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La tecnica del patch-clamp perforato consente di misurare in tempo reale le correnti ioniche associate all'attività dei canali ionici su cellule come il muscolo liscio detrusore, o DSM, cellule della vescica urinaria.
Per iniziare, caricare la sospensione cellulare DSM su una camera di vetro e incubare per consentire l'adesione cellulare. Successivamente, aggiungere una soluzione extracellulare contenente tetraetilammonio e ioni cesio alle cellule aderenti. Questi cationi bloccano i canali del potassio sulla membrana cellulare e inibiscono le correnti di potassio interferenti.
Successivamente, prendere una pipetta patch-clamp lucidata, un sottile tubo di vetro cavo contenente un elettrodo di registrazione collegato a un amplificatore. Riempire la pipetta con una soluzione intracellulare e riempirla con la stessa soluzione ma contenente amfotericina-B, un antibiotico perforante la membrana.
A questo punto, immergere il puntale della pipetta nella soluzione extracellulare contenente le cellule DSM. Dopo aver impostato il potenziale e la corrente a livelli appropriati, far avanzare la punta della pipetta verso la membrana cellulare e contemporaneamente monitorare la resistenza dell'elettrodo.
Un rapido aumento del valore di resistenza indica che la punta della pipetta ha raggiunto la membrana cellulare. A questo punto, applicare un'aspirazione delicata all'elettrodo per formare una tenuta ermetica chiamata giga-seal tra la punta della pipetta e la membrana plasmatica.
Dopo la formazione del sigillo, l'amfotericina si diffonde lentamente nella punta e perfora la membrana, formando pori ionici. Una volta ottenuta la perforazione ottimale, gli ioni si muovono tra le celle e l'elettrodo, generando correnti proporzionali alla funzione del canale ionico.
Pipettare da 0,25 a 1 millilitro di sospensione cellulare in una camera con fondo di vetro posta sul tavolino di un microscopio invertito e incubarla per almeno 45 minuti per consentire alle cellule di aderire. Quindi, rimuovere il DS dal bagno e sostituirlo con una soluzione di E tramite superfusione.
Estrarre più elettrodi patch, lucidare a fuoco le punte degli elettrodi e, se necessario, rivestire le punte con cera dentale. Riempire la punta di un elettrodo patch con la soluzione per pipette senza amfotericina-B immergendo brevemente l'elettrodo nella soluzione. Il successo dell'elettrofisiologia del patch-clamp dipende dalla qualità delle cellule DSM e dalla solubilizzazione dell'amfotericina-B.
Riempire l'elettrodo con la stessa soluzione pipettata contenente amfotericina-B e montare l'elettrodo su un supporto collegato a uno stadio di testa dell'amplificatore patch-clamp. Utilizzare un micromanipolatore per posizionare l'elettrodo appena sotto la superficie della soluzione extracellulare in modo che la punta dell'elettrodo sia appena sommersa.
Quindi, determinare la resistenza dell'elettrodo utilizzando la funzione della finestra di test della membrana del software di acquisizione commerciale e far avanzare l'elettrodo verso la cella di interesse. Quando si tocca la superficie della cella con l'elettrodo, formare una giga-seal applicando una leggera e rapida pressione negativa all'elettrodo tramite un tubo. Ciò si traduce in una pressione negativa sulla punta dell'elettrodo, con conseguente successo della giga-tenuta, come confermato dal test della membrana.
Attendere da 30 a 60 minuti affinché l'amfotericina-B si diffonda lungo la pipetta e venga inserita nella membrana plasmatica, formando pori principalmente selettivi per i cationi monovalenti. Continua a monitorare la giga-seal con la funzione Membrane Test.
Quando la perforazione della patch è ottimale, annullare i transitori di capacità regolando i quadranti per la capacità della cella e la resistenza in serie sull'amplificatore. Una volta osservate le correnti cationiche stabili del passo di tensione, registrare le correnti con il protocollo di instradamento del passo di tensione come descritto nel manoscritto.