </td><td> Microtubo Cat 5mL # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Siringa </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309602 3 ml-300910-309603 5 ml 10 ml Cat # 309604 Cat 20 mL # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Aghi </td><td> BD </td><td> 26G 18G-309625-305195 </td><td></td></tr><tr><td> Formalina tamponata neutra </td><td> VWR </td><td> 20L NBF 10%, Cat # 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Salino </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline Banca del sangue, Cat # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Trypticase soia brodo </td><td> Becton Dickinson </td><td> TSB: disidratati, Cat # 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Tampone fosfato salino </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA tampone, Cat # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Tazze di formalina </td><td> VWR </td><td> 4 once Cat # 36318-852 36318-860 Cat # 8 once 16 once Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Grandi tazze di formalina </td><td> Oakridge Prodotti </td><td> 32 once Cat # container 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Extra tazza grande formalina </td><td> VWR </td><td> HDPE contenitore multiuso 160 once Cat # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Materiale di sutura </td><td> Henry Schein </td><td> Sutura di seta intrecciata chirurgica, Rif. # 100-5000, M766750 </td><td> Per l&#39;inflazione del mouse polmone </td></tr><tr><td> Spago </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Per l&#39;inflazione ratto del polmone </td></tr></tbody></table>

necroscopia diagnostica e selezionati collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Ci sono diversi tipi di campioni che possono essere raccolte da un animale eutanasia al fine di diagnosticare o scoprire agenti infettivi in ​​una colonia di animali. Corretta riscossione di tessuti per l&#39;ulteriore elaborazione istologica possono influenzare la qualità dei risultati dei test. Questo articolo descrive il comportamento di un esame di base lorda compresa l&#39;identificazione di cuore, fegato, polmoni, reni e milza, e come raccogliere questi organi. Inoltre quattro dei più difficili del tessuto / campione tecniche di raccolta sono dimostrati. La raccolta e la perfusione polmonare può essere particolarmente impegnativo come il tessuto ha bisogno di essere correttamente gonfiato con un fissatore in modo che all&#39;interno del tessuto per fissare adeguatamente e per consentire approfondita valutazione istologica. Questo articolo illustra passo dopo passo la tecnica per rimuovere il polmone e gonfiare con fissativo al fine di ottenere una fissazione ottimale del tessuto entro 24 ore. Raccolta cervello può essere allo stesso modo impegnativo come il tessuto è morbido e facilmente danneggiabili. Questo articolo illustra passo dopo passo la tecnica per esporre e rimuovere il cervello dal cranio, con minimo danno al tessuto. Il linfonodo mesenterico è un tipo di campione buona in cui per rilevare molti agenti infettivi comuni come virus enterici persistono più a lungo nel linfonodo di quanto non siano nelle feci. Questo articolo illustra la procedura passo-passo per l&#39;individuazione e la rimozione asetticamente il nodo mesenterica linfa. Infine, l&#39;identificazione degli agenti infettivi delle vie respiratorie può essere effettuata da coltura batterica o test PCR di nasale e / o bronchiali dei fluidi aspirati prese a necroscopia. Questa procedura descrive raccogliere ed elaborare i campioni respiratori aspirare per la coltura batterica e test PCR.

In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

Esistono molteplici tipi di campioni che possono essere prelevati da un animale eutanasizzato per aiutare a diagnosticare o scoprire agenti infettivi in un animale...

L'obiettivo generale di questa procedura è eseguire una necroscopia di base su un roditore. Questo viene realizzato innanzitutto registrando le informazioni di base sull'animale. Il secondo passaggio della procedura consiste nell'esaminare le viscere.Il terzo passaggio consiste nel raccogliere campioni come organi o linfonodi mesenterici. In definitiva, lo stato di salute di un animale può essere determinato mediante istopatologia o altre tecniche. In generale, le persone alle prime armi nell'esecuzione di una necrospia incontrano difficoltà perché l'anatomia dei roditori viene appresa sul campo.Questi metodi possono aiutare a rispondere a domande fondamentali sulla salute degli animali in un allevamento di ricerca. La dimostrazione visiva di queste tecniche è essenziale, poiché richiede tempo imparare le posizioni dei vari tessuti e come distinguere un tessuto normale da uno anomalo. Prima di eutanasizzare l'animale, raccogliere informazioni sulla sua storia e registrare le sue caratteristiche attuali, come stato fisico, comportamento, sesso, età, peso, ceppo e così via.Questo documento costituisce un'informazione essenziale per la persona che esaminerà i tessuti prima dell'eutana

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Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Questo articolo descrive le diverse procedure di screening per i ratti e topi per rilevare endo o ectoparassiti. Diversi test diagnostici sarà dimostrato, sia quelli adatti per l'uso su animali vivi e di quelli utilizzati dopo l'eutanasia dell'animale. Fotografie per facilitare l'identificazione dei parassiti ratto e nel topo saranno inclusi.

La diagnosi di Ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio

Il video mostra una procedura per quantificare il virus Zika in più organi di topo tramite un test di formazione del fuoco. Il processo prevede l'infezione di monostrati di cellule di mammifero con omogeneizzati di tessuto infettati da virus, seguito dall'uso di metilcellulosa per prevenire la diffusione virale. Successivamente, viene impiegata l'immunocolorazione per consentire una quantificazione e una misurazione precise dell'infettività organo-specifica.

Un test di formazione del fuoco per quantificare i titoli virali negli organi di un topo infetto

Questo video mostra la dissociazione del tessuto cerebrale di ratto congelato in una sospensione a singola cellula utilizzando la digestione enzimatica e la triturazione meccanica. Le cellule preparate vengono fissate e permeabilizzate con etanolo per applicazioni a valle come la citometria a flusso o l'analisi dell'espressione genica.

Ottenere una sospensione unicellulare dal tessuto cerebrale di ratto congelato

Presentiamo qui un protocollo ottimizzato e dettagliato per la doppia immunocolorazione in sezioni di tessuto del sistema nervoso centrale (SNC) e dei linfonodi periferici (LN) di ratto fissate in formalina e incluse in paraffina.

Analisi immunoistochimica nel Sistema Nervoso Centrale e Periferico Rat linfa nodo del tessuto Sezioni

La neurochimica del cervello dei mammiferi è cambiata in molte malattie neurologiche e sistemiche. I profili caratteristici dei metaboliti cerebrali possono essere ottenuti in modo efficiente sulla base di estratti grezzi di tessuto cerebrale. A tal fine, viene impiegata la spettroscopia NMR ad alta risoluzione, che consente un'analisi quantitativa dettagliata delle concentrazioni di metaboliti (metabolomica).

Analisi Metabolomica di cervello di ratto da Alta Risoluzione Spettroscopia di Risonanza Magnetica Nucleare di estratti di tessuto

L'obiettivo di questo protocollo è utilizzare la tecnica di smistamento cellulare attivato dalla fluorescenza (FACS) per ordinare tipi specifici di cellule neurali per la successiva analisi dell'espressione genica specifica del tipo di cellula, dei marcatori epigenetici e/o dell'espressione proteica.

Usando fluorescenza cellulare attivo Ordinamento per esaminare Cell-Type-specifica espressione genica nel cervello di ratto tessuto

L'obiettivo di questo protocollo è quello di dimostrare tecniche di necroscopia sicure in animali piccoli e grandi per ottenere campioni di tessuto soddisfacenti per i test sulla rabbia.

Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

Questo manoscritto introduce un protocollo standardizzato per una nefrectomia 5/6 mediante bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana in un modello di ratto, con l'obiettivo di indurre uno stato di insufficienza renale attraverso la riduzione del parenchima renale con un grande grado di precisione metodica e un basso rischio di errore tecnico.

Nefrectomia 5/6 con bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana nei ratti

Questo studio offre un metodo riproducibile e standardizzato al fine di stabilire modelli di ratto obesi che mostrano obesità semplice, comunemente caratterizzata da pancreas grasso. Include anche protocolli dettagliati per il campionamento del tessuto pancreatico e l'immunoistochimica.

Sviluppo e convalida di una metodologia per stabilire modelli di ratto obesi con pancreas grasso tipico

Utilizzando Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) per sviluppare strumenti diagnostici

Impara la necroscopia diagnostica nei roditori per la valutazione dello stato di salute utilizzando ratti e topi. Questo metodo permette di raccogliere campioni di organi e linfonodi mesenterici per analisi istopatologiche e microbiologiche.

Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

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